Dokumen tersebut membahas tentang pembuatan sediaan histologi dengan cara parafin, meliputi tahapan pengambilan sampel jaringan, fiksasi, dehidrasi, penjernihan, pemancangan, pemotongan, penempelan, deparafinisasi, pewarnaan, dan pengamatan di bawah mikroskop. Tahapan tersebut bertujuan memperoleh irisan jaringan yang tipis dan rata serta dapat mempertahankan struktur jaring

1. PEMBUATAN SEDIAAN
AWETAN HISTOLOGI
(MIKROTEKNIK)
BAGIAN HISTOLOGI
PSPD FKIK UMY
2020

2. PENDAHULUAN
• Pembuatan sediaan jaringan tergantung jenis jaringan/organ yang akan
dibuat sediaan secara mikroskopis  bisa sangat mudah, bisa juga
sangat sulit
• Sediaan yang baik  mampu menggambarkan kondisi sel atau jaringan
selayaknya sel atau jaringan tersebut berada di dalam tubuh.
• Sel atau jaringan apabila terlepas dari tubuh  mengalami kerusakan
sampai dengan kematian

3. MIKROTEKNIK
• Definisi: cara pembuatan sediaan histologik
yang dapat diamati di bawah mikroskop
• Macam sediaan histologik: sediaan segar &
sediaan permanen

4. SEDIAAN
SEGAR
• Sediaan ‘hidup’ yg langsung diamati di
bawah mikroskop
• Tujuan: mengamati keadaan alamiah
sediaan a.l.: warna, bentuk, jml
komponen jaringan, adanya gerakan.
• Kerugian: mudah rusak, kontras antara
bagian-bagian sediaan tidak nyata

5. SEDIAAN PERMANEN
• Macam: sediaan utuh, sediaan apus, sediaan irisan
• Tujuan pembuatan sediaan irisan: diperoleh irisan
yg tipis sekali & rata € dpt diamati di bawah
mikroskop; struktur jaringan mirip dg aslinya;
kontras antara bagian-bagiannya jelas
• Cara pembuatan sediaan irisan: cara parafin, cara
celloidin, & irisan beku (frozen section).

6. ambar Alat-alat yang diperlukan untuk membuat Sediaan Awetan Histologi

7. TAHAPAN PEMBUATAN SEDIAAN
HISTOLOGIS ( CARA PARAFIN)
• Pengambilan contoh jaringan
• Fiksasi
• Dehidrasi
• Penjernihan
• Pemancangan (embedding)
• Pemotongan
• Penempelan
• Deparafinisasi
• Pewarnaan

9. 1. PENGAMBILAN CONTOH JARINGAN
• Jaringan diambil sekecil mungkin, tetapi
mewakili struktur keseluruhan
• Tebal jaringan < 5 mm

10. MEMATIKAN HEWAN UJI (KILLING)

11. 2.
FIKSASI
• Tujuan: membuat unsur-unsur jaringan stabil,
tahan terhadap perlakuan berikutnya
• 2 macam fiksatif: sederhana (1 macam zat:
formalin, etanol) & campuran (> 1 zat: larutan
Helly, larutan Zenker).
• Volume cairan fiksatif: minimal 20x volume
jaringan.
• Waktu fiksasi tergantung pd tebal jaringan,
macam fiksatif, & konsistensi jaringan

12. 3.
DEHIDRASI
• Tujuan: mengambil semua air dlm jaringan,
membersihkan sisa-sisa fiksatif  supaya
tidak terbentuk es pada jaringan di tahap
proses berikutnya
• Bahan: etanol bertingkat dari konsentrasi
tinggi ke konsentrasi rendah (dr konsentrasi
70%-100%)
• Waktu: tergantung pd volume jaringan (6-
24 jam)
• Dehidrasi dengan Alkohol 70%, 80%, 90%,
Alkohol absolut 2x

13. TUJUAN DEHIDRASI DAN CLEARING

17. 4.
PENJERNIHAN
• Tujuan: mengambil etanol sesudah dehidrasi
• Bahan: zat yg dpt bercampur dg bahan dehidrasi,
misal: xylol, toluol, kloroform, minyak cedar atau
metal salisilat
• Xylol  paling sering digunakan, memiliki
kecenderungan mengeraskan jaringan, shg pada
jaringan ikat, tulang rawan, otot perlu perhatian
khusus.

18. 5. PEMANCANGAN (EMBEDDING)
• Tujuan: mengganti bahan penjernih dlm
jaringan dg parafin cair disertai pengerasan
shg jaringan mudah dipotong mjd irisan
tipis
• Tahap pemancangan: impregnasi
(peresapan) € parafin masuk ke sela-sela
jaringan; embedding € membentuk balok
parafin di sekeliling jaringan

21. 6. PEMOTONGAN
• Jaringan dlm balok parafin dipotong
dengan mikrotom (alat pemotong
mekanis)
• Tebal irisan: 5-12 µm

24. HAL-HAL YANG HARUS DIPERHATIKAN
DALAM PROSES PEMOTONGAN ATAU
PENYAYATAN
• 1. Mikrotom harus seberat mungkin.
• 2. Meja tempat mikrotom harus stabil.
• 3. Pisau harus cocok dengan mikrotom.
• 4. Posisi pisau harus stabil.
• 5. Mata pisau harus tajam, bersih dan
suhunya harus sama dengan balok jaringan
yang akan disayat.

25. 7. PENEMPELAN
• Irisan ditempelkan pd kaca objek yg sudah
diolesi albumin-gliserin
• Kmd dikeringkan pd suhu 2-5 C di bawah
titik lebur parafin ( sekitar 40 C)

26. 8. DEPARAFINISASI
• membersihkan sisa parafin

28. 9.
PEWARNAAN
• Tujuan pewarnaan: spy unsur-unsur jaringan
tampak jelas & dapat dibedakan bagian-bagiannya
di bawah mikroskop
• Teknik pewarnaan yang sering digunakan:
hemaktosilin-eosin (HE)
• Setelah pewarnaan: dehidrasi, penjernihan,
penutupan sediaan dg balsem kanada & kaca
penutup, dikeringkan

30. MIKROSKOP CAHAYA
• Bagian mikroskop: bagian mekanik & bagian
optik
• Bagian optik: 3 sistem lensa, yaitu
➢ Lensa kondensor: menampung & mengarahkan
cahaya shg menerangi objek yg diamati
➢ Lensa objektif: memperbesar & meneruskan
bayangan objek ke arah lensa okuler
➢ Lensa okuler: memperbesar bayangan &
diarahkan ke retina

31. MIKROSKOP CAHAYA
• Resolusi: jarak terkecil antara 2 partikel shg kedua
partikel tampak sebagai 2 objek yg terpisah.
• Untuk mikroskop cahaya: objek < 0,1 mm tidak
dapat dibedakan bagian-bagiannya.
• Pengamatan dg mikroskop: mulai dg perbesaran
kecil utk mengamati objek secara keseluruhan,
kmd dg perbesaran lebih besar utk mengamati
struktur yg lebih detail.

32. SEDIAAN
HISTOLOGI
• Tujuan pembuatan sediaan irisan: struktur
jaringan sedapat mungkin dipertahankan
sesuai keadaan aslinya, diperoleh irisan tipis
& rata, diperoleh kontras yg baik.
• Yg diamati: bentuk & ukuran sel,
sitoplasma, nukleus, membran sel, bagian
khusus misal silia, mikrovilli.

33. GINJA
L
Gambaran khas ginjal: tubulus € sel epitel
Perhatikan: bentuk sel, letak nukleus, sitoplasma

34. TRAKHEA &
ESOFAGUS
Identifikasi sel goblet & silia. Gambaran khas permuka-
an apikal (berbatasan dg lumen)sel epitel trakhea: silia;
Sel goblet: oval, mengandung mukus

35. JEJENUM (USUS HALUS)
Plica circularis € villi € microvilli (striated border)
Bentuk sel : kolumnar

36. SEL OTOT POLOS: IRISAN
LONGITUDINAL
Perhatikan: bentuk sel dan posisi nukleus.