laporan praktikum

1. LAPORAN PRAKTIKUM ANALISIS PANGAN
“UJI KUANTITATIF KARBOHIDRAT”
Diajukan untuk memenuhi salah satu tugas mata kuliah
ANALISIS PANGAN
Dosen Pembimbing:
Dr.Ir.Sahirman,Mp
Disusun Oleh:
KELOMPOK II
1. Febian Tuwage (06)
2. Ghina Ganiah Zahra (07)
3. Hasan Basri Zulkhan (08)
4. Irpan Fauzi (09)
5. Mirna Nurliana (10)
6. Yohani Dewi Utami (22)
TEKNOLOGI PANGAN DAN GIZI (TPG)
DEPARTEMEN PENDIDIKAN DIPLOMA EMPAT (D4)
PUSAT PENGEMBANGAN DAN PEMBERDAYAAN PENDIDIK DAN TENAGA
KEPENDIDIKAN (PPPPTK) PERTANIAN/VEDCA CIANJUR
JOINT PROGRAM POLITEKNIK NEGERI JEMBER
TAHUN ANGKATAN 2012-2013

2. KATA PENGANTAR
Puji syukur kami panjatkan kehadirat Tuhan yang Maha Esa karena atas rahmat serta
karunia-Nya sehingga kami berhasil menyelesaikan laporan ini serta tepat waktu dengan judul
“Uji Kuantitatif Karbohidrat”
Keberhasilan penyusun di dalam penyusunan laporan ini tidak terlepas dari dorongan
semua pihak yang telah membantu, baik saran maupun dukungan dan arahan serta do’a. Untuk
itu penyusun menyampaikan ucapan terima kasih yang sebesar-besarnya kepada:
1. Bapak Dr.Ir.Sahirman, Mp
2. Orangtua dan semua pihak serta semua rekan seperjuangan yang telah memberi dukungan
kepada kami baik moril maupun materil sehingga penyusunan makalah ini dapat
berlangsung dengan lancar.
Kami menyadari bahwa laporan ini masih jauh dari sempurna, baik dari segi isi
maupun tata letak, oleh karena itu kritik dan saran dari semua pihak yang bersifat membangun
selalu kami harapkan demi perbaikan makalah ini.
Semoga laporan ini dapat bermanfaat bagi penyusun khususnya dan bagi pembaca
pada umumnya. Semoga Tuhan yang Maha Esa senantiasa meridhai segala usaha kita. Amin.
Cianjur, Maret 2013
Penyusun,

3. DAFTAR ISI
KATA PENGANTAR ....................................................................................................................... i
DAFTAR ISI ...................................................................................................................................... ii
BAB I PENDAHULUAN .................................................................................................................. 1
1.1 Latar Belakang ..................................................................................................................... 1
1.2 Tujuan .................................................................................................................................. 1
1.3 Waktu dan tempat ................................................................................................................ 1
BAB II TINJAUAN PUSTAKA ........................................................................................................ 2
2.1 Dasar Teori ......................................................................................................................... 2
BAB III METODE KERJA................................................................................................................ 6
3.1 Prinsip Kerja ........................................................................................................................ 6
3.2 Alat dan Bahan ..................................................................................................................... 6
3.3 Pembuatan Larutan ............................................................................................................... 7
BAB IV PEMBAHASAN .................................................................................................................. 9
BAB V PENUTUP ............................................................................................................................. 14
5.1 Kesimpulan ........................................................................................................................... 14
5.2 Saran ..................................................................................................................................... 14
DAFTAR PUSTAKA ........................................................................................................................ 15

5. BAB I PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Dalam konteks ilmu gizi karbohidrat mempunyai fungsi yang cukup banyak, daiantaranya
adalah : a) sebagai sumber energi utama (1 gram = 4 kalori), b) ikut terlibat dalam
metabolisme lemak, (terikat dengan sintesis asam lemak) c) menghemat protein (protein
spater). Jika asupan karbohidrat mencukupi tubuh akan terhindar dari glukoneogenesis asam
amino, d) glukosa sebagai sumber energi utama bagi otak dan sistem syaraf, e) sebagai energi
cadangan dalam bentuk glikogen (glikogenesis) yang disimpan di hati dan otot, f) serat
berfungsi memperbaiki kinerja peristaltik usus dan pemberi muatan pada sisa makanan, punya
efek hipolipidemik, efek hipoglikemik dan lain sebagainya. Karbohidrat banyak terdapat
dalam bahan nabati, baik berupa gula sederhana, heksosa, pentosa maupun karbohidrat dengan
berat molekul yang tinggi seperti pati, pektin, selulosa, dan lignin. Salah satu metode yang
digunakan dalam analisa kuantitatif ( menghitung jumlah kadar karbohidrat) yaitu Metode
Luff Schoorl. Pada metode Luff Schrooll monosakarida akan mereduksikan CuO dalam
larutan Luff menjadi Cu2O. Metode Luff Schoorl mempunyai kelemahan yang terutama
disebabkan oleh komposisi yang konstan.Hal ini diketahui dari penelitian A.M Maiden yang
menjelaskan bahwa hasil pengukuran yang diperoleh dibedakan oleh pebuatan reagen yang
berbeda. Dalam penelitian M.Verhaart dinyatakan bahwa metode Luff Schoorl merupakan
metode tebaik untuk mengukur kadar karbohidrat dengan tingkat kesalahan sebesar 10%.
Dengan demikian maka kami melaksanakan praktik uji kuantitatif karbohidrat
menggunakan metode Luff Schrooll pada sampel biskuit untuk mengetahui kadar karbohidrat
yang terkandung pada sampel (biskuit).
1.2 Tujuan
Tujuan dari praktikum unji kuantitatif karbohidrat pada biskuit adalah :
1. Dapat mengetahui kadar karbohidrat pada biskuit
2. Dapat menghitung kadar karbohidrat pada biskut
1.3 Waktu dan Tempat
Kegiatan uji kuantitatif karbohidrat pada biskuit dilaksanakan pada :
Hari dan Tanggal : Senin, 19 maret 2013
Tempat : Laboratorium kimia VEDCA Cianjur
1

6. BAB II
TINJAUAN PUSTAKA
2.1 Dasar Teori
Karbohidrat ('hidrat dari karbon', hidrat arang) atau sakarida (dari bahasa Yunani
σάκχαρον, sákcharon, berarti "gula") adalah segolongan besar senyawa organik yang paling
melimpah di bumi. Karbohidrat memiliki berbagai fungsi dalam tubuh makhluk hidup,
terutama sebagai bahan bakar (misalnya glukosa), cadangan makanan (misalnya pati pada
tumbuhan dan glikogen pada hewan), dan materi pembangun (misalnya selulosa pada
tumbuhan, kitin pada hewan dan jamur). Pada proses fotosintesis, tetumbuhan hijau mengubah
karbon dioksida menjadi karbohidrat.
Secara biokimia, karbohidrat adalah polihidroksil-aldehida atau polihidroksil-keton,
atau senyawa yang menghasilkan senyawa-senyawa ini bila dihidrolisis. Karbohidrat
mengandung gugus fungsi karbonil (sebagai aldehida atau keton) dan banyak gugus hidroksil.
Pada awalnya, istilah karbohidrat digunakan untuk golongan senyawa yang mempunyai rumus
(CH2O)n, yaitu senyawa-senyawa yang n atom karbonnya tampak terhidrasi oleh n molekul
air. Namun demikian, terdapat pula karbohidrat yang tidak memiliki rumus demikian dan ada
pula yang mengandung nitrogen, fosforus, atau sulfur.
Bentuk molekul karbohidrat paling sederhana terdiri dari satu molekul gula sederhana
yang disebut monosakarida, misalnya glukosa, galaktosa, dan fruktosa. Banyak karbohidrat
merupakan polimer yang tersusun dari molekul gula yang terangkai menjadi rantai yang
panjang serta dapat pula bercabang-cabang, disebut polisakarida, misalnya pati, kitin, dan
selulosa. Selain monosakarida dan polisakarida, terdapat pula disakarida (rangkaian dua
monosakarida) dan oligosakarida (rangkaian beberapa monosakarida).
2

7. I. Klasifikasi karbohidrat
A. Monosakarida
Monosakarida merupakan karbohidrat paling sederhana karena molekulnya hanya terdiri
atas beberapa atom C dan tidak dapat diuraikan dengan cara hidrolisis menjadi karbohidrat
lain. Monosakarida dibedakan menjadi aldosa dan ketosa. Contoh dari aldosa yaitu glukosa
dan galaktosa. Contoh ketosa yaitu fruktosa.
B. Disakarida dan oligosakarida
Disakarida merupakan karbohidrat yang terbentuk dari dua molekul monosakarida yang
berikatan melalui gugus -OH dengan melepaskan molekul air. Contoh dari disakarida adalah
sukrosa, laktosa, dan maltosa. Oligosakarida adalah polimer derajat polimerisasi 2 sampai 10
dan biasanya bersifat larut dalam air. Oligosakarida yang terdiri dari 2 molekul disebut
disakarida, dan bila terdiri dari 3 molekul disebut triosa. Bila sukrosa (sakarosa atau gula
tebu). Terdiri dari molekul glukosa dan fruktosa, laktosa terdiri dari molekul glukosa dan
galaktosa. Polisakarida Polisakarida merupakan polimer molekul-molekul monosakarida yang
dapat berantai lurus atau bercabang dan dapat dihidrolisis dengan enzim-enzim yang spesifik
kerjanya.
C. Polisakarida
Polisakarida merupakan karbohidrat yang terbentuk dari banyak sakarida sebagai
monomernya. Rumus umum polisakarida yaitu C6(H10O5)n. Contoh polisakarida adalah
selulosa, glikogen, dan amilum.
Luff Schrooll
Uji karbohidrat yang resmi ditetapkan oleh BSN dalam SNI 01-2891-1992 yaitu analisis
total karbohidrat dengan menggunakan metode Luff Schoorl. Pada tahun 1936, International
Commission for Uniform Methods of Sugar Analysis mempertimbangkan metode Luff-
Schoorl sebagai salah satu metode yang digunakan untuk menstandarkan analisis gula
pereduksi karena metode Luff Schoorl saat itu menjadi metode yang resmi dipakai di pulau
Jawa.
Seluruh senyawa karbohidrat yang ada dipecah menjadi gula-gula sederhana
(monosakarida) dengan bantuan asam, yaitu HCl, dan panas. Monosakarida yang terbentuk
kemudian dianalisis dengan metode Luff-Schoorl. Prinsip analisis dengan Metode Luff-
3

8. Schoorl yaitu reduksi Cu2+ menjadi Cu1+ oleh monosakarida. Monosakarida bebas akan
mereduksi larutan basa dari garam logam menjadi bentuk oksida atau bentuk bebasnya.
Kelebihan Cu2+ yang tidak tereduksi kemudian dikuantifikasi dengan titrasi iodometri (SNI
01-2891-1992). Reaksi yang terjadi :
Karbohidrat kompleks → gula sederhana (gula pereduksi)
Gula pereduksi + 2 Cu2+ → Cu2O(s)
2 Cu2+ (kelebihan) + 4 I- → 2 CuI2 → 2 CuI- + I2
I2 + 2S2O32- → 2 I- + S4O62-
Osborne dan Voogt (1978) mengatakan bahwa Metode Luff-Schoorl dapat
diaplikasikan untuk produk pangan yang mengandung gula dengan bobot molekuler yang
rendah dan pati alami atau modifikasi. Kemampuan mereduksi dari gugus aldehid dan keton
digunakan sebagai landasan dalam mengkuantitasi gula sederhana yang terbentuk. Tetapi
reaksi reduksi antara gula dan tembaga sulfat sepertinya tidak stoikiometris dan sangat
tergantung pada kondisi reaksi. Faktor utama yang mempengaruhi reaksi adalah waktu
pemanasan dan kekuatan reagen. Penggunaan luas dari metode ini dalam analisis gula adalah
berkat kesabaran para ahli kimia yang memeriksa sifat empiris dari reaksi dan oleh karena itu
dapat menghasilkan reaksi yang reprodusibel dan akurat (Southgate 1976).
Fungsi Pereaksi dalam Metode Luff-Schoorl
Pereaksi yang digunakan dalam metode Luff-Schoorl adalah CH3COOH 3%, Luff
Schrool, KI 20%, Na2S2O3 0,1 N, NaOH 30%, H2SO4 25%, dan HCl 3%. HCl digunakan untuk
menghidrolisis pati menjadi monosakarida, yang akan bereaksi dengan larutan uji Luff
Schoorl dengan mereduksi ion Cu2+ menjadi ion Cu+. Setelah proses hidrolisis selesai
dilakukan, maka akan ditambahkan NaOH, yang berfungsi untuk menetralkan larutan sampel
ditambahkan HCl. Asam asetat digunakan setelah proses penetralan dengan NaOH dengan
maksud untuk menciptakan suasana yang sedikit asam. Dalam metode Luff-Schoorl, pH harus
diperhatikan dengan cermat. Suasana yang terlalu asam akan menimbulkanoverestimated pada
tahap titrasi sebab akan terjadi reaksi oksidasi ion iodide menjadi I2 (Harjadi 1994).
O2 + 4I- + 4H+ → 2I2 + 2H2O
Apabila pH terlalu tinggi (terlalu basa), maka hasil titrasi akan menjadi lebih rendah
daripada sebenarnya, karena pada pH tinggi akan terjadi resiko kesalahan, yaitu terjadinya
reaksi I2 yang terbentuk dengan air (hidrolisis). H2SO4 ditambahkan untuk mengikat ion
tembaga yang terbentuk dari hasil reduksi monosakarida dengan pereaksi Luff-Schoorl,
4

9. kemudian membentuk CuSO4. KI akan bereaksi dengan tembaga sulfat membentuk buih
coklat kehitaman. Langkah terakhir yang dilakukan dalam metode Luff Schoorl adalah titrasi
dengan natrium tiosulfat (Harjadi 1994).
Tahapan reaksi setelah penambahan asam sulfat, KI, dan titrasi dengan natrium tiosulfat :
R – COH + CuO → CuO2 + R – COOH
H2SO4 + CuO → CuSO4 + H2O
CuSO4 + 2KI → CuI2 + K2SO4
2CuI2 → Cu2I2 + I2
I2 + Na2S2O3 → Na2S4O6 + NaI
Titrasi
Reaksi dijalankan dengan titrasi yaitu suatu larutan ditambahkan dari buret sedikit
demi sedikit, sampai jumlah zat yang direaksikan tepat menjadi ekivalen satu sama lain. Pada
saat titrant yang ditambahkan tampak telah ekivalen, maka penambahan titrant harus
dihentikan , saat ini dinamakan titik akhir. Larutan yang ditambahkan dari buret disebut
titrant, sedangkan larutan yang ditambahkan titrant disebut titrat.
Penentuan Titik Akhir Titrasi
Bila tidak digunakan alat sebagai indikator, maka titik akhir titrasi dilihat dari:
1. Perubahan warna, yakni larutan tidak berwarna menjadi berwarna tertentu, atau larutan
berwarna lenyap warnanya, atau larutan berwarna berubah menjadi warna lain.
2. Kekeruhan, yakni larutan yang jernih menjadi keruh, atau sebaliknya.
Bila titrasi dilakukan dengan menambahkan indicator, maka sering kali perubahan
warna atau kekeruhan terjadi karena reaksi antara indikator dengan titrant. Bila tidak
ditambahkan indicator, maka perubahan warna terjadi karena titrant dan/atau titrat mempunyai
warna, tetapi has il-hasil reaksi tidak berwarna atau sebaliknya. Caontoh titrant berwarna
ialah KMnO4 dan I2, sedangkan contoh titrat berwarna ialah I2 (dititrasi dengan Na2S2O3).
Untuk titrasi yang baik, maka perubahan warna atau kekeruhan harus terjadi tepat pada
saat titrant telah ekivalendenagn titrat. Pada umumnya, titika khir tidak tepat sama dengan titik
ekivalaen, sehingga terjadi kesalahan titrasi. Salah satu sebab ketidakcocokan titik akhir
dengan titik ekivalen ialah perlunya ada reaksi antara indicator dengan titrant sehingga
menyebabkan kesalahan positif (jumlah yang dipakai lebih dari yang sesungguhnya
diperlukan untuk ekivalen).
5

10. BAB III
METODE KERJA
3.1 Prinsip Kerja
Hidrolisis karbohidrat menjadi monosakarida yang dapat mereduksi Cu2+menjadi Cu+ dan
kelebihan Cu2+ dapat dititrasi dengan metode iodometri (tidak langsung).
3.2 Alat dan Bahan
No Alat Bahan
1. Erlenmeyer 500 ml, 250 ml Tepung Biskuit
2. Gelas ukur 1 L, 100 ml Aquadest
3. Corong butchner CH3COOH 3%
4. Bulp / pipet filler HCl 3%
5. Labu ukur 100 ml NaOH 30%
6. Corong gelas KIO3
7.. Spatula Kertas lakmus
8. Neraca analitik Larutan KI 20%
9. Pipet tetes Larutan H2SO4 25%
10. Pipet ukur Larutan H2SO4 2N
11. Pipet volume Larutan tiosulfat 0,1 N
12. Batu didih Indikator kanji/amilum 0,5%
13. Beaker glass Reagen Luff Schoorl
14. Pendingin tegak
15. Hot plate
16. Statif & Klem
17. Buret
18. Kertas saring
19. Es batu
6

11. 3.3 Pembuatan Larutan
a. NaOH 30%
1. Hitung NaOH yang diperlukan untuk membuat larutan NaOH=0,3 x 100=30 gram.
2. Timbang dengan menggunaka gelas beacker 100 ml NaOH 30 gram.
3. Tambahkan sedikit aquades dengan hati-hati karena akan menghasilkan panas.
Setelah larut masukkan kedalam labu ukur 100 ml.
4. Bilas gelas beacker tersebut dengan aquades sedikit demi sedikit dan masukkan
bilasan tadi kedalam gelas ukur.
5. Encerkan NaOH tersebut dengan menambahkan aquades sampai batas tanda dan
gojok hingga homogen.
6. Pindahkan kedalam botol reagen dan beri nama pembuatnya, tanggal dan tenda
tengan pembuat.
b. Pembakuan larutan tiosulfat 0,1 N
Timbang 0,1 Ngram KIO3 kedalam erlenmeyer dan larutkan dengan 25 ml aquades.
Tambahkan 5 ml larutan KI 20% dan 5 ml H2SO4 2N. Titrasi cepat dengan larutan
tiosulfat 0,1N sampai larutan berwarna kuning. Tambahkan 5 ml amilum 0,5% dan
lanjutkan titrasi sampai dengan larutan biru menjadi tidak berwarna.
Konsentrasi normalitas larutan NaS2O3
N = gram KIO3 x ekivalen
(BM/1000) x ml titrasi tio
= g KIO3
0,03567 x mL tio
c. Penentuan Karbohidrat
1. Timbang dengan seksama lebih kurang 5 gram cuplikan kedalam erlenmeyer 500 ml.
2. Tambahkan 200 ml larutan HCL 3% dan didihkan selama 3 jam dengan pendingin
tegak.
3. Dinginkan dan netralkan dengan larutan NaOH 30% (dengan kertas lakmus atau
phenolptalein) dan tambahkan sedikit CH3COOH 3% agar suasana larutan agak sedikit
asam.
7

12. 4. Pindahkan isinya kedalam labu ukur 500 ml dan impitkan hingga tanda batas dan
kemudian saring.
5. Pipet 10 ml saringan kedalam erlenmeyer 500 ml, tambahkan 25 ml larutan luff
schoorl (dengan pipet) dan beberapa butir batu didih serta 15 ml aquades.
6. Panaskan campuran tersebut dengan nyala yang tetap. Usahakan agar larutan dapat
mendidih dalam waktu 3 menit (gunakan stopwach). Didihkan terus selama 10 menit
(dihitung dari saat mulai mendidih dan gunakan stopwach) kemudian dengan cepat
dinginkan dalam bak yang berisi air + es.
7. Setelah dingin tambahkan 15 ml larutan KI 20% dan 25 ml H2SO4 25% secara
perlahan.
8. Titar secepatnya dengan larutan tiosulfat 0,1N (gunakan petunjuk larutan kanji 0,5%).
9. Kerjakan juga blanko.
10. Perhitungan
mg gula x Ntio/0,1 x fp
Kadar karbohidrat = X 100% x 0,9
Ws x 1000
Ws = bobot cuplik (mg)
Mg gula = glukosa yang terkandung untuk ml trio yang diergunakan (mg ), dari
table
Luff schoorl.
Fp = Faktor pengenceran
8

13. BAB IV
PEMBAHASAN
a. Standarisasi Larutan tiosulfat 0,1N
No. W KIO3 V Na2S2O3 (ml) N Na2S2O3 N rata-rata
1. 0,1052 31,2 ml 0,0945 0,09638 N
2. 0,1263 36,05 0,0982
Dari percobaan menentukan standarisasi Larutan tio sulfat didapatkan data :
Data 1 : W KIO3 = 0,1052 gr
V Na2S2O3 = 31,2 ml
N Na2S2O3 = gram KIO3 x ekivalen
(BM/1000) x ml titrasi tio
= g KIO3
0,03567 x mL tio
= 0,1052 gr
0,03567 x 31,2 ml
N Na2S2O3 = 0,0945 N
Data 2 : W KIO3 = 0,1263 gr
V Na2S2O3 = 36,05 ml
N Na2S2O3 = gram KIO3 x ekivalen
(BM/1000) x ml titrasi tio
= g KIO3
0,03567 x mL tio
= 0,1263 gr
0,03567 x 36,05 ml
N Na2S2O3 = 0,0982 N
Rata –rata N Na2S2O3 : N data 1 + N data 2
2
= 0,0945 N + 0,0982 N
2
= 0,09638 N
9

14. b. Analisis sempel
Ws VNa2S2O3(ML) Mg gula % KH % Rata -
Blanko Sampel Dari tabel rata
5,005 gr 25,25 16,15 22,66mg 39,2722 %
c. Perhitungan
Mg gula x Ntio/0,1 x fp
Kadar karbohidrat = X 100% x 0,9
Ws x 1000
Ws = bobot cuplik (mg)
Mg gula = glukosa yang terkandung untuk ml trio yang diergunakan (mg ), dari
table
Luff school.
Fp = Faktor pengenceran
Dik : Ws = 5,005 gr
Blanko = 25,25 ml
Sampel = 16,15
Mg gula : blanko – sampel
= 25,25 – 16,15
=9,10
*Lihat ditabel ketetapan gula menurut Luff Schrool
Pada Na2S2O3 0,1 N nomer 9 untuk gula inversinya adalah = 22,4mg
Pada Na2S2O3 0,1 N nomer 10 untuk gula inversinya adalah = 25,0mg
Selisih dari keduanya adalah 25,0mg – 22,4mg = 2,6 mg
=0,10 x 2,6 mg = 0,26mg
Mg gula : 22,4 mg + 0,26mg = 22,66 mg gula
FP = 500/5 = 100
10

15. Mg gula x Ntio/0,1 x fp
Kadar karbohidrat (KH) = X 100% x 0,9
Ws x 1000
22,66 x 0,09638/0,1 x 100
Kadar karbohidrat (KH) = X 100% x 0,9
5,005 x 1000
= 39,2722 %
TABEL PENETAPAN GULA MENURUT LUFF SCHOORL
Na2S2O3 0,1N Glukosa, fruktosa, gula Laktosa Maltose
inversi mg mg
1 2.4 3.6 3.9
2 4.8 7.3 7.8
3 7.2 11.0 11.7
4 9.7 14.7 15.6
5 12.2 18.4 19.6
6 14.7 22.1 23.5
7 17.2 25.8 27.5
8 19.8 29.5 31.5
9 22.4 33.2 35.5
10 25.0 37.0 39.5
11 27.6 40.8 43.5
12 30.3 44.6 47.5
13 33.o 48.4 51.6
14 35.7 52.2 55.7
1`5 38.5 56.0 59.8
16 41.2 59.9 63.9
17 44.1 63.8 68.0
18 47.0 67.7 72.2
19 50.0 71.1 76.5
20 53.0 75.1 80.9
21 56.0 79.8 85.4
11

16. Pembahasan
Berdasarkan ketetapan SNI 01-2891-1992 Luff schrool merupakan metode yang dapat
digunakan dalam penentuan kadar karbohidrat secara kimiawi. Sampel yang digunakan dalam
praktikum ini adalah biskuit.
Timbang kurang lebih 5 gram cuplikan kedalam erlenmeyer 500 ml.Sample yang
ditimbang dalam Erlenmeyer kemudian ditambahkan HCl 3% sebanyak 200 mL, penambahan
HCl dimaksudkan untuk menghidrolisis karbohidrat, polimer karbohidrat sulit untuk bereaksi
sehingga dengan penambahan asam, polimer akan terpecah menjadi monomer-monomer yang
akan lebih mudah untuk bereaksi dengan senyawa lain. Hidrolisis pada sample dapat
memisahkan karbohidrat dalam sample.
Setelah ditambahkan HCl, campuran sample dan HCl dipanaskan dengan
menggunakan pendingin tegak, selama 3 jam dalam suhu 250oC. Hal ini dilakukan supaya
jumlah komponen tidak berkurang karena air dan asam dalam sample tidak menguap (di
refluks). Setelah dipanaskan, sample dalam Erlenmeyer dinetralkan dengan larutan NaOH
30%, sampai sample dan campuran didalamnya netral, untuk mengetahui apakah larutan
sudah mencapai netral maka diperlukan uji kualitatif dengan menggunakan kertas lakmus
biru. Jika larutan tidak berubah warna maka larutan sudah netral. Setelah larutan netral,
kemudian ditambahkan CH3COOH atau asam lemah, penambahan asam asetat ini
dimaksudkan agar larutan dalam suasana sedikit asam.
Dalam pengujian karbohidrat dengan metode luff schrool ini pH larutan harus
diperhatikan dengan baik, karena pH yang terlalu rendah (terlalu asam) akan menyebabkan
hasil titrasi menjadi lebih tinggi dari sebenarnya, karena terjadi reaksi oksidasi ion iodide
menjadi I2
O2 + 4I- + 4H+ 2I2 + 2H2O
Sedangkan apabila pH terlalu tinggi (terlalu basa), maka hasil titrasi akan menjadi lebih
rendah daripada sebenarnya, karena pada pH tinggi akan terjadi resiko kesalahan, yaitu
terjadinya reaksi I2 yang terbentuk dengan air (hidrolisis).
I2 + H2O HOI + I- + H+
4HOI + S2O3= + H2O 2SO4= + 4I- + 6H+
Setelah itu larutan dipindahkan dalam labu ukur 500 mL, dan ditambahkan aquadest sampai
tanda batas, dan saring. Proses penyaringan dilakukan dengan saring butchner vacuum,
sehingga proses penyaringan berlangsung cepat. Lalu kocok sampai larutan homogen. Setelah
itu larutan tersebut dipipet 5 mL dengan pipet volume dan dimasukan dalam Erlenmeyer 500
mL.
12

17. Setelah sample dimasukan dalam Erlenmeyer 500 mL, kemudian ditambahkan larutan luff
schrool sebanyak 25 mL, dan 15 mL aquadest. Kemudian panaskan dengan pendingin tegak.
Larutan luff schrool akan bereaksi dengan sample yang mengandung gula pereduksi
R – COH + CuO Cu2O + R – COOH
Campuran tersebut ditambahkan batu didih untuk mencegah terjadinya letupan (bumping).
Proses pemanasan, diusahakan larutan mendidih dalam waktu 3 menit dan biarkan mendidih
selama 10 menit, hal ini dimaksudkan agar proses reduksi berjalan sempurna, dan Cu dapat
tereduksi dalam waktu kurang lebih 10 menit.
Agar tidak terjadi pengendapan seluruh Cu3+ yang tereduksi menjadi Cu+sehingga tidak ada
kelebihan Cu2+ yang dititrasi maka larutan harus mendidih atau diusahakan mendidih dalam
waktu 3 menit.
Campuran tersebut kemudian didinginkan dalam bak yang berisi es. Agar pendinginan
berlangsung cepat, maka pendinginan dengan es perlu dilakukan. Setelah campuran dingin
kemudian ditambahkan KI 20% sebanyak 15 mL dan H2SO4 25% perlahan-lahan.
Penambahan larutan-larutan ini akan menimbulkan reaksi antara kuprioksida menjadi
CuSO4 dengan H2SO4, dan CuSO4 tersebut bereaksi dengan KI.
Reaksi tersebut ditandai dengan timbulnya buih dan warna larutan menjadi coklat. Larutan
tersebut kemudian dititrasi cepat dengan menggunakan larutan tio sulfat (Na2S2O3) 0,1 N.
titrasi cepat dilakukan untuk menghindari penguapan KI.
Indicator yang dipergunakan adalah amilum. Penambahan indicator amilum dilakukan setelah
campuran mendekati titik akhir, hal ini dilakukan karena apabila dilakukan pada awal titrasi
maka amilum dapat membungkus iod dan mengakibatkan warna titik akhir menjadi tidak
terlihat tajam. Maka berdasarkan praktikum dan perhitungan, kadar karbohidrat dalam sample
biskuit adalah : 39,2722%. Dari data diatas menunjukkkan bahwa pengujian kualitatif
karbohidrat blm sempurna atau kurang dari 40% ini mungkin disebabkan karena dalam
pelaksanaan titrasi dengan tio sulfat0,1 N terlalu banyak.
Tahapan reaksi yang terjadi adalah :
R – COH + CuO CuO2 + R – COOH
H2SO4 + CuO CuSO4 + H2O
CuSO4 + 2KI CuI2 + K2SO4
2CuI2 Cu2I2 + I2
I2 + Na2S2O3 Na2S4O6 + NaI
13

18. BAB V
PENUTUP
5.1 Kesimpulan
Dari percobaan uji kualitatif karbohidrat ini dapat diambil kesimpulan yaitu :
1. Uji kualitatif karbohidrat dengan sampel biskuit dilakukan dengan metode luff
schroll dikarenakan sesuai dengan ketetapan SNI 01-2891-1992. Dan menurut
M.Verhaart di dalam penelitiannya dinyatakan bahwa metode Luff Schoorl
merupakan metode tebaik untuk mengukur kadar karbohidrat dengan tingkat
kesalahan sebesar 10%.
2. Kita dapat mengetahui bagaimana caramenguji karbohidrat dengan metode luff
schroll
3. Dan juga berdasarkan praktikum dan hasil perhitungan maka karbohidrat total
yang terdapatpada sampel tersebut adalah 39,2722%
5.2 Saran
1. Sebelum malakukan praktikum harus benar-benar menguasai prosedur, alat, bahan,
dan lain yang diperlukan dalam praktikum.
2. Memakai jas laboratorium ketika melakukan praktikum.
3. Memakai alat pelindung diri jika memang diperlukan.
4. Tidak malakukan tindakan lain yang dapat merugikan diri sendiri dan orang lain.
5. Menggunakan fasilitas yang disediakan dengan baik dan benar.
6. Menbersihkan tempat dan ruangan praktikum setelah selesai melakukan praktikum.
14

19. DAFTAR PUSTAKA
Harjadi, W. 1994. Ilmu Kimia Analitik Dasar. Jakarta : Gramedia.
Sudarmadji, Slamet. 1996. Analisa Bahan Makanan & Pertanian. Yogyakarta : Liberty
Winarno, FG. 1997. Kimia Pangan dan Gizi. Jakarta : Gramedia
http://id.wikipedia.org/wiki/Karbohidrat akses tanggal 27 maret 2013
http://bluishcaramelpillow.blogspot.com/2010/07/penetapan-karbohidrat-metode-luff.html
15