Nhận viết luận văn đại học, thạc sĩ trọn gói, chất lượng, LH ZALO=>0909232620 Tham khảo dịch vụ, bảng giá tại: https://vietbaitotnghiep.com/dich-vu-viet-thue-luan-van Download luận văn thạc sĩ ngành sinh học thực nghiệm với đề tài: Sự tăng trưởng in vitro của cây mầm lúa Oryza sativa L. trong điều kiện stress nước, cho các bạn làm luận văn tham khảo

1. BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC SƯ PHẠM TP. HỒ CHÍ MINH
Nguyễn Thị Lương
"SỰ TĂNG TRƯỞNG IN VITRO CỦA CÂY MẦM LÚA
ORYZA SATIVA L. TRONG ĐIỀU KIỆN STRESS NƯỚC"
LUẬN VĂN THẠC SĨ SINH HỌC
Thành phố Hồ Chí Minh – 2013

2. BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO
TRƯỜNG ĐẠI HỌC SƯ PHẠM TP. HỒ CHÍ MINH
Nguyễn Thị Lương
"SỰ TĂNG TRƯỞNG IN VITRO CỦA CÂY MẦM LÚA
ORYZA SATIVA L. TRONG ĐIỀU KIỆN STRESS NƯỚC"
Chuyên ngành: SINH HỌC THỰC NGHIỆM
Mã số: 604230
LUẬN VĂN THẠC SĨ SINH HỌC
NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC:
PGS. TS. BÙI TRANG VIỆT
TS. LÊ THỊ TRUNG
Thành phố Hồ Chí Minh – 2013

3. i
LỜI CẢM ƠN
Để hoàn thành luận văn, em xin tỏ lòng chân thành biết ơn sâu sắc tới:
Thầy PGS. TS. Bùi Trang Việt đã hết lòng hướng dẫn, giảng dạy và đóng
góp ý kiến cho em trong quá trình thực hiện đề tài.
Cô TS. Lê Thị Trung đã giảng dạy, hướng dẫn tận tình trong lí thuyết cũng
như trong thực hành. Đặc biệt cô luôn luôn động viên khích lệ em khi gặp khó khăn
trong công việc cũng như trong cuộc sống.
Cô TS. Dương Thị Bạch Tuyết, cô TS. Nguyễn Thị Mong, thầy TS. Phạm
Văn Ngọt, thầy PGS. TS. Bùi Văn Lệ, thầy TS. Đỗ Minh Sĩ, cô TS. Trần Thanh
Hương đã giảng dạy cho em những kiến thức bổ ích.
Cô ThS. Trịnh Thị Cẩm Tú, cô Hồ Thị Mỹ Linh cùng quý thầy cô trong tập
thể khoa Sinh trường ĐHSP TP. Hồ Chí Minh đã tận tình hướng dẫn và tạo điều
kiện tốt cho em trong phòng thí nghiệm Sinh lí thực vật để em hoàn thành được đề
tài.
Quý thầy cô, cán bộ, nhân viên phòng SĐH trường ĐHSP TP. Hồ Chí Minh
đã tạo môi trường học tập tốt để tôi hoàn thành khóa học này.
Các anh chị lớp sinh học thực nghiệm khóa 20, 21, 22 trường ĐHSP TP. Hồ
Chí Minh, cùng các em sinh viên ở bộ môn sinh lí thực vật.
BGH, quý thầy cô trong tổ Hóa –Sinh trường THPT Nguyễn Đình Chiểu tỉnh
Bình Dương đã giúp đỡ và tạo điều kiện để tôi có thời gian hoàn thành khóa học
này.
Con xin chân thành cảm ơn bố mẹ và gia đình đã luôn động viên chia sẻ với
con trong quá trình học tập, cũng như những vui buồn trong cuộc sống.
Cuối cùng em xin được gửi lời tri ân đến thầy cô giáo đã dạy dỗ em từ những
ngày đầu cắp sách tới trường cho đến khi hoàn tất chương trình cao học này.

4. ii
MỤC LỤC
Trang phụ bìa
Lời cảm ơn ...................................................................................................................i
Mục lục........................................................................................................................ii
Các chữ viết tắt............................................................................................................v
Danh mục ảnh ............................................................................................................vi
Danh mục hình ........................................................................................................ viii
Danh mục bảng ..........................................................................................................ix
Lời mở đầu ..................................................................................................................1
Chương 1: TỔNG QUAN TÀI LIỆU......................................................................3
1.1. Khái quát về cây lúa (Oryza sativa L.).............................................................3
1.1.1. Phân loại......................................................................................... 3
1.1.2. Nguồn gốc xuất phát cây lúa trồng................................................... 3
1.1.3. Đặc điểm hình thái và sự sinh trưởng của cây lúa ............................ 4
1.1.4. Đặc điểm sinh lí cây lúa .................................................................. 5
1.1.5. Giá trị kinh tế của lúa...................................................................... 7
1.1.6. Mối quan hệ giữa stress nước với năng suất cây lúa......................... 8
1.1.7. Tình hình sản xuất lúa gạo............................................................... 9
1.2. Sự tăng trưởng in vitro của cây mầm lúa trong điều kiện stress ...................10
1.2.1. Khái niệm nhân giống in vitro ....................................................... 10
1.2.2 Sự tăng trưởng in vitro của cây mầm lúa......................................... 10
1.2.3. Ảnh hưởng của stress nước tới sự tăng trưởng in vitro của cây
mầm lúa ........................................................................................ 11
1.2.4. Sự đáp ứng của cây mầm lúa trong điều kiện stress nước ............... 13
1.2.5. Điều hòa sự sinh trưởng của cây mầm trong điều kiện stress nước ......16
1.2.6. Vai trò của saccharose và mannitol trong nuôi cấy in vitro cây
mầm lúa ........................................................................................ 21

5. iii
Chương 2: VẬT LIỆU – PHƯƠNG PHÁP ..........................................................22
2.1. Vật liệu............................................................................................................22
2.2. Phương pháp ...................................................................................................22
2.2.1. Xác định thời điểm bão hòa nước của hạt lúa................................. 22
2.2.3. Khảo sát sự tăng trưởng cây mầm lúa in vitro ................................ 24
2.2.4. Khảo sát sự tăng trưởng của cây mầm lúa trong môi trường
MS1/2 với các nồng độ đường khác nhau ...................................... 25
2.2.4.1. Với nồng độ saccharose khác nhau..................................................25
2.2.4.2. Với nồng độ mannitol khác nhau....................................................25
2.2.4.3. Với nồng độ đường saccharose và mannitol khác nhau...................26
2.2.5. Theo dõi sự tăng trưởng rễ nhánh cây mầm lúa trên môi trường
MS1/2 bổ sung saccharose riêng rẽ hoặc kết hợp ........................... 26
2.2.6. Xác định thời gian bị stress của cây mầm lúa................................. 26
2.2.7. Xác định trọng lượng tươi, trọng lượng khô của cây mầm lúa trên
các môi trường cảm ứng mannitol 3% kết hợp thời gian bị stress
khác nhau...................................................................................... 27
2.2.8. Xác định cường độ hô hấp của cây mầm lúa trên môi trường
MS1/2 và MS1/2 bổ sung mannitol 3% ở các thời gian bị stress
khác nhau...................................................................................... 27
2.2.9. Xác định hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật nội
sinh của cây mầm lúa .................................................................... 28
2.2.10. Đưa cây in vitro từ hai môi trường MS1/2 và MS1/2 có bổ sung
mannitol 3% đã cảm ứng 48 giờ ra vườn ươm................................ 32
2.2.12. Xử lý thống kê kết quả thu được.................................................. 33
Chương 3: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN .............................................................34
3.1. Kết quả............................................................................................................34
3.1.1. Thời điểm bão hòa nước của hạt lúa .............................................. 34
3.1.2. Sự tăng trưởng cây mầm lúa in vitro............................................. 38

6. iv
3.1.3. Sự tăng trưởng của cây mầm lúa trong môi trường MS1/2 với các
nồng độ đường khác nhau.............................................................. 43
3.1.3.1. Với nồng độ saccharose khác nhau..................................................43
3.1.3.2 Với nồng độ mannitol khác nhau......................................................46
3.1.3.3. Với nồng độ mannitol và saccharose khác nhau..............................52
3.1.4. Sự tăng trưởng rễ nhánh cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 bổ
sung saccharose riêng rẽ hoặc kết hợp ........................................... 55
3.1.5. Thời gian bị stress của cây mầm lúa .............................................. 55
3.1.6. Trọng lượng tươi, trọng lượng khô của cây mầm lúa sau 3 ngày
nuôi cấy trên các môi trường cảm ứng mannitol 3% với thời gian
khác nhau...................................................................................... 57
3.1.7. Cường độ hô hấp của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 và
MS1/2 bổ sung mannitol 3% với các thời gian khác nhau............... 58
3.1.8. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật nội sinh của cây
mầm lúa ........................................................................................ 60
3.1.9. Đưa cây in vitro từ hai môi trường MS1/2 và MS1/2 có bổ sung
mannitol 3% trong 48 giờ ra vườn ươm ......................................... 61
3.2. Thảo luận ........................................................................................................66
Chương 4: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ..................................................................72
4.1. Kết luận...........................................................................................................72
4.2. Đề nghị............................................................................................................72
TÀI LIỆU THAM KHẢO ......................................................................................73

7. v
CÁC CHỮ VIẾT TẮT
AAB : Acid Abscisic
AIA : Acid indol acetic
ATP : Adenosine diphosphate
ĐC : Đối chứng
FAA : Formadehid acol acid
GA : Gibberellin
GA3 : Gibberellic acid
Man : Mannitol
NADP : Nicotinamide adenine dinucleotide phosphate
Sac : Saccharose
TLT : Trọng lượng tươi

8. vi
DANH MỤC ẢNH
Ảnh 2.1. Hạt lúa Nàng Thơm Chợ Đào..................................................................22
Ảnh 3.1. Hạt lúa trước khi ngâm nước...................................................................35
Ảnh 3.2. Cấu trúc phôi lúa cắt dọc trước khi ngâm nước.......................................36
Ảnh 3.3. Hạt lúa sau 5 giờ, khi hạt bão hòa nước ngoài tự nhiên ..........................36
Ảnh 3.4. Hạt lúa sau 5 giờ, khi hạt bão hòa nước trong môi trường MS1/2..........37
Ảnh 3.5. Cấu trúc phôi lúa cắt dọc lúc bão hòa nước (sau 5 giờ ngoài tự nhiên) ..37
Ảnh 3.6. Sự kéo dài của sơ khởi rễ sau khi bão hòa nước sau 5 giờ trong môi
trường MS1/2 ........................................................................................38
Ảnh 3.7. Hạt lúa in vitro sau 1 ngày nuôi cấy trên các môi trường........................40
Ảnh 3.8. Phôi lúa in vitro sau 1 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2 ................40
Ảnh 3.9. Cây lúa in vitro sau 3 ngày nuôi cấy trên các môi trường.......................41
Ảnh 3.10. Cây lúa in vitro sau 5 ngày nuôi cấy trên các môi trường.......................41
Ảnh 3.11. Cây lúa in vitro sau 7 ngày nuôi cấy trên các môi trường......................42
Ảnh 3.12. Mô phân sinh chồi lúa in vitro 1 ngày nuôi cấy trên môi trường
MS1/2 ....................................................................................................42
Ảnh 3.13. Cây mầm lúa in vitro sau 3 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2 có
hoặc không có bổ sung saccharose........................................................44
Ảnh 3.14. Cây mầm lúa in vitro sau 5 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2 có
bổ sung saccharose với nồng độ khác nhau...........................................45
Ảnh 3.15. Cây mầm lúa in vitro sau 7 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2 có
hoặc không có bổ sung saccharose........................................................45
Ảnh 3.16. Cây mầm lúa in vitro 3 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2..............48
Ảnh 3.17. Cây mầm lúa in vitro sau 3 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2 ........48
Ảnh 3.18. Cây mầm lúa in vitro sau 5 ngày trên môi trường MS1/2 có bổ sung
mannitol có nồng độ tăng dần ...............................................................49
Ảnh 3.19. Cấu trúc cắt dọc chồi cây mầm lúa in vitro trong môi trường MS1/2
sau 5 ngày nuôi cấy ...............................................................................50

9. vii
Ảnh 3.20. Sơ khởi rễ nhánh kéo dài của cây mầm lúa in vitro trong môi trường
MS1/2 sau 5 ngày nuôi cấy ...................................................................50
Ảnh 3.21. Cấu trúc cắt dọc chồi cây mầm lúa in vitro trong môi trường MS1/2
có bổ sung mannitol 3% sau 5 ngày nuôi cấy .......................................51
Ảnh 3.22. Cấu trúc cắt dọc chồi của cây mầm lúa in vitro trong môi trường
MS1/2 có bổ sung mannitol 3% sau 5 ngày nuôi cấy ...........................51
Ảnh 3.23. Cây mầm lúa in vitro sau 7 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2 bổ
sung saccharose và mannitol kết hợp với nồng độ khác nhau ..............54
Ảnh 3.24. Cây lúa in vitro được chuyển ra môi trường đất ướt sau 7 ngày.............63
Ảnh 3.25. Cây lúa in vitro được chuyển ra môi trường đất khô sau 7 ngày ............63
Ảnh 3.26. Cây lúa in vitro được chuyển ra môi trường đất ướt sau 7 ngày.............64
Ảnh 3.27. Cây mầm lúa in vitro được chuyển ra môi trường đất khô sau 7 ngày ...64
Ảnh 3.28. Rễ cây lúa trồng ngoài tự nhiên trên môi trường đất khô sau 7 ngày......65

10. viii
DANH MỤC HÌNH
Hình 2.1. Sơ đồ ly trích và xác định hoạt tính tương đương của hormon thực
vật (theo Bùi Trang Việt, 1992; Nguyễn Du Sanh và cs, 2011) ...........31
Hình 3.1. Thời điểm bão hòa nước của hạt lúa .....................................................35
Hình 3.2. Cường độ hô hấp ở trên hai trường MS1/2 và MS1/2 bổ sung
mannitol 3% với các thời gian khác nhau .............................................59

11. ix
DANH MỤC BẢNG
Bảng 3.1. Thời điểm bão hòa nước của hạt lúa .....................................................34
Bảng 3.2. Sự tăng trưởng chiều dài rễ của cây mầm lúa theo thời gian trên
các môi trường MS khác nhau...............................................................39
Bảng 3.3. Sự tăng trưởng chiều dài chồi của cây mầm lúa theo thời gian
trên các môi trường MS khác nhau .......................................................39
Bảng 3.4. Chiều dài rễ của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có nồng
độ saccharose thay đổi...........................................................................43
Bảng 3.5. Chiều dài chồi của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có
nồng độ saccharose thay đổi..................................................................44
Bảng 3.6. Chiều dài rễ của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có bổ
sung nồng độ mannitol với các nồng độ khác nhau ..............................47
Bảng 3.7. Chiều dài chồi của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có bổ
sung nồng độ mannitol khác nhau.........................................................47
Bảng 3.8. Chiều dài rễ của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có sự kết
hợp saccharose và mannitol với nồng độ khác nhau.............................53
Bảng 3.9. Chiều dài chồi của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có sự
kết hợp saccharose và mannitol với nồng độ khác nhau.......................53
Bảng 3.10. Số rễ nhánh và kích thước rễ nhánh của cây mầm lúa trên các
môi trường có hoặc không có bổ sung mannitol và sacharose
với nồng độ khác nhau...........................................................................55
Bảng 3.11. Thời gian bị stress của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 bổ
sung mannitol 3%..................................................................................56
Bảng 3.12. Trọng lượng tươi của cây mầm lúa sau 3 ngày nuôi cấy trên các
môi trường cảm ứng mannitol 3% với các thời gian khác nhau ...........58
Bảng 3.13. Trọng lượng khô của cây mầm lúa sau 3 ngày nuôi cấy trên các
môi trường cảm ứng mannitol 3% với thời gian khác nhau..................58

12. x
Bảng 3.14. Cường độ hô hấp của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 và
MS1/2 bổ sung mannitol 3% với các thời gian khác nhau....................59
Bảng 3.15. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật nội sinh của
cây mầm lúa trong môi trường MS1/2 không hoặc có bổ sung
mannitol ở các thời gian khác nhau.......................................................61
Bảng 3.16. Sự phát triển của cây mầm in vitro từ hai môi trường MS1/2 và
MS1/2 có bổ sung mannitol 3% trong 48 giờ ngoài vườn ươm...........62

13. 1
LỜI MỞ ĐẦU
Lúa gạo là nguồn cung cấp lương thực chính cho hơn 1/3 dân số thế giới và
là cây lương thực số một ở Việt Nam. Với diện tích gieo trồng hàng năm khoảng
7,4 triệu ha, tập trung chủ yếu ở hai vùng đồng bằng Sông Cửu Long (3,8 triệu ha)
và đồng bằng Sông Hồng (1,2 triệu ha) (Lã Tuấn Nghĩa, 2001).
Theo thống kê, khuyến cáo của Liên Hợp Quốc (LHQ), đến năm 2030, dân
số thế giới sẽ tăng lên 8,1 tỉ người và nhu cầu lương thực sẽ tăng 55% so với năm
1998. Cùng với dân số tăng lên, các quốc gia và lãnh thổ sẽ cần thêm nước để phục
vụ cho nhu cầu sinh hoạt, sản xuất nông nghiệp, hoạt động năng lượng và cung cấp
cho các đô thị ngày càng tăng. Hiện có khoảng 70% lượng nước ngọt đang được
khai thác, sử dụng để tưới cây trong nông nghiệp, chiếm một phần lớn tổng lượng
nước khiến cho việc cung cấp nước mặt và nước ngầm ngày càng trở nên căng
thẳng. Vì vậy một trong những vấn đề lớn đặt ra là cần phải tìm cách sản xuất nhiều
lương thực hơn, nhưng đồng thời sử dụng ít nước hơn (Lê Sâm, Nguyễn Đình
Vượng, 2009).
Bên cạnh đó, hiện nay sự mất cân bằng giữa vùng cao và đồng bằng, môi
trường suy thoái đang là mối đe dọa của ngành sản xuất lúa gạo và nền kinh tế của
thế giới nói chung và Việt Nam nói riêng. An ninh lương thực cho người dân vùng
sâu, vùng xa, miền núi vẫn là thách thức lớn. Do đó chính phủ Việt Nam ưu tiên
chương trình xóa đói, giảm nghèo nhằm đạt được các mục tiêu chiến lược Quốc gia
về công bằng xã hội, phát triển bền vững và bình ổn (Lê Quốc Doanh, 2011).
Do tình trạng ấm toàn cầu hiện nay, nên hiệu ứng của nhiệt độ, nồng độ
carbon dioxide và nhu cầu nước cho sự tăng trưởng cây lúa được đặc biệt chú ý, bao
gồm việc thiết lập và cải tiến các mô hình tăng trưởng cho cây lúa liên quan tới sự
thay đổi của các yếu tố này. Thí dụ, để đạt năng suất cao của lúa trong tương lai,
cần có các mô hình về ảnh hưởng của nhiệt độ đêm lẫn ngày đối với hô hấp, nồng
độ carbon dioxide đối với sự mở khí khẩu và quang hợp, hay stress nước do tác
động bởi các quá trình tự nhiên và con người (Cho and Oki, 2012).

14. 2
Đã có rất nhiều công trình nghiên cứu về lúa như nâng cao năng suất, chất
lượng, khả năng chống chịu..., sự tăng dần hàm lượng Proline khi cây lúa bị thiếu
nước, hay xác định gen ESTs liên quan đến việc kháng lại hiện tượng thiếu nước ở
vùng cao (Wang et al, 2007). Vấn đề này cũng đã được thảo luận rất kĩ trong hội
nghị Quốc tế về vấn đề “Salt & Water Stress in Plants” diễn ra vào tháng 6/2012 tại
Trung Quốc.
Với suy nghĩ trên, chúng tôi đã chọn đề tài "Sự tăng trưởng in vitro của
cây mầm lúa Oryza sativa L. trong điều kiện stress nước" nhằm tìm hiểu sự thay
đổi tăng trưởng của cây mầm lúa khi bị stress nước, từ đó, mong muốn tìm ra biện
pháp giúp cây lúa có khả năng thích nghi tốt hơn trong điều kiện khô hạn.

15. 3
Chương 1: TỔNG QUAN TÀI LIỆU
1.1. Khái quát về cây lúa (Oryza sativa L.)
1.1.1. Phân loại
Giới : Plantae
Ngành : Angyospermae
Lớp : Monocotyledones
Bộ : Poales
Họ : Poaceae
Chi : Oryza
Loài : Oryza sativa L.
Loài phụ: indica (loài phụ Ấn Độ), japonica (loài phụ Nhật Bản) và javanica
(Java – tên của một đảo ở Indonesia) (Nguyễn Văn Luật, 2009).
1.1.2. Nguồn gốc xuất phát cây lúa trồng
Chi Oryza Kuth, tổ tiên đã tồn tại từ kỉ phấn trắng, bao gồm các loại lúa dại
và lúa trồng. Vào giữa kỉ này xuất hiện một trong những loại nguyên thủy nhất
thuộc chi Oryza, đó là loại Stretochasta Shrad. Đến cuối kỷ phấn trắng xuất hiện tre
(Bambusa) và loại lúa (Oryza). Một số loại khác xuất hiện muộn hơn vào kỷ thứ ba,
thời kì phát triển mạnh của họ Hòa thảo (Gramineae) (Nguyễn Văn Luật, 2009).
Chi Oryza bao gồm khoảng 20 loài hoang dã, hai loại lúa trồng chính là
Oryza sativa L. có nguồn gốc châu Á, và Oryza glaberrima có nguồn gốc châu Phi
thuộc loài nhị bội 2n = 24 có bộ gen là AA (Khush, 1997). Cây lúa trồng Oryza
sativa được thuần hóa ở châu Á, nên được gọi là lúa trồng châu Á. Cây lúa trồng
Oryza glaberrima được thuần hóa ở châu Phi nên gọi là lúa trồng châu Phi (Nguyễn
Văn Luật, 2009).
Chi Oryza có nguồn gốc trong lục địa Gondwanaland và sau quá trình phân
chia của lục địa, thì nó trở nên phân bố rộng rãi ở vùng nhiệt đới ẩm ướt của châu
Phi, Nam Mỹ, Nam và Đông Nam Á, và Châu Đại Dương. Hai loài canh tác đã có
một tổ tiên chung trong quá khứ xa xôi, song song và độc lập trong quá trình tiến

16. 4
hóa xảy ra ở châu Phi và châu Á. Các loài lúa dại cũng góp phần vào sự khác biệt
của lúa trồng hàng năm. Lúa trồng Oryza sativa châu Á được tiến hóa từ cây lúa dại
hàng năm Oryza nivara (Chang, 1976).
Theo Khush (1997), có 2 loài lúa trồng và 21 loài hoang dã của loài Oryza.
Trong đó loài lúa châu Á được trồng trên toàn thế giới. Ở châu Phi Oryza
glaberrima được trồng với quy mô nhỏ ở Tây Phi. Oryza có thể có nguồn gốc
khoảng 130 triệu năm trước đây trong Gondwanaland và các loài khác nhau đã phân
phối vào châu lục khác nhau. Các loài trồng có nguồn gốc từ một tổ tiên chung với
bộ gen AA. Tổ tiên lâu năm và hàng năm của Oryza sativa là Oryza rufipogon và
Oryza nivara và Oryza glaberrima Oryza longistaminata của Oryza breviligulata
và Oryza glaberrima có thể thuần hóa ở đồng bằng sông Niger. Oryza sativa được
phân thành sáu nhóm trên cơ sở di truyền. Biết đến rộng rãi là Oryza indica tương
ứng với nhóm I và Oryza japonicas nhóm VI. Người ta ước tính có khoảng 120.000
giống lúa tồn tại trong thế giới.
Ở Việt Nam nền văn minh lúa nước đã có từ hơn 4000 năm nay kể từ thời
vua Hùng, đã phát triển suốt chiều sâu của lịch sử và chiều dài của đất nước, từ cao
nguyên Đồng Văn gần biên giới Việt Trung đến bán đảo Cà Mau ở Nam Bộ
(Nguyễn Văn Luật, 2009).
1.1.3. Đặc điểm hình thái và sự sinh trưởng của cây lúa
Osyza sativa là cây sống hằng năm thẳng đứng, bò dài hay sống ngập được
trong nước, có bộ nhiễm sắc thể 2n = 24. Thân dài 0,6-1,5 m, gồm những đoạn gọi
là lóng, hình trụ rỗng. Hai lóng dính nhau tại mắt. Các lóng ở dưới thân thì ngắn,
lóng ở trên thì dài ra (Phạm Hoàng Hộ, 2003).
Cây lúa có kích thước thay đổi từ những cây đột biến thấp chỉ 0,3 đến những
cây lúa nổi cao hơn 7 m. Phần lớn các giống lúa thương mại cao từ 1-2 m. Giống
lúa cổ truyền có lá dài và rũ, đẻ chồi thấp, thân cao (120 - 150 cm) và mảnh khảnh,
12 – 15 bông/ bụi, bông to (Bùi Chí Bửu và Nguyễn Thị Lang, 1995).
Lá phẳng, hình dài, nhọn, đầu ráp trên cả bề mặt lẫn mép lá dài 30-60 cm, bẹ
lã nhẵn, mép ráp, hình mũi máp chẻ đôi. Cụm hoa là chùm thưa thẳng hẹp đầu hơi

17. 5
cong xuống, dài 15-30 cm. Cuống chung lớn, có rãnh ráp. Bông chép hình bầu dục,
thuôn có râu hay không có. Mày thuôn hình mũi mác, nhọn, nguyên hay chia răng ở
đỉnh. Mày hoa khá dài, dai, màu hồng, vàng hay hơi tím có lông mu cứng, rất dài,
thẳng, nhị 6 cánh, bao phấn hình dải. Bầu có vòi nhụy ngắn, hai đầu nhụy có lông
thò ra ngoài bông chét. Quả thuôn, hẹp, bao trong mày hoa, nhiều bột (Võ Văn Chi,
2004 ).
Lúc trưởng thành, cây lúa có một thân chính và một số lượng chồi. Mỗi gốc
lúa được tạo thành từ một loạt các mắt và lóng. Các lóng khác nhau về chiều dài tùy
thuộc vào giống và điều kiện môi trường, nhưng nói chung tăng từ thấp đến phần
trên của thân cây. Mỗi mắt trên mang một chiếc lá và chồi. Số lượng các mắt thay
đổi 13-16 mắt. Theo sự gia tăng nhanh chóng trong mực nước biển, một số giống
lúa nước sâu cũng có thể làm tăng chiều dài lóng lên tới 30 cm. Phiến lá được gắn ở
nút bởi các bẹ lá, bao quanh gốc. Chồi phát triển từ thân cây chính được gọi là chồi
chính. Đây có thể tạo ra chồi thứ cấp, mà có thể lần lượt tạo ra các chồi bên. Có
nhiều yếu tố môi trường cũng ảnh hưởng đến giai đoạn đẻ nhánh bao gồm cả
khoảng cách, ánh sáng, dinh dưỡng và nước (Bogor, 2012).
Về hình thái có thể phân chia: giai đoạn mạ, giai đoạn đẻ nhánh, giai đoạn
làm đòng, giai đoạn làm hạt. Về kĩ thuật lại có thể thêm các giai đoạn nảy mầm, giai
đoạn đẻ nhánh hữu hiệu, giai đoạn tượng đòng, giai đoạn trổ, giai đoạn thụ phấn,
giai đoạn chín sữa, giai đoạn chín hoàn toàn (Nguyễn Văn Luật, 2009).
Theo đánh giá của viện khoa học kĩ thuật nông nghiệp Việt Nam thì có
khoảng 19% giống lúa muộn, 73% lúa lỡ, 6% lúa mùa sớm, nhóm lúa nổi khoảng
gần 3% ( Nguyễn Văn Hoan, 2009).
1.1.4. Đặc điểm sinh lí cây lúa
Cây lúa phát triển mạnh trong khoảng nhiệt độ từ 20 – 300
C. Nhiệt độ trên
400
C hoặc dưới 170
C, cây lúa tăng trưởng chậm lại. Dưới 130
C cây lúa ngừng sinh
trưởng, nếu kéo dài 1 tuần cây lúa có thể chết (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).

18. 6
Lúa là cây có hình thức quang hợp theo chu trình C3, sản phẩm quang hợp tạo ra
đầu tiên là hợp chất có 3 nguyên tử cacbon. Quá trình hô hấp diễn ra cả trong bóng
tối và ngoài ánh sáng ( Isi và cs, 1977).
Cường độ quang hợp thuần của lá lúa thay đổi theo vị trí, hướng lá, tình
trạng dinh dưỡng, nước và giai đoạn sinh trưởng của cây, hàm lượng CO2 trong
không khí và cấu tạo quần thể ruộng lúa. Trong điều kiện ánh sáng bão hòa cường
độ quang hợp thuần vào khoảng 40 – 50 mg CO2/ dm2
/ giờ. Cây lúa bắt đầu quang
hợp được ngay khi cường độ ánh sáng ở 400 lux. Quang hợp gia tăng theo cường độ
ánh sáng và đạt mức cao nhất khi cường độ ánh sáng lên đến 40000 – 60000 lux
(Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Oxi cần thiết cho sự nảy mầm và tăng trưởng của cây mầm. Trong thời gian
này nếu hàm lượng oxi cao sẽ tăng cường độ hô hấp. Ở cây lúa có thể nảy mầm
trong điều kiện không có oxi, tuy nhiên cây mầm yếu và phát triển không bình
thường. Khi CO2 cao hơn 0,03% làm chậm sự nảy mầm nhưng lại tốt cho quang
hợp của cây mầm (Nguyễn Như Khanh, 2002).
Nhiệt độ ban ngày ấm, ban đêm lạnh hạn chế tiêu hao năng lượng do hô hấp,
cây lúa phát triển thuận lợi, tích lũy nhiều chất khô nuôi cây và tích lũy nhiều vật
chất trong hạt, năng suất gia tăng. Gió nhẹ tạo điều kiện khuyếch tán các chất khí
trong ruộng lúa, giúp quá trình quang hợp, hô hấp thuận lợi hơn (Nguyễn Ngọc Đệ,
2009).
Người ta phân biệt hai loại hô hấp: hô hấp sinh trưởng và hô hấp duy trì. Mac
Cri (1970) đã đề nghị công thức sau:
R = k * Pg + c * W
(Hô hấp sinh trưởng) (Hô hấp duy trì)
Trong đó:
R = Hô hấp tổng cộng của toàn cây trong 24 giờ.
K = Hệ số hô hấp sinh trưởng (# 0,25).
Pg = Quang hợp tổng số trong 12 giờ (ban ngày).
C = Hệ số hô hấp duy trì (# 0,015).

19. 7
W = Trọng lượng khô toàn cây (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Khi cây lúa còn non, sinh trưởng mạnh thì hô hấp sinh trưởng là chủ yếu,
trong khi cây lúa càng già thì hô hấp duy trì lại càng chiếm ưu thế. Để tổng hợp ra
1g hạt lúa cần 1,20 (g) chất hữu cơ. Tổng chi phí hô hấp duy trì ước tính khoảng 15
– 25 mg glucose/ g chất khô/ ngày đối với cây lúa. Ngoài hô hấp tối, ở cây lúa còn
có thể xảy ra hiện tượng hô hấp ánh sáng khi cường độ ánh sáng và nhiệt độ môi
trường quá cao. Đây là một hạn chế và có ảnh hưởng xấu đến sinh trưởng của cây
lúa (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Để phát triển, cây lúa cần nhiều loại dưỡng chất. Ba loại dưỡng chất chính
cây lúa cần dùng nhiều là đạm, lân, kali. Đạm là chất tạo hình cây lúa, là thành phần
chủ yếu của protein và chất diệp lục làm cho lá xanh tốt, gia tăng chiều cao cây, số
chồi và kích thước lá. Ở giai đoạn sinh trưởng ban đầu, đạm được tích luỹ chủ yếu
trong thân lá. Lân là chất sinh năng, là thành phần của ATP, NADP... thúc đẩy việc
sử dụng và tổng hợp các chất trong cây. Từ lúc hạt lúa nảy mầm cho đến khi hình
thành lá thứ ba, lân được sử dụng chủ yếu là loại lân dự trữ trong hạt giống. Kali
giúp cho quá trình vận chuyển và tổng hợp cho các chất trong cây, duy trì sức
trương của tế bào, giúp cây cứng cáp, tăng khả năng chống sâu bệnh, chống ngã đổ,
chịu hạn, tăng số hạt chắc trên bông (Nguyễn Văn Luật, 2009).
1.1.5. Giá trị kinh tế của lúa
Lúa, gạo là thành phần quan trọng trong bữa ăn của nhân dân ta, bồi bổ trong
cơ thể và đem lại sự cân bằng cho cơ thể. Hạt thóc đã ngâm cho nảy mầm rồi phơi
khô gọi là cốc nha dùng thay cho mạch nha, giúp cho sự tiêu hóa tốt hơn và là thức
ăn có tinh bột có tác dụng rất tốt cho những người ăn uống kém tiêu, không muốn
ăn, ngoài ra còn chữa các bệnh phụ do thiếu vitamin (Võ Văn Chi, 2004 ).
Gạo là một nguồn lớn chứa carbohydrate phức tạp, chất xơ (gạo nâu), protein
và vitamin. Các lớp cám của gạo lức có chứa protein với các acid amin thiết yếu,
ngoài canxi, phốt pho, kali, chất xơ, vitamin B, vitamin E và dầu tự nhiên. Dầu gạo
chứa ba loại khác nhau chứa chất chống oxy hóa tocopherols và tocotrienols
(tocochromanols) và oryzanols (feruloylsteroltype).

20. 8
Gạo lâu năm dùng trị đau bụng và trị lỵ. Gạo nếp dùng trị các chứng đau
bụng, nôn mửa và tiểu tiện ra chất nhờn (dưỡng trấp). Ở Campuchia, Philippin, nó
được dùng để điều chế thuốc phòng và chữa bệnh thiếu vitamin B. Dầu Cám dùng
trộn với rau để ăn. Rễ và thân rễ của lúa làm thuốc lợi tiểu. Quả thóc chưa bóc vỏ
dùng làm thuốc đắp cho dịu vết thương (Võ Văn Chi, 2004).
Sản phẩm gạo ngoài công dụng nấu cơm còn được dùng để nấu rượu( rượu
Xa kê của Nhật Bản, rượu lúa mới của Việt Nam) và để chế biến tinh bột. Gạo, bột
gạo cùng với tấm, cám, rơm, rạ còn dùng làm thức ăn chăn nuôi, làm nguyên liệu
cho các nghành công nghiệp chế biến (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009)..
Trung bình xay một tấn lúa cho ra khoảng 70 – 100 kg tấm và khoảng 50 –
70 kg cám. Phần lớn nông dân dùng tấm để nuôi gia súc hay xay ra để làm bánh,
bún, rượu. Ngoài ra hiện nay người ta dùng tấm để nấu cơm tấm với giá trị cao.
Cám được dùng để chăn nuôi và sản xuất dầu cám. Một số dầu cám cao cấp còn
được dùng để chế tạo các mỹ phẩm. Trấu của lúa cũng có thể được dùng để sản xuất
điện vì người ta ức tính trong 1 kg trấu có ẩm độ 10% cho ra được 11 MJ so với 29
MJ từ 1 kg than bùn hay 36,3 MJ từ một lít dầu hôi (Nguyễn Văn Ngưu, 2007).
So với lúa mì, gạo có thành phần tinh bột và protein hơi thấp hơn, nhưng
năng lượng tạo ra thì cao hơn do chứa nhiều chất béo hơn. Giả sử một người trung
bình cần 3200 calo mỗi ngày thì một hecta lúa có thể nuôi 2055 người/ngày hay
5,63 người/năm (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Đối với người Việt Nam, lúa gạo không chỉ là lương thực mà còn là một
phần thiết yếu trong đời sống văn hóa, chính trị của xã hội, (Lê Quốc Doanh, 2011).
Xuất khẩu gạo của chúng ta đã đứng hàng thứ hai thế giới chỉ sau Thái Lan. Sản
lượng xuất khẩu gạo năm 2009 là 5,8 triệu tấn đạt kim ngạch 2,6 tỉ USD (Nguyễn
Văn Cường, 2011).
1.1.6. Mối quan hệ giữa stress nước với năng suất cây lúa
Một trong những vấn đề chính của trồng lúa là thiếu nguồn tài nguyên nước,
đặc biệt là trong suốt thời gian lượng mưa thấp ảnh hưởng đến tốc độ tăng trưởng
thực vật ảnh hưởng đến số lượng và sản lượng (Mostajeran và Eichi, 2009). Nó là

21. 9
yếu tố lớn nhất hạn chế cây trồng sản xuất và đang trở thành vấn đề ngày càng
nghiêm trọng ở nhiều khu vực trên thế giới. Theo thống kê, tỷ lệ phần trăm mà hạn
hán ảnh hưởng đến diện tích đất tăng hơn gấp đôi từ năm 1970 đến đầu những năm
2000 (Balch et al, 1996).
Thiếu nước là vấn đề căng thẳng lớn trên toàn thế giới đối với sản xuất cây
trồng, hạn chế năng suất của các loài cây trồng, đặc biệt là trong khu vực nông
nghiệp đất khô (hơn 1,2 tỷ ha) (Chaves et al, 2003). Hạn hán ảnh hưởng đến sự
phát triển của cây lúa ở các giai đoạn khác nhau, hàm lượng nước ảnh hưởng tương
đối và tiềm năng giữ nước ở lá của cây trồng. Khô hạn ở giai đoạn làm đòng và trổ
bông sẽ làm giảm đáng kể năng suất (Biswas và Choudhuri, 1984).
1.1.7. Tình hình sản xuất lúa gạo
Từ năm 2000 trở đi, diện tích trồng lúa trên thế giới có rất nhiều biến động
và có xu hướng giảm dần. Diện tích tập trung chủ yếu ở các nước châu Á. Việt Nam
đứng vào nhóm 20 nước có năng suất cao và vượt trội trong khu vực Đông Nam Á.
Các quốc gia đứng đầu về sản lượng lúa theo thứ tự là Trung Quốc, Ấn Độ,
Indonesia, Bangladesh, Việt Nam, Thái Lan và Myanmar. Trong đó Thái Lan, Việt
Nam là những nước xuất khẩu gạo đứng hàng đầu thế giới (Nguyễn Ngọc Đệ,
2009).
Việt Nam là nước có tiềm năng lớn về cây lúa. Sưu tập tại viện lúa đồng
bằng sông Cửu Long có hơn 1800 mẫu giống và hàng trăm quần thể lúa hoang
(Trần Thị Bích Trinh và cs, 2000). Năm 1982, Việt Nam đã chuyển từ nước phải
nhập khẩu hàng năm sang tự túc được lương thực và xuất khẩu hàng thứ hai thế
giới. Thị trường xuất khẩu gạo của Việt Nam là các quốc gia Đông Nam Á (khoảng
40 – 50%) và các nước châu Phi (khoảng 20 – 30%). Về giá cả, gạo Việt Nam dần
dần được nâng lên tương đương với giá gạo Thái Lan. Vào năm 2005, tổng diện tích
trồng lúa ở Việt Nam đạt 7,3 triệu ha với sản lượng 35,79 triệu tấn, năng suất trung
bình 4,89 tấn/ha. Riêng ở đồng bằng sông Cửu Long, năng suất bình quân cả năm
đã gia tăng từ 2,28 tấn /ha /vụ trong năm 1980 lên 4,8 tấn/ha/vụ năm 2004. Đồng
bằng sông Cửu Long chiếm 53,4% về diện tích trồng lúa và 50,5 về sản lượng lúa

22. 10
gạo của cả nước. Hơn 80% sản lượng gạo xuất khẩu gạo hàng năm là từ đồng bằng
sông Cửu Long (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Thương mại gạo toàn cầu dự kiến sẽ tăng 2,9% mỗi năm từ 2012 đến 2021.
Năm 2021, gạo toàn cầu đạt 45 triệu tấn, tăng 42% so với kỷ lục năm 2007. Các yếu
tố chính cho sự tăng mạnh này là nhờ mở rộng thương mại toàn cầu, dân số tăng
nhanh. Thái Lan và Việt Nam là hai Quốc gia có lượng xuất khẩu gạo lớn nhất thế
giới, chiếm hơn 45% kim ngạch xuất khẩu thế giới và tăng trưởng hơn 50% của thế
giới trong thập kỷ tới. Xuất khẩu của Thái Lan tăng 4,1 triệu tấn, hơn 14 triệu vào
năm 2021. Diện tích trồng lúa và sản lượng dự kiến sẽ tăng ở Thái Lan. Việt Nam
tăng từ 6,5 đến 8,1 triệu tấn (USDA forecasts global rice production, 2012).
1.2. Sự tăng trưởng in vitro của cây mầm lúa trong điều kiện stress
1.2.1. Khái niệm nhân giống in vitro
Công nghệ tế bào hay nhân giống in vitro hay nuôi cấy mô đều là thuật ngữ
mô tả các phương thức nuôi cấy các bộ phận thực vật trong ống nghiệm có chứa
môi trường xác định ở điều kiện vô trùng. Môi trường có các chất dinh dưỡng thích
hợp như muối khoáng, vitamin, các hormone tăng trưởng và đường. Kỹ thuật nuôi
cấy mô cho phép tái sinh chồi hoặc cơ quan (sự phát triển cơ quan) từ các mô như:
thân, lá hoặc rễ (Dương Công Kiên, 2002).
1.2.2 Sự tăng trưởng in vitro của cây mầm lúa
Sự tăng trưởng là sự gia tăng không hoàn nghịch về kích thước (chiều dài,
chiều rộng, diện tích, thể tích) hay trọng lượng (tươi hay khô). Trong cơ thể đa bào
sự tăng trưởng xảy ra nhờ sự phân chia tế bào (sự gia tăng số tế bào) và sự gia tăng
kích thước tế bào (sự kéo dài tế bào) (Bùi Trang Việt, 2000).
Ở lúa, sự tăng trưởng bắt đầu từ khi hạt nảy mầm (rễ nhú ra 1 mm), đến khi
cây lúa bắt đầu phân hoá đòng. Sự nảy mầm của hạt lúa bắt đầu khi hạt nước hút no
nước, trương phồng lên, ẩm độ trong hạt gia tăng, tinh bột trong phôi nhũ bị phân
giải thành những chất đơn giản để cung cấp cho mầm phát triển. Thời gian hút nước
nhanh hay chậm tùy theo hạt giống cũ hay mới, vỏ trấu mỏng hay dày, nhiệt độ

23. 11
nước ngâm cao hay thấp. Hàm lượng nước trong hạt thích hợp cho nảy mầm biến
thiên từ 30 – 40% và nhiệt độ thích hợp là từ 27 – 370
C (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Lúa là cây đơn tử diệp. Khi hạt nảy mầm thì rễ mầm xuất hiện trước, sau đó
đến thân mầm. Rễ mầm là rễ mọc ra đầu tiên khi hạt nảy mầm. Thường mỗi hạt lúa
chỉ có một rễ mầm. Rễ mầm không ăn sâu, ít phân nhánh, chỉ có lông ngắn, thường
dài khoảng 10 - 15 cm, có nhiệm vụ chủ yếu là hút nước cho phôi phát triển và sẽ
chết sau 10 - 15 ngày, lúc cây mạ được 3 - 4 lá. Rễ phụ mọc ra từ các đốt thân, có
nhiều nhánh và lông hút. Tại mỗi mắt có hai vòng rễ, vòng rễ trên to khoẻ, vòng rễ
dưới nhỏ hơn. Rễ lúa là rễ chùm. Thân mầm được bao bởi một lá bao mầm (diệp
tiêu), dài khoảng 1 cm (Nguyễn Ngọc Đệ, 2009).
Kế đó, lá đầu tiên xuất hiện, có cấu tạo như một lá bình thường nhưng chưa
có phiến lá. Lá đầu tiên xuất hiện có cấu tạo giống như một lá bình thường nhưng
chưa có phiến lá, gọi là lá thứ nhất hay lá không hoàn toàn. Sau đó, đến lá thứ hai
có phiến lá nhỏ dài khoảng 2 - 3 cm. Tiếp tục lá thứ ba, thứ tư…Người ta đếm số lá
trên thân để tính tuổi mạ. Cây mạ có bao nhiêu lá là có bấy nhiêu tuổi. Trong giai
đoạn đầu cây lúa ra lá nhanh, trung bình 3 - 4 ngày một lá. Từ lúc nảy mầm đến khi
mạ được 3 - 4 lá, cây mạ chỉ sử dụng chất dinh dưỡng dự trữ trong hạt (Nguyễn Văn
Hoan, 2009).
1.2.3. Ảnh hưởng của stress nước tới sự tăng trưởng in vitro của cây mầm lúa
Stress (sự căng thẳng) được dùng để chỉ các yếu tố ngoại sinh gây ảnh
hưởng bất lợi cho thực vật. Stress cũng được dùng để chỉ toàn bộ các phản ứng của
thực vật (sinh lý, biến dưỡng, tập tính) đối với một tác nhân gây stress. Dưới các
điều kiện thiên nhiên và trồng trọt, thực vật không ngừng chịu các stress. Các tác
nhân gây stress có thể là: thiếu nước, lạnh và đóng băng, nhiệt độ cao, nồng độ
muối cao, thiếu oxygen trong vùng rễ, hay sự ô nhiễm không khí (Bùi Trang Việt,
2002).
Stress ở cây trồng là khái niệm dùng để chỉ sự bắt đầu với hạn chế hoặc với
nồng độ cao của chất nào đó trong quá trình trao đổi chất gây ra thương tật, bệnh
tật, hoặc rối loạn sinh lý ở cây. Stress sẽ làm thay đổi trạng thái cân bằng ở trong

24. 12
cây. Stress biểu hiện hai mặt, có hại cho cây trồng hoặc nếu như cây trồng vượt qua
được thì nó là nhân tố cho quá trình tiến hóa thích nghi (Gaspar et al, 2002).
Stress nước sẽ gây co nguyên sinh, điều này thường xảy ra trong phòng thí
nghiệm, khi mô được ngâm trong các dung dịch ưu trương, hàm lượng nước của tế
bào giảm, tế bào chất trở nên đậm đặc, thể tích nguyên sinh chất và sức trương của
tế bào giảm dần. Khi hiện tượng tiếp diễn, các cầu liên bào gãy, nguyên sinh chất
tách khỏi vách, khoảng trống giữa màng nguyên sinh chất và vách chứa đầy dung
dịch bên ngoài (Bùi Trang Việt, 2000).
Khi bị thiếu nước, các màng tế bào bị thay đổi, chẳng hạn như gia tăng sự
thấm vào và giảm tính bền vững. Quan sát dưới kính hiển vi cho thấy các tế bào bị
mất nước thì màng sẽ bị hư hại, và có sự lắng đọng trầm tích của tế bào chất. Việc
ngăn ngừa sự tích tụ, điều chỉnh quá trình thẩm thấu, như proline và tổng số đường
hòa tan là phương pháp hạn chế tác hại của stress nước (Pirzad et al, 2011).
Hiện nay và trong tương lai, cây lúa sẽ phải thường xuyên tiếp xúc với việc
thâm hụt nước và căng thẳng nhiệt, đặc biệt nhạy cảm nhất ở giai đoạn làm đòng, ra
hoa, ức chế quá trình sinh sản gây ra thiệt hại về năng suất, chất lượng. Điều này là
do áp lực về nước sẽ làm giảm số lượng chất diệp lục, protein, RNA và hoạt động
của catalase, trong khi nó làm tăng sự tích lũy proline và các hoạt động của
protease, RNase và peroxidase (Biswas và Choudhuri, 1984).
Sự thiếu nước làm giảm tốc độ quang hợp, nhưng không rõ bằng sự tăng
trưởng lá, vì quang hợp ít nhạy với sức tăng trưởng so với sự tăng trưởng lá, Stress
nước làm lớp cutin trên bề mặt lá dày lên, góp phần làm giảm sự thoát hơi nước qua
lớp biểu bì. Tuy nhiên sự giảm này không quan trọng vì sự thoát hơi nước qua cutin
chỉ khoảng 5-10% sự thoát hơi nước tổng cộng của lá (Bùi Trang Việt, 2002).
Thâm hụt nước trong cây giống nhạy cảm với áp lực về nước sẽ làm giảm
khả năng thấm của màng tế bào gốc và mất kiểm soát lỗ khí trên lá, giảm dòng chảy
của nước vào lá thông qua rễ, bởi vì khí khổng đóng chậm, mang lại một sự suy
giảm nhanh chóng tiềm năng nước, dẫn đến héo. Lúa (Oryza sativa L.) được xem là
một loài cây trồng nhạy cảm với hạn hán. Tuy nhiên, trong các loài này, có sự khác

25. 13
biệt đáng kể về sự nhạy cảm với áp lực môi trường. Ảnh hưởng của căng thẳng về
nước đến sự tăng trưởng cây mầm đã được chứng tỏ khi dùng polyethylene glycol
(PEG) gây ức chế, áp đặt cho sự thâm hụt nước. Có sự thay đổi hàm lượng protein ở
gốc cây mầm khi có sự hiện diện của PEG 10% (Balch et al, 1996).
Stress nước thường cản trở nước trong mạch mộc. Sự cản này thường do các
lông rễ bị tổn thương và bị tách khỏi các hạt đất khô, hay sự tạo các bọt khí phá vỡ
tính liên tục của các cột nước dưới sức căng. Hiệu ứng cản đặc biệt rõ khi sự thiếu
nước gần điểm héo vĩnh viễn (khi thế nước khoảng -1,5 Mpa). Khi thu nước, áp suất
trương hay áp suất thấp thủy tĩnh dương phát triển trong tế bào. Điều này cần thiết
để làm tăng tính cứng rắn cơ học cho tế bào (nhất là tế bào đang tăng trưởng với
vách chứa hóa lignin), giúp vách kéo dài và tế bào tăng trưởng. Khi mất nước áp
suất thủy tĩnh giảm rất nhanh đến âm, vì nước còn không ép vào vách. Điều này giải
thích vì sao sự tăng trưởng tế bào rất nhạy với stress nước (Bùi Trang Việt, 2002).
Điều này chúng ta có thể thấy rõ qua phương trình thế nước như sau:
Ψ = - π + P
Trong đó: π = RTCs là số dương; dấu trừ trước π cho thấy thế nước giảm khi
tăng π (nồng độ các chất hòa tan tăng, “nồng độ” nước giảm), thế nước tăng khi
giảm π. Thế nước tăng nếu áp suất thủy tĩnh dương trong tế bào phát triển, thế nước
giảm nếu áp suất thủy tĩnh âm trong tế bào phát triển (Bùi Trang Việt, 2002). Sự
thiếu nước và giảm thế nước dẫn tới nhiều thay đổi trong tăng trưởng và phát triển
thực vật, như đóng khí khẩu để giảm sự thoát hơi nước ở lá, tích tụ các chất hòa tan
và điều chỉnh sự thẩm thấu, giúp cây giữ nước và sức trương… Vai trò kiểm soát
của AHK1 (Arabidopsis Histidine Kinase1) đối với mật độ khí khổng và sao mã các
gene đáp ứng-stress (stress-responsive genes) được chứng minh khi cây chống chịu
với thế nước thấp của môi trường nước xung quanh (Kumar et al. 2013).
1.2.4. Sự đáp ứng của cây mầm lúa trong điều kiện stress nước
Khả năng sống sót và cho năng suất trong điều kiện thiếu nước của các giống
khác nhau, tuy nhiên, hiện tượng này phức tạp và có thể do nhiều nguyên nhân. Cơ
nguyên kháng hạn trong mối tương quan với khí hậu, sinh học của đất, điều kiện

26. 14
canh tác có thể di truyền khác nhau và chuyên biệt từng vùng (Võ Tòng Xuân,
1979).
Kết quả áp lực về nước trong việc đóng cửa lỗ khí và giảm tỷ lệ thoát hơi,
giảm tiềm năng nước trong mô thực vật, giảm trong quang hợp và ức chế sự tăng
trưởng, tích lũy abscisic acid (AAB), proline, mannitol, sorbitol, hình thành các gốc
tự do của các hợp chất (ascorbate, glutathione, α-tocopherol ...), tổng hợp protein và
mRNAs. Bên cạnh những phản ứng sinh lý học thực vật cũng trải qua hình thái thay
đổi, như héo… (Yordanov et al, 2003).
Sự héo là phản ứng thông thường của thật vực đáp lại sự khô hạn trong thiên
nhiên, cũng làm giảm thể tích không bào như sự co nguyên sinh. Khi sự thiếu nước
gia tăng, tế bào ít căng phồng (giảm sức trương) và trở nên mềm yếu. Cây sẽ héo
tạm thời (cây phục hồi khi đủ nước) hay vĩnh viễn (nếu sự thiếu nước nghiêm trọng
và kéo dài). Thế nước của tế bào đang héo rất âm, áp suất âm phát triển đáng kể. Do
sức căng bề mặt lớn, nước trong các lỗ nhỏ của vách tế bào không cho khí qua vách,
nguyên sinh chất vẫn tiếp xúc với vách và kéo vách vào trong (Bùi Trang Việt,
2002).
Khi đất khô, thế nước (ψ) của dịch đất giảm mạnh (âm hơn). Thực vật chỉ
thu nước khi ψ của tế bào thấp hơn ψ của dịch đất. Do đó, trong phạm vi nào đó,
thực vật thực hiện sự điều hóa thế nước, bằng cách tích tụ các chất hòa tan trong tế
bào, tăng áp suất thẩm thấu ψ, giảm ψ của tế bào (theo phương trình thế nước) để
hướng dòng nước tế bào (Taiz và Zeiger, 2010).
Khi lá bắt đầu héo vì hạn, khí khổng đóng lại để tránh mất nước. AAB chính
là tín hiệu trong điều kiện mất nước này. Khi có tác động của hạn, tế bào thịt lá
đang bị héo dần sẽ nhanh chóng tổng hợp và tiết ra AAB. Sau đó, AAB lan tỏa sang
tế bào bảo vệ có tính cảm quang của khí khổng và làm tăng nồng độ ion Ca2+
thúc
đẩy quá trình giải phóng ion K+
, Cl-
làm giảm nồng độ các chất điều hòa áp suất
thẩm thấu, giải phóng bớt nước khỏi tế bào và khí khổng đóng lại. Trong trường
hợp này, các gen đặc hiệu được biểu hiện, một loạt các chất được tổng hợp mới
trong tế bào. Nhóm các gen phản ứng với AAB gọi chung tên là RAB.

27. 15
Tính chịu hạn của lúa phụ thuộc vào một số cơ chế, một trong các cơ chế đó
là sự kiểm soát mức độ thoát hơi nước trên bề mặt lá. Các giống lúa nương có xu
hướng làm giảm sự mất nước bằng cách cuộn lá và đóng khí khổng ngay khi độ ẩm
đất giảm. Việc đóng khí khổng được duy trì bằng cách điều chỉnh áp suất thẩm thấu
hoặc các chất hormone rễ. Trong khi đó, ở các giống lúa đồng bằng tuy có bộ rễ
ngắn nhưng lại có khả năng điều chỉnh áp suất thẩm thấu tốt. Các giống lúa này duy
trì sức trương và chuyển hơi nước ở lá xuống tiềm năng nước trong lá thấp. Tuy
nhiên, do không phát triển bộ rễ nên khả năng chịu hạn kém.
Trong điều kiện khắc nghiệt như thế thì cây lúa có nguồn gốc từ giống địa
phương, có khả năng cao hơn trong sự tích lũy chất tan như carbohydrate, proline so
với các dòng mới khác. Do tương quan giữa khả năng chịu hạn và tích lũy chất tan,
nên có thể cho rằng sự tích tụ chất tan là một trong những cơ chế tăng khả năng chịu
hạn ở lúa (Wang et al, 2007).
Tính trạng khô hạn ở cây lúa là do đa gen quy định nên sự biến động rất
phức tạp vì thế các tính trạng này không những chịu ảnh hưởng của gen mà còn
chịu ảnh hưởng của môi trường và các gen phụ (Nguyễn Thị Lang, 2010). Trong
chương trình chọn tạo giống lúa kháng hạn thì những giống thấp lùn lai khoảng 1 m
để có thể trồng dày và chịu hạn tốt, lá ngắn và thẳng để giảm bốc hơi nước và giảm
cháy nắng. Trong điều kiện thiếu nước, cây lúa thường đâm chồi ít hơn (Võ Tòng
Xuân, 1979).
Nước là điều kiện quan trọng cho cây mạ quang hợp và hô hấp. Khi lá no
nước, cường độ quang hợp giảm. Trong điều kiện thiếu nước, khô hạn, hô hấp tăng,
đó là phản ứng tạm thời bình thường của cơ thể với kích thích. Khi giảm dần hàm
lượng nước thì điều đó lại không xảy ra. Thiếu nước kéo dài gây nên sự giảm dần
hô hấp, nhưng chậm hơn so với mức độ giảm quang hợp (Nguyễn Văn Luật, 2009).
Stress nước sẽ làm khí khổng đóng trong thời kì đầu bị hạn để giảm sự thoát hơi
nước, kéo theo sự giảm nồng độ CO2 trong gian bào từ đó giảm cường độ quang
hợp (Chaves et al., 2003).

28. 16
1.2.5. Điều hòa sự sinh trưởng của cây mầm trong điều kiện stress nước
Trong phòng thí nghiệm, khi mô được ngâm trong các dung dịch ưu trương
thì hiện tượng co nguyên sinh thường xảy ra: hàm lượng nước của tế bào giảm, tế
bào chất trở nên đậm đặc, thể tích nguyên sinh chất và sức trương của tế bào giảm
dần. Vì lý do này, sự co nguyên sinh không làm phát sinh áp suất âm (sức căng) có
ý nghĩa trong nguyên sinh chất. Sự co nguyên sinh đôi khi xảy ra trong thiên nhiên
do stress nước hay nồng độ muối quá cao (Bùi Trang Việt, 2002).
Cải thiện khả năng chịu hạn bao gồm cả chương trình nhân giống thông
thường và tạo dòng đột biến. Kỹ thuật xử lí hóa chất và chiếu xạ được tiếp cận để
tạo ra đột biến với số lượng lớn các dòng đột biến về tính trạng chịu hạn. Thay đổi
bộ máy sinh hóa, chẳng hạn như tăng tích tụ của các chất chuyển hóa và tăng enzym
chống oxy hóa được thể hiện rõ ràng trong phản ứng của cây trồng khi thiếu nước.
Khi bị thiếu nước sẽ có sự thoái hóa sắc tố, giảm độ dẫn khí khẩu, giảm nồng độ
CO2 nội bộ và ức chế tăng trưởng (Chaum, 2010).
Nuôi cấy mô và tế bào có thể đóng góp một phần trong việc tạo chọn các
dòng chống chịu các stress môi trường. Trong nuôi cấy mô thì sự cân bằng các chất
điều hoà tăng trưởng thực vật có vai trò quan trọng trong việc sinh tạo cơ quan của
cây. Kết quả nghiên cứu của một số tác giả cho thấy acid abscisic (AAB) là chất có
liên quan đến việc tổng hợp các protein mới (đặc biệt là protein với phân tử lượng
26) xuất hiện ở dòng chịu muối. Mối tương quan giữa AAB, tính chiụ muối và sự
tổng hợp các protein đặc biệt là vấn đề nghiên cứu hết sức lý thú. Các dòng chịu hạn
đã được thông báo, các tác giả đã sử dụng chất gây hạn PEG 4000 hoặc PEG 6000
đưa vào môi trường để gây khô hạn trong các nghiên cứu in vitro ở một số cây họ
đậu, nho, cà chua, dền (Huỳnh Thị Diễm Phúc et al, 2011).
Các chất điều hòa sinh trưởng và phát triển của thực vật là những chất có bản
chất hóa học khác nhau, nhưng đều có tác dụng điều tiết các quá trình sinh trưởng,
phát triển của cây từ lúc tế bào trứng thụ tinh phát triển thành phôi cho đến khi cây
ra hoa kết quả, hình thành cơ quan sinh sản, cơ quan dự trữ và kết thúc chu kỳ sống
của mình. Các hormone thực vật (phytohormone) là những chất hữu cơ có bản chất

29. 17
hóa học rất khác nhau được tổng hợp với một lượng rất nhỏ ở các cơ quan, bộ phận
nhất định của cây và từ đó vận chuyển đến tất cả các cơ quan, các bộ phận khác của
cây để điều tiết các hoạt động sinh lý, các quá trình sinh trưởng, phát triển của cây
và để đảm bảo mối quan hệ hài hòa giữa các cơ quan, bộ phận trong cơ thể (Nguyễn
Đức Lượng và Lê Thị Thủy Tiên, 2006).
• Auxin
Auxin là một chất có nhân, có công thức phân tử là C10H9O2N. Ở nồng độ
cao, auxin kích thích sự tạo mô sẹo từ các tế bào sống nhờ vào chất “histogene”,
(là chất tạo ra nhiều tế bào giống nhau hoàn toàn, các tế bào này tạo nên một “mô
sẹo”). Đây là đặc tính tốt được áp dụng trong nuôi cấy tế bào (Dương Công Kiên,
2002).
Auxin và gibberellin đều kích thích sự kéo dài tế bào, tuy nhiên chỉ có auxin
tác động trên sự kéo dài diệp tiêu và tế bào vùng kéo dài dưới ngọn của thân, khúc
cắt thân cô lập, gibberellin hầu như chỉ hoạt động trên thân nguyên. Sự kéo dài tế
bào rễ cần những nồng độ thấp hơn nhiều so với tế bào thân (Bùi Trang Việt, 2000).
Auxin đóng một vai trò chủ đạo trong sự phát sinh phôi, có vai trò điều hoà
sự nảy mầm của hạt ở mức phân tử. Trong điều kiện thiếu nước, Auxin càng có vai
trò quan trọng trong việc hấp thụ nước của tế bào. Khi nồng độ muối cao Auxin
kích thích sự hấp thụ ion K+
trên thành tế bào. Trong suốt quá trình nảy mầm AIA ở
dạng tự do giảm còn AIA mới được tổng hợp tăng lên để kéo dài rễ mầm và giảm
nhanh khi rễ mầm chui ra khỏi vỏ hạt. Khi cây mạ non phát triển, Auxin lưu thông
từ đỉnh xuống phần dưới các cơ quan với một sự phân cực rõ ràng (Nguyễn Đức
Lượng và Lê Thị Thủy Tiên, 2006).
• Gibberellin
Gibberellin kích thích sự nảy mầm, nảy chồi của các mầm ngủ, của hạt và
củ, do đó nó có tác dụng trong việc phá bỏ trạng thái ngủ nghỉ. Hàm lượng
gibberellin thường tăng lên lúc chồi cây, củ, căn hành hết thời kỳ nghỉ, lúc hạt nảy
mầm (Vũ Văn Vụ et al, 2000). GA nội sinh kích thích hạt nảy mầm kể cả sự phá
ngủ của chồi, động viên chất dự trữ của nội nhũ (Nguyễn Như Khanh, 2002). Trong

30. 18
thời kì nảy mầm, gibberellin kích thích sự tổng hợp của các enzyme amylase và các
enzyme thuỷ phân khác như protease, photphatase... và làm tăng hoạt tính của các
enzyme này, vì vậy mà xúc tiến quá trình phân hủy tinh bột thành đường cũng như
phân hủy các polyme thành monome khác, tạo điều kiện về nguyên liệu và năng
lượng cho quá trình nảy mầm. Trên cơ sở đó, nếu xử lý gibberellin ngoại sinh thì có
thể phá bỏ trạng thái ngủ, nghỉ của hạt, củ, căn hành kể cả trạng thái nghỉ sâu (Vũ
Văn Vụ et al, 2000).
Trong điều kiện hiếu khí gibberellin có vai trò quan trọng trong sự nảy mầm
của hạt lúa. Dưới điều kiện hiếu khí -amylase sản xuất được tăng cường để đáp
ứng gibberellin sản xuất phôi. Nhưng trong điều kiện kị khí thì gibberellin không
cần thiết cho nảy mầm của hạt lúa mà việc sản xuất -amylase trong quá trình nảy
mầm của hạt gạo được cho là đóng một vai trò quan trọng đối với khả năng chịu
thiếu oxy của các loại hạt ngũ cốc (Loreti et al, 2003).
GA khởi động sự nảy mầm của hạt bằng cách tác động đến một trong các
bước: hoạt hóa sinh dưỡng của phôi, làm yếu các lớp nội nhũ cản trở sinh trưởng
bao quanh phôi và động viên chất dự trữ trong nội nhũ. GA hoạt hóa sự hình thành
nhiều enzyme thủy phân, đáng chú ý nhất là α-amylase trong lớp tế bào alơron bao
quanh nội nhũ của hạt ngũ cốc đang nảy mầm (Nguyễn Như Khanh, 2002). Các tế
bào alơron là những tế bào sống không phân chia, có chức năng đặc trưng là hình
thành và giải phóng các enzyme tiêu hóa khối nội nhũ của hạt. Ở đây GA có vai trò
như là chất cảm ứng mở gen của hệ thống tổng hợp protein enzyme thủy phân hoạt
động (Vũ Văn Vụ et al, 2000). Bổ sung GA3 ngoại sinh gây ra một kết quả là tăng
tỷ lệ nảy mầm và sự tăng trưởng cây mầm bằng cách tăng cường sự sẵn có của GA3
nội sinh (Kim et al, 2006). Gibberellin kích thích sự biệt hóa tế bào của mô phân
sinh ngọn chồi. Tuy nhiên nếu ở nồng độ cao sẽ cản sự phân chia tế bào bằng cách
giảm hoạt tính kích thích phân chia tế bào của cytokinin ở mô phân sinh ngọn chồi.
Gibberellin kích thích kéo dài tế bào, cùng với auxin sẽ giúp phân chia tế bào (Pua
và Davey, 2009).

31. 19
• Cytokinin
Tính chất đặc trưng của cytokinin là kích thích sự phân chia tế bào mạnh mẽ.
Vì vậy người ta xem chúng như là các chất hoạt hóa sự phân chia tế bào, nguyên
nhân là do cytokinin hoạt hóa mạnh mẽ quá trình tổng hợp acid nucleic và protein
dẫn đến kích thích sự phân chia tế bào (Vũ Văn Vụ et al, 2000).
Cytokinin ảnh hưởng rõ rệt lên sự hình thành và phân hóa cơ quan của thực
vật, đặc biệt là sự phân hóa chồi. Người ta đã chứng minh rằng sự cân bằng giữa tỷ
lệ auxin (phân hóa rễ) và cytokinin (phân hóa chồi) có ý nghĩa rất quyết định trong
quá trình phát sinh hình thái của mô nuôi cấy in vitro cũng như trên cây nguyên vẹn
(Vũ Văn Vụ et al, 2000). Nếu tỷ lệ auxin cao hơn cytokinin thì kích thích sự ra rễ,
còn tỷ lệ cytokinin cao hơn auxin thì kích thích ra chồi; sự cân bằng giữa hai kiểu
hormone này là một trong những yếu tố kiểm soát sự phát triển (Bùi Trang Việt,
2000).
• Acid abscisic
Một trong những hậu quả đầu tiên của sự thiếu nước trong đất là sự đóng các
khí khổng và sự cản quang hợp. Trong điều kiện này, AAB được vận chuyển theo
hướng ngược với hướng được thấy trong điều kiện quang hợp mạnh. Trong điều
kiện quang hợp bình thường, AAB tích lũy trong diệp lạp (khổng mở); nhưng khi tế
bào thịt lá bắt đầu mất nước, một phần AAB trong tế bào thịt lá được phóng thích
vào apoplast và theo dòng thoát hơi nước tới các tế bào khí khổng để khởi phát sự
đóng khẩu. Sự gia tăng tổng hợp AAB chỉ xảy ra khi khổng đóng, có lẽ để thúc
nhanh hay kéo dài hiệu ứng đóng khổng của AAB (Bùi Trang Việt, 2002).
Ở lúa người ta đã xác định gen RAB 21, được gây ra khi cây lúa bị stress
nước. Gen này mã hóa một protein glycine chỉ có trong các phần phân đoạn của tế
bào chất. Protein này tích lũy trong phôi gạo, lá, rễ và các tế bào mô sẹo có nguồn
gốc từ việc bổ sung NaCl (200 mM) hoặc hormone thực vật acid abscisic (10
microM AAB). Cảm ứng của RAB tích tụ mRNA 21 của AAB là nhanh chóng (ít
hơn 15 phút trong các tế bào bị gây stress) và tổng hợp protein, để đáp ứng với
hormone này.

32. 20
Acid abscisic (10-7
M) làm đóng khí khổng sau vài phút. Khi cây thiếu nước,
hàm lượng acid abscisic trong lá tăng mạnh. Nếu lá tái hấp thu nước, hàm lượng
acid abscisic sẽ trở lại giá trị ban đầu. Nhiều người cho rằng AAB là dấu hiệu của
sự “khô hạn” kích thích sự đóng khí khẩu. Nó được xem như là hormone của
“stress” vì nó được hình thành mạnh để phản ứng với các “stress” hoặc các điều
kiện bất lợi của môi trường như hạn hán, nồng độ muối cao…và làm cho cây biến
đổi để thích ứng với môi trường (Vũ Văn Vụ et al, 2000).
GA và AAB hoạt động cùng lúc với giai đoạn ngủ và giai đoạn nảy mầm.
GA cao làm thúc đẩy nảy mầm khi đã ức chế tổng hợp AAB. Do đó, gỡ ngủ được
đặc trưng bởi sự suy giảm AAB và tăng sinh tổng hợp GA (Finch- savage, 2003).
Trong các cơ quan đang ngủ nghỉ, hàm lượng acid abscisic tăng gấp 10 lần so với
thời kỳ sinh trưởng. Sự ngủ nghỉ kéo dài cho đến khi nào hàm lượng acid abscisic
trong cơ quan ngủ nghỉ giảm đến mức tối thiểu. Do vậy từ trạng thái ngủ nghỉ
chuyển sang trạng thái nảy mầm có sự biến đổi tỷ lệ giữa acid abscisic và
gibberellin ở trong các cơ quan (Jain et al, 1996).
• Ethylene và một số chất làm chậm sinh trưởng
Ethylene kích thích sự kéo dài thân cây mầm, ngược với hiệu ứng cản thông
thường. Khi cây mầm lúa bị ngập nước, sự tăng trưởng lóng gia tăng đột ngột. Điều
này là do khi bị ngập nước cây lúa bị thiếu oxygen, sự tổng hợp ethylene giảm,
nhưng cây lúa chìm trong nước có hàm lượng ethylene cao vì ethylene khuếch tán
rất chậm trong đất ngập nước. Sự rụng lá do stress khô hạn nghiêm trọng là cách
thực vật đáp ứng với ethylene để giảm bề mặt thoát hơi nước (Bùi Trang Việt,
2000).
Các chất làm chậm sinh trưởng là một nhóm chất tổng hợp nhân tạo có bản
chất hoá học khác nhau, được ứng dụng rộng rãi và có hiệu quả trong nông nghiệp.
Chúng có những hoạt tính sinh lí tương tự như ức chế sự sinh trưởng kéo dài, làm
cây thấp, mở rộng phiến lá, xúc tiến sự ra hoa, ảnh hưởng đến sự sinh trưởng của rễ
(Vũ Văn Vụ et al, 2000).

33. 21
Trong quá trình nuôi cấy thì quá trình nảy mầm, sự hình thành rễ, thân, lá…
đều được điều chỉnh bởi hai hay một vài hormone đặc hiệu. Nếu tỉ lệ này nghiêng
về auxin thì rễ hình thành mạnh hơn, ngược lại, chồi hình thành mạnh hơn. Đây là
cơ sở để hình thành cây hoàn chỉnh trong nuôi cấy in vitro. Sự ngủ và nảy mầm
được điều chỉnh bằng tỉ lệ giữa AAB/GA. Tỉ lệ này nghiêng về AAB thì hạt ở trạng
thái ngủ và ngược lại thì sự nảy mầm xảy ra (Vũ Văn Vụ et al, 2000).
1.2.6. Vai trò của saccharose và mannitol trong nuôi cấy in vitro cây mầm lúa
Trong nuôi cấy in vitro, sự sinh trưởng của cây chủ yếu được xác định bởi
các thành phần của môi trường dinh dưỡng. Đường trong môi trường nuôi cấy đã
được coi là nguồn carbon duy nhất cho sự phát triển của tế bào, chồi, cành, và thậm
chí cả cây con. Đường có vai trò trong các con đường trao đổi chất và chuyển đổi
năng lượng cho sự tăng trưởng của tế bào. Trong nuôi cấy mô thực vật, đường như
một nguồn cung cấp carbohydrate để cung cấp một điều kiện nuôi tối ưu cho các tế
bào (Gauchan, 2012).
Nồng độ đường được lựa chọn phụ thuộc vào loại và tuổi của mô cấy. Phôi
non yêu cầu một lượng đường tương đối cao. Đường phổ biến nhất được sử dụng là
saccharose ở nồng độ 2 - 5%. Saccharose được coi như một nguồn carbon chủ yếu
trong nuôi cấy in vitro vì chúng hiển diện phổ biến nhất trong nhựa vỏ cây của
nhiều carbohydrate thực vật (Gauchan, 2012).
Mannitol là một đường 6 cacbon mạch hở, một trong những polyols phổ
biến nhất trong tự nhiên. Một trong những chức năng sinh lý quan trọng của
mannitol là kiểm soát tế bào ở thế nước thấp, hoạt động như trong điều kiện ưu
trương (Iwamoto và Shiraiwa, 2005). Mannitol cũng có thể hoạt động giống một
enzyme chống oxy hóa như superoxide dismutase (SOD), catalase (CAT) và
peroxidase (POX), có hiệu quả tái sinh và bảo tồn nguồn gen (Tenuifolius và
Dianthus, 2009). Mannitol được sử dụng trong phòng thí nghiệm như một phương
tiện để gây khô hạn trong nuôi cấy mô thực vật (Jain et al, 1996).

34. 22
Chương 2: VẬT LIỆU – PHƯƠNG PHÁP
2.1. Vật liệu
* Hạt Lúa Nàng Thơm Chợ Đào (Oryza sativa L.) được cung cấp từ Viện Khoa Học
Kĩ Thuật Nông Nghiệp Miền Nam.
Ảnh 2.1. Hạt lúa Nàng Thơm Chợ Đào
* Vật liệu sinh trắc nghiệm
- Khúc cắt diệp tiêu cây mạ lúa (Oryza sativa L.)72 giờ tuổi
- Trụ hạ diệp cây mầm xà lách (Lactuca sativa L.) 72 giờ tuổi
- Tử diệp cây mầm dưa leo (Cucumis sativa L.) 48 giờ tuổi
2.2. Phương pháp
2.2.1. Xác định thời điểm bão hòa nước của hạt lúa
Mục đích thí nghiệm: Xác định thời điểm bão hòa nước của hạt lúa để từ đó
tiến hành cảm ứng stress nước trên cây mầm lúa.
Phương pháp thí nghiệm: Cân 5 (g) hạt lúa và ngâm nước, cứ sau 1 giờ thì
cân lại khối lượng đến khi nào trọng lượng tươi của hạt lúa không đổi, đó chính là
điểm bão hòa nước.

35. 23
2.2.2. Quan sát giải phẫu hình thái
Các hạt lúa in vitro trong các môi trường nuôi cấy ở điều kiện bình thường
hay xử lí stress được chụp hình mẫu cắt dọc, cắt ngang bằng tay hay máy cắt
microtome, sau đó được nhuộm bằng đỏ carmine – xanh iod và quan sát dưới kính
hiển vi quang học.
• Mẩu được cắt bằng tay
Phương pháp giải phẫu lần lượt qua các bước:
- Mẫu được cắt ngang hay cắt dọc thành từng lát nhỏ 0,5 – 1 mm.
- Tẩy mẫu bằng javel trong 30 phút, sau đó rửa sach mẫu nhiều lần bằng nước
cất, chậm giấy thấm cho hết nước.
- Ngâm mẫu trong acid acetic 20% trong 5 phút, rửa sạch bằng nước cất.
- Nhuộm mẫu bằng phẩm nhuộm hai màu đỏ carmine-xanh iot trong
15 phút, rửa sạch bằng nước cất.
- Quan sát mẫu dưới kính hiển vi quang học.
• Mẫu được cắt bằng máy cắt microtome có kích thước 7 µm
1. Cố định mẫu
Mẫu được cố định ngay trong môi trường FAA (formadehid acol acid) sau 24
giờ, chuyển mẫu vào etanol 700
2. Đúc mẫu
Loại nước bằng cách đặt mẫu lần lượt trong:
- Etanol 700
: 3 lần, mỗi lần 20 phút.
-
Etanol 950
: 3 lần, mỗi lần 20 phút
-
Etanol 1000
: 3 lần, mỗi lần 20 phút
Loại etanol bằng cách đặt mẫu lần lượt trong :
- Butanol 1: 30 phút.
-
Butanol 2: 30 phút.
-
Butanol 3: 30 phút.
-
Butanol 4: 10 giờ hoặc qua đêm.
Loại butanol bằng cách đặt mẫu lần lượt trong paraffin tan ở 560
– 600
c:

36. 24
- Paraffin 1: 1 giờ.
- Paraffin 2: 1 giờ.
- Paraffin 3: 1 giờ.
Đổ paraffin nóng chảy vào khuôn, đặt mẫu vào và đổ đầy paraffin.
3. Cắt và dán mẫu
Mẫu được cắt dọc thành từng lát mỏng 7µm nhờ máy vi phẫu (microtome).
Băng paraffin có chứa mẫu được cắt thành từng đoạn ngắn và được dán lên
lam chứa dung dịch gelatin 1%. Đặt mẫu trên bếp ở nhiệt độ khoảng 350
C.
Mẫu dãn ra dán chặt vào lam. Giữ mẫu trong tủ ấm ở 300
C trong hai ngày để
cho mẫu thật khô.
4. Nhuộm mẫu
Loại paraffin bằng cách đặt mẫu lần lượt trong:
- Methylcyclohexan 1: 10 phút.
- Methylcyclohexan 2: 10 phút.
Rửa mẫu bằng etanol 1000
. Sau đó, đặt mẫu lần lượt trong:
- Etanol 1000
: 5 phút.
-
Etanol 950
: 5 phút.
-
Etanol 700
: 5 phút.
-
Nước cất: 5 phút.
Nhuộm mẫu bằng phẩm nhuộm hai màu đỏ carmine-xanh iod và quan sát
dưới kính hiển vi quang học (Lê Thị Trung, 2003).
2.2.3. Khảo sát sự tăng trưởng cây mầm lúa in vitro
Mục đích thí nghiệm: Tìm môi trường thích hợp với sự phát triển của cây
mầm lúa in vitro.
Phương pháp thí nghiệm: 4 môi trường được sử dụng:
MS, MS1/2 (hàm lượng khoáng đa lượng giảm 1/2), MS1/5 (khoáng đa
lượng giảm 1/5) và MS1/10 (khoáng đa lượng giảm 1/10). Mỗi nghiệm thức gồm 5
ống nghiệm, mỗi ống nghiệm gồm 3 hạt với 3 lần lặp lại.
1 nghiệm thức = 3*5*3 = 45 mẫu.
Lúa được bóc vỏ ở bên ngoài, khử trùng bằng NaOCl 4% trong vòng

37. 25
30 phút, sau đó đưa vào phòng nuôi cấy và rửa sạch bằng nước cất vô trùng 5 – 7
lần.
Điều kiện nuôi cấy: nhiệt độ 25 ± 2 0
C, ánh sáng 2000 ± 200 lux.
Hạt được xem là nảy mầm khi có rễ lú ra khoảng 1 mm. Các chỉ tiêu sinh
trưởng được theo dõi sau 3 ngày, 5 ngày, 7 ngày từ khi cấy mẫu.
- Chiều dài rễ được xác định từ phần gốc rễ cho tới đỉnh rễ.
- Chiều dài chồi được xác định từ phần ngang gốc lên hết đỉnh chồi.
Môi trường số cây mầm tăng trưởng tốt sẽ được chọn để thực hiện các
nghiệm thức tiếp theo.
Tuổi cây mầm được tính từ ngày bắt đấu cấy hạt (ngày 0).
2.2.4. Khảo sát sự tăng trưởng của cây mầm lúa trong môi trường MS1/2 với
các nồng độ đường khác nhau
Trong sự tăng trưởng của cây mầm đường saccharose có vai trò cung cấp
năng lượng trong khi đường mannitol không cung cấp nguồn năng lượng mà sẽ gây
khô hạn trong môi trường nuôi cấy.
2.2.4.1. Với nồng độ saccharose khác nhau
Mục đích thí nghiệm: Xác định nồng độ đường saccharose phù hợp với sự
phát triển của cây mầm lúa in vitro.
Phương pháp thí nghiệm: Từ kết quả ở mục 2.2.3, hạt lúa được cấy trên môi
trường MS1/2 có sự thay đổi nồng độ saccharose lần lượt là 0%, 0,5%, 1%, 1,5%,
2%, 2,5%, 3,0% (MS1/2, đối chứng).
Theo dõi chiều dài rễ và chiều dài chồi (như mục 2.2.3) sau 3 ngày, 5 ngày, 7
ngày nuôi cấy.
2.2.4.2. Với nồng độ mannitol khác nhau
Mục đích thí nghiệm: Xác định nồng độ mannitol thích hợp để cảm ứng
stress trong sự phát triển của cây mầm lúa in vitro.
Phương pháp thí nghiệm: Thay đường saccharose bằng đường mannitol với
các nồng độ lần lượt là 0%, 0,5%, 1%, 1,5%, 2%, 2,5%, 3% trên môi trường MS1/2
(đối chứng).

38. 26
Theo dõi chiều dài rễ và chiều dài chồi (như mục 2.2.3) sau 3 ngày, 5 ngày, 7
ngày nuôi cấy.
2.2.4.3. Với nồng độ đường saccharose và mannitol khác nhau
Mục đích thí nghiệm: Xác định sự tác động đồng thời của hai loại đường lên
sự phát triển của cây mầm lúa in vitro.
Phương pháp thí nghiệm: Mẫu được cấy trên môi trường MS1/2 có bổ sung
cả hai loại đường để kiểm tra ảnh hưởng của đường đến sự tăng trưởng của cây
mầm lúa. Nồng độ đường trong môi trường MS1/2 là 3%, các nghiệm thức được bố
trí sao cho tổng lượng đường trong môi trường là 3%:
Các loại đường Nghiệm thức
Saccharose (%) 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0
Mannitol (%) 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3
Theo dõi chiều dài rễ và chiều dài chồi (như mục 2.2.3) sau 3 ngày, 5 ngày, 7
ngày nuôi cấy.
2.2.5. Theo dõi sự tăng trưởng rễ nhánh cây mầm lúa trên môi trường MS1/2
bổ sung saccharose riêng rẽ hoặc kết hợp
Mục đích thí nghiệm: Xác định khả năng tạo và phát triển của rễ nhánh trên
môi trường bình thường (MS1/2) và môi trường không có đường cũng như trên môi
trường bị stress.
Phương pháp thí nghiệm: 3 môi trường được chọn
- MS1/2 (saccharose 3%, đối chứng)
- MS1/2 loại saccharose + mannitol 3%
- MS1/2 + mannitol 3%
Theo dõi sự phát triển rễ nhánh (số lượng, chiều dài) sau 3 ngày, 5 ngày, 7
ngày nuôi cấy.
Rễ nhánh được tính là những rễ không sinh ra từ vị trí của rễ mầm.
2.2.6. Xác định thời gian bị stress của cây mầm lúa

39. 27
Mục đích thí nghiệm: Xác định thời gian bị stress nước trong sự phát triển
của cây mầm lúa để khi đưa ra môi trường tự nhiên. Sau khi bị stress cây lúa có khả
năng sinh trưởng bình thường, chống chịu tốt hơn.
Phương pháp thí nghiệm:
Các nghiệm thức được bố trí như sau:
MS1/2 (đối chứng)
Mannitol 3% (24 giờ) → MS1/2 : 24 + ĐC
Mannitol 3% (48 giờ) → MS1/2 : 48 + ĐC
Mannitol 3% (72 giờ) → MS1/2 : 72 + ĐC
MS1/2 (24 giờ) → Mannitol 3% : ĐC 24 + Man 3%
MS1/2 (48 giờ) → Mannitol 3% : ĐC 48 + Man 3%
MS1/2 (72 giờ) → Mannitol 3% : ĐC 72 + Man 3%
Chỉ tiêu theo dõi: chiều dài rễ và chiều dài chồi sau 3 ngày từ khi nuôi cấy.
2.2.7. Xác định trọng lượng tươi, trọng lượng khô của cây mầm lúa trên các
môi trường cảm ứng mannitol 3% kết hợp thời gian bị stress khác nhau
Mục đích thí nghiệm: Từ các nghiệm thức của mục 2.2.6, trọng lượng tươi,
trọng lượng khô của cây mầm lúa được theo dõi để thấy được sự tăng trưởng của
cây mầm.
Phương pháp thí nghiệm: Cân khối lượng 30 hạt cho từng nghiệm thức. Sau
3 ngày nuôi cấy, mẫu được lấy ra khỏi ống nghiệm, rửa sạch, thấm khô và cân để
xác định trọng lượng tươi. Trọng lượng khô được xác định bằng cách sấy khô ở
800
C sau 24 giờ, cân lại. Tiếp tục sấy ở 600
C và cân đến khi trọng lượng không đổi.
2.2.8. Xác định cường độ hô hấp của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 và
MS1/2 bổ sung mannitol 3% ở các thời gian bị stress khác nhau
Mục đích thí nghiệm: Xem sự thay đổi cường độ hô hấp của cây mầm lúa khi
bị stress nước với các thời gian khác nhau so với cây không xử lý.
Phương pháp thí nghiệm: Đo cường độ hô hấp của cây mầm lúa ở trên hai
môi trường MS1/2 và MS1/2 bổ sung mannitol 3% theo thời gian: 5 giờ (kết quả
2.2.1 đối chứng), 24 giờ, 48 giờ, 72 giờ bằng máy Warburg ở 250
C ± 20
C, trong
tối.

40. 28
Cân chính xác trọng lượng tươi cây mầm lúa, rửa sạch mẫu nhẹ nhàng và
đựng trong nước cất. Cho vào thân bình Warburg 2 ml nước cất, dùng kẹp cho
mẫu vật vào thân bình. Cho vào trụ giữa 0,5 ml dung dich KOH 20%.
Dùng kẹp cho mảnh giấy lọc đã xếp vào trụ giữa. Thực hiện một bình nhiệt khí áp
kế với 2,5 ml nước cất (không có mẫu vật), thoa vaselin vào mặt trong cổ bình (kể
cả ống nhánh). Gắn bình Warburg vào áp kế, xoay nhẹ nút và bình để chỗ ráp thật
kín. Cột thun quanh các móc để giữ bình không rớt .
Gắn áp kế vào thành máy Warburg, thân bình ngập trong nước, mở khóa chia
ba để áp kế thông với khí quyển.
Cho máy lắc 10 phút (thời gian này cho nhiệt độ không khí trong bình ổn
định với nhiệt độ nước là 250
C. Sau 10 phút, tắt máy lắc, điều chỉnh mực chất lỏng
trong áp kế đến vạch mười. Đóng khóa áp kế để hệ thống bình Warburg và nhánh áp
kế kín, mở máy lắc, ghi thời điểm t1 đồng thời tắt đèn: thí nghiệm đo bắt đầu.
Khi đọc số đo (sau 15 phút): ngưng máy lắc, điều chỉnh chất lỏng trong
nhánh kín của áp kế về vạch 10, đọc mực chất lỏng bên nhánh mở của áp kế. Tính
trị số ∆p bằng số mm chất lỏng chênh lệch giữa 2 áp kế. Tính trị số ∆v ở bình (thể
tích oxy bị mô hấp thụ) qua hệ thức ∆v=k. ∆p, từ đó tính ra cường độ hô hấp của
mỗi thí nghiệm (µl oxygen hấp thu/ g TLT / giờ).
2.2.9. Xác định hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật nội sinh của
cây mầm lúa
Mục đích thí nghiệm: Xác định được hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng
thực vật nội sinh trong cây mầm lúa in vitro ở các thời điểm khác nhau để từ đó có
phương pháp tác động đến cây trong điều kiện stress.
Phương pháp thí nghiệm: Cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 và MS1/2 có
bổ sung mannitol 3% được dùng để đo các chất điều hòa tăng trưởng thực vật sau 5
giờ, 24 giờ, 48 giờ và 72 giờ nuôi cấy.
* Li trích và phân đoạn
Các chất điều hòa tăng trưởng thực vật nội sinh được li trích và phân đoạn
theo Bùi Trang Việt (1992).

41. 29
Nghiền 1 (g) mẫu trong 50 ml methanol 80%, để trong tối, thỉnh thoảng lắc.
Sau 24 giờ, lọc hỗn hợp và thu lấy dịch lọc I. Thêm vào bã 20 ml methanol 80%, lắc
20 phút, lọc thu dịch lọc II. Lặp lại như trên một lần nữa và thu dịch lọc III. Hòa
chung 3 dịch lọc I, II, III, đem cô cạn dưới quạt còn khoảng 1 ml.
Thêm nước cất vào cho đủ 10 ml, dịch nước được chỉnh pH = 2,5 với
dung dịch HCl 1%. Cho hỗn hợp vào bình lóng, thêm 15 ml eter, lắc bình
lóng khoảng 20 phút, để yên và chờ dịch lọc trong bình lóng phân lớp.
Tách riêng dịch nước (lớp dưới) vào và dịch eter (lớp trên). Từ dịch nước thu được,
lặp lại sự lóng tương tự hai lần nữa. Sau quá trình này, thu được dịch eter 1 (chuẩn
bị cho sự sắc ký và sinh trắc nghiệm nhóm chất acid: AIA, AAB và GA3) và dịch
nước.
Dịch nước được chỉnh pH = 7 và tiếp tục lóng eter theo cách tương tự như
trên, sau đó thu dịch eter 2 (dịch để sắc ký và sinh trắc nghiệm zeatin) và nước (bỏ).
Dịch eter 1 và 2 thu từ những lần lóng được cho vào bình lóng (riêng cho
từng phần) thêm 3 ml dung dịch NaHCO3 8%, lắc khoảng 5 phút, để yên hỗn hợp
trong bình lóng sẽ phân thành hai lớp, loại bỏ lớp bên dưới. Tiếp tục lặp lại như vậy
một lần nữa với 3 ml NaHCO3 8%. Mỗi dịch eter thu được từ quá trình này được
cho vào một becher và quạt cạn đến 0,5 ml.
* Sắc ký lớp mỏng:
Dịch trích của các mẫu được chấm trên bản mỏng silicagel 60 F254 (mã số
1.05554, Merck), ở nhiệt độ 30 ± 10
C. Dung môi di chuyển là chloroform: metanol :
acid acetic (tỉ lệ 80 : 15 : 5 theo thể tích). Vị trí hormon tăng trưởng thực vật trên
bản sắc ký được phát hiện nhờ quan sát dưới tia UV ở bước sóng 254 nm.
* Xác định hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật bằng các sinh trắc
nghiệm:
Các chất điều hòa tăng trưởng thực vật được trích từ mẫu ở các thời điểm
khác nhau được xác định tương ứng với các băng trên bản silicagel nhờ giá trị Rf

42. 30
của mỗi chất chuẩn. Chất điều hòa tăng trưởng thực vật nội sinh được cô lập riêng,
cạo lấy các hạt silicagel trên bản sắc ký, ngâm với nước cất 24 giờ để chuẩn bị sinh
trắc nghiệm xác định hoạt tính.
Sinh trắc nghiệm auxin và acid abscisic
Hoạt tính auxin và acid abscisic được xác định nhờ sinh trắc nghiệm diệp
tiêu lúa (Bùi Trang Việt, 1992). Hạt lúa được cho nẩy mầm trong tối, sau 72 giờ
diệp tiêu (chưa bị xé) được cắt thành đoạn dài 2 mm để dùng trong sinh trắc
nghiệm. Mỗi nghiệm thức gồm 10 khúc diệp tiêu. Sự gia tăng chiều dài của diệp
tiêu được đo sau 24 giờ, trong tối, nhiệt độ 30 ± 10
C. Hoạt tính của auxin và acid
abscisic lần lượt tỉ lệ thuận và nghịch với sự sai biệt chiều dài diệp tiêu so với đối
chứng và được tính bằng cách so sánh sai biệt chiều dài của diệp tiêu trong các dịch
trích và các dung dịch AIA 1 mg/l và AAB 1 mg/l.
Sinh trắc nghiệm cytokinin
Hoạt tính cytokinin được đo bằng dịch trích trắc nghiệm tử diệp dưa leo. Hột
dưa leo được ngâm 2 giờ, cho nảy mầm sau 24 giờ và khi rễ mầm nhú ra khoảng
2mm thì tử diệp được cắt ra để dùng trong sinh trắc nghiệm. Mỗi nghiệm thức gồm
5 tử diệp. Hoạt tính cytokinin tỉ lệ thuận với sai biệt trọng lượng tươi của tử diệp so
với đối chứng và được tính bằng cách so sánh với dung dịch zeatin 1 mg/l sau 48
giờ chiếu sáng (2000 ± 200 lux), ở nhiệt độ 30 ± 10
C, ẩm độ 65 ± 5%.
Sinh trắc nghiệm gibberellin
Hoạt tính gibberellin được đo bằng sinh trắc nghiệm trụ hạ diệp cây mầm xà
lách sau 24 giờ cho nảy mầm ở 2000 ± 200 lux, nhiệt độ 30 ± 10
C, ẩm độ 65 ± 5%.
Các hột với rễ mầm nhú ra 1 mm được chọn để dùng trong sinh trắc nghiệm. Mỗi
nghiệm thức gồm 10 cây mầm. Hoạt tính gibberellin tỉ lệ thuận với sự sai biệt chiều
dài trụ hạ diệp so với đối chứng sau 72 giờ xử lý và được tính bằng cách so sánh với
dung dịch GA3 10 mg/l.
Sự ly trích, phân đoạn và sinh trắc nghiệm các chất điều hòa tăng trưởng
thực vật được thực hiện trong ba lần riêng biệt. Hoạt tính chất điều hòa tăng trưởng
thực vật là giá trị trung bình của ba lần lặp lại.

43. 31
Hình 2.1. Sơ đồ ly trích và xác định hoạt tính tương đương của hormone thực vật
(theo Bùi Trang Việt, 1992; Nguyễn Du Sanh và cs, 2011)

44. 32
2.2.10. Đưa cây in vitro từ hai môi trường MS1/2 và MS1/2 có bổ sung mannitol
3% đã cảm ứng 48 giờ ra vườn ươm
Mục đích thí nghiệm: Từ các kết quả đạt được, cây được gây stress trên môi
trường có mannitol 3% với thời gian xử lý 48 giờ được đưa ra trồng ở vườn ươm
nhằm tìm hiểu khả năng thích nghi của cây mầm lúa đã được cảm ứng stress trước
khi đưa ra ngoài tự nhiên.
Phương pháp thí nghiệm: Tiến hành đưa cây in vitro 7 ngày tuổi từ khi cấy ra
khỏi môi trường MS1/2 và MS1/2 có bổ sung mannitol 3% được cảm ứng trong 48
giờ trồng ngoài môi trường tự nhiên tại vườn thí nghiệm thực vật trường Đại học Sư
Phạm Thành phố Hồ Chí Minh.
Tỉ lệ đất như sau:
1 kg đất + 1 kg mùn + 0,5 kg xơ dừa + 0,3 kg phân bò
Đất được phân thành 2 loại: đất được cung cấp đầy đủ nước mỗi ngày và đất
được tưới nước gián đoạn.
- Đất ngập nước được xác định khi trong đất bão hòa nước (đất ướt).
- Đất được tưới nước gián đoạn được xác định sau khi để đất khô 3 ngày, đo
độ ẩm rồi tưới nước trở lại để đất đạt được độ ẩm ban đầu (đất khô).
Độ ẩm đất được xác định bằng % lượng nước có trong đất:
Wt(%) = a/b × 100
Trong đó:
Wt - độ ẩm đất tính theo % trọng lượng
a - lượng nước mất khi sấy ở 1050
C (g)
b - trọng lượng đất khô tuyệt đối (g)
Cách trồng: khoảng cách rộng = dài = 15 cm, mỗi bụi trồng 3 cây
Các chỉ tiêu theo dõi:
- số rễ, chiều dài rễ
- số lá, chiều dài lá
- chiều dài thân
- màu sắc lá

45. 33
2.2.12. Xử lý thống kê kết quả thu được
Số liệu thu được từ các thí nghiệm được xử lý bằng phần mềm SPSS phiên
bản 16.5 cho Window. Sự khác biệt có ý nghĩa ở mức xác xuất 0,05 với các giá trị
được thể hiện bởi các chứ cái khác nhau kèm theo.
- Số lần lặp lại của mỗi nghiệm thức: 3
- Thời gian thực hiện đề tài: 3/2012 -3/2013.
- Địa điểm thực hiện đề tài: Phòng thí nghiệm Sinh lí thực vật trường Đại học
Sư phạm Thành Phố Hồ Chí Minh, phòng thí nghiệm Sinh lí thực vật trường
Đại học Khoa Học Tự Nhiên – Đại học Quốc Gia Thành Phố Hồ Chí Minh.

46. 34
Chương 3: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN
3.1. Kết quả
3.1.1. Thời điểm bão hòa nước của hạt lúa
4 giờ đầu sau khi ngâm, trọng lượng tăng nhanh, sau đó tăng ít dần cho đến
khi trọng lượng không đổi sau 5 giờ. Đó chính là thời điểm bão hòa nước (bảng 3.1,
hình 3.1).
Quan sát hình thái bên ngoài của hạt trước khi ngâm hạt cho thấy phôi và
phôi nhũ nhỏ, hạt cứng (ảnh 3.1). Lát cắt ngang cho thấy có sự hiển diện của sơ
khởi rễ và sơ khởi chồi (ảnh 3.2). Hạt lúa ở thời điểm bão hòa nước ngoài tự nhiên
cũng như trong in vitro đều trương phồng lên, phôi và phôi nhũ lớn hơn (ảnh 3.3,
3.4).
Khi giải phẫu lát cắt ngang cho thấy có sự kéo dài sơ khởi rễ và sơ khởi chồi
(ảnh 3.5), đặc biệt là sự phân chia mạnh của nhóm tế bào sơ khởi rễ ở đầu chóp rễ
(ảnh 3.6).
Bảng 3.1: Thời điểm bão hòa nước của hạt lúa
Thời gian Khối lượng (g)
0 5,00 ± 0,000a
1 5,14 ± 0,007b
2 5,28 ± 0,012c
3 5,39 ± 0,010d
4 5,46 ± 0,009e
5 5,55 ± 0,003f
6 5,57 ± 0,003f
7 5,57 ± 0,005f
Các giá trị trung bình trong cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý
nghĩa ở mức p = 0,05

47. 35
Hình 3.1. Thời điểm bão hòa nước của hạt lúa
Ảnh 3.1. Hạt lúa trước khi ngâm nước

48. 36
Ảnh 3.2. Cấu trúc phôi lúa cắt dọc trước khi ngâm nước
1: sơ khởi rễ, 2: sơ khởi chồi
Ảnh 3.3. Hạt lúa sau 5 giờ, khi hạt bão hòa nước ngoài tự nhiên

49. 37
Ảnh 3.4. Hạt lúa sau 5 giờ, khi hạt bão hòa nước trong môi trường MS1/2
Ảnh 3.5. Cấu trúc phôi lúa cắt dọc lúc bão hòa nước (sau 5 giờ ngoài tự nhiên)
1: sơ khởi rễ, 2: sơ khởi chồi, 3: nhóm tế bào sơ khởi rễ phân chia mạnh

50. 38
Ảnh 3.6. Sự kéo dài của sơ khởi rễ sau khi bão hòa nước sau 5 giờ trong môi trường
MS1/2
Mũi tên chỉ nhóm tế bào sơ khởi rễ đang phân chia mạnh
3.1.2. Sự tăng trưởng cây mầm lúa in vitro
Trong bốn môi trường MS1/2, MS1/5, MS1/10, MS (đối chứng) cho thấy hạt
lúa nảy mầm với tỉ lệ cao hơn trên môi trường MS1/2, chiều dài rễ và chiều dài chồi
phát triển tốt hơn trong các môi trường còn lại (bảng 3.2, 3.3).
Khi quan sát hình thái bên ngoài hạt lúa một ngày tuổi cho thấy hạt lúa trên
môi trường MS1/2 đã có mầm lú ra dài hơn (ảnh 3.7, 3.8). Cây mầm lúa trên môi
trường MS1/2 3 ngày tuổi, 5 ngày và 7 ngày tuổi đều phát triển tốt nhất trên cả hai
chỉ tiêu chiều dài rễ và chiều dài chồi. Môi trường MS cây mầm phát triển chậm
nhất (ảnh 3.9, 3.10, 3.11). Quan sát hình thái giải phẫu ở trên mô phân sinh chồi đã
thấy xuất hiện các sơ khởi lá (ảnh 3.12).
Môi trường MS1/2 được chọn để thực hiện các nghiệm thức tiếp theo.

51. 39
Bảng 3.2. Sự tăng trưởng chiều dài rễ của cây mầm lúa theo thời gian trên các
môi trường MS khác nhau
Nghiệm thức
Chiều dài rễ (cm) theo thời gian
3 ngày 5 ngày 7 ngày
MS1/2 2,70 ± 0,12c
6,58 ± 0,01c
7,35 ± 0,08d
MS1/5 2,27 ± 0,07b
6,05 ± 0,03b
6,89 ± 0,05c
MS1/10 2,13 ± 0,09a
5,80 ± 0,06a
6,58 ± 0,04b
MS (đối chứng) 1,97 ± 0,09a
5,67 ± 0,09a
6,25 ± 0,08a
Các giá trị trung bình trong cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý
nghĩa ở mức p = 0,05
Bảng 3.3. Sự tăng trưởng chiều dài chồi của cây mầm lúa theo thời gian trên
các môi trường MS khác nhau
Nghiệm thức
Chiều dài chồi (cm) theo thời gian
3 ngày 5 ngày 7 ngày
MS1/2 0,93 ± 0,01c
5,71 ± 0,05c
14,67 ± 0,14d
MS1/5 0,87 ± 0,02b
5,47 ± 0,03b
12,70 ± 0,08bc
MS1/10 0,81 ± 0,01a
5,93 ± 0,06b
12,48± 0,04ab
MS (đối chứng) 0,73 ± 0,02a
5,20 ± 0,06a
12,23 ± 0,04a
Các giá trị trung bình trong cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý
nghĩa ở mức p = 0,05

52. 40
Ảnh 3.7. Hạt lúa in vitro sau 1 ngày nuôi cấy trên các môi trường
A: MS1/2, B: MS1/5, C: MS1/10, D: MS
Ảnh 3.8. Phôi lúa in vitro sau 1 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2

53. 41
Ảnh 3.9. Cây lúa in vitro sau 3 ngày nuôi cấy trên các môi trường
A: MS1/2, B: MS1/5, C: MS1/10, D: MS
Ảnh 3.10. Cây lúa in vitro sau 5 ngày nuôi cấy trên các môi trường
A: MS1/2, B: MS1/5, C: MS1/10, D: MS

54. 42
Ảnh 3.11. Cây lúa in vitro sau 7 ngày nuôi cấy trên các môi trường
A: MS1/2, B: MS1/5, C: MS1/10, D: MS
Ảnh 3.12. Mô phân sinh chồi lúa in vitro 1 ngày nuôi cấy trên môi trường MS1/2

55. 43
3.1.3. Sự tăng trưởng của cây mầm lúa trong môi trường MS1/2 với các nồng
độ đường khác nhau
3.1.3.1. Với nồng độ saccharose khác nhau
Sau 3 ngày nuôi cấy đã có sự khác biệt cơ bản giữa các môi trường có nồng
độ saccharose cao (từ 1% tới 3%) so với nồng độ saccharose thấp (< 1% ), chiều dài
rễ cây mầm lúa phát triển mạnh, nhanh hơn chồi (ảnh 3.13). Chiều dài rễ có sự khác
biệt rõ ở môi trường MS1/2 với nồng độ đường thấp dưới 1,5% so với đối chứng
(bảng 3.4). Cây mầm lúa đạt 7 ngày có sự khác biệt rõ ràng từ môi trường có nồng
độ saccharose (< 2%) so với đối chứng (bảng 3.5). Chiều dài chồi tăng nhanh ở
ngày thứ 5 và ngày thứ 7, trong khi đó tốc độ tăng trưởng của rễ từ ngày thứ 5 đến
ngày thứ 7 không đáng kể.
Trên môi trường MS1/2 bổ sung nồng độ saccharose 3% cây mầm phát triển
tốt nhất, môi trường MS1/2 không có sacccharose cây mầm phát triển chậm nhất
(ảnh 3.14, 3.15).
Môi trường MS1/2 có bổ sung saccharose 3% được lựa chọn để thực hiện
các nghiệm thức tiếp theo.
Bảng 3.4. Chiều dài rễ của cây mầm lúa trên môi trường MS1/2 có nồng độ
saccharose thay đổi
Nồng độ
saccharose (%)
Chiều dài rễ (cm) theo thời gian
3 ngày 5 ngày 7 ngày
0 2,43 ± 0,02d
5,03 ± 0,03d
5,77 ± 0,01d
0,5 2,47 ± 0,01c
5,30 ± 0,15c
5,87 ± 0,15d
1 2,53 ± 0,02b
5,60 ± 0,09b
6,33 ± 0,09c
1,5 2,56 ± 0,02ab
5,83 ± 0,09ab
6,65 ± 0,09b
2 2,64 ± 0,01a
6,37 ± 0,06a
7,20 ± 0,03a
2,5 2,68 ± 0,01a
6,52 ± 0,02a
7,28 ± 0,02a
3 (ĐC) 2,70 ± 0,01a
6,58 ± 0,01a
7,36 ± 0,02a
Các giá trị trung bình trong cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý
nghĩa ở mức p = 0,05