PRAKTIKUM_I_BIOKIMIA_sem_2[1].docx

Laporan Praktikum
“BIOKIMIA”
Semester/ Prodi : 2 / Biologi
Kelas/Kelompok : A/ 4 (Empat)
Koordinator : Ira Mahyuni Nur
Asisten : 1. Hendrik Tuloli
2. Muh. Rizkiansyah Lukum
Anggota Kelompok : 1. Muh. Kirad Timbola (432422042)
2. Nazwa S. Lamante (432422005)
3. Rahmatiya Bano (432422033)
4. Nur Alin Abdullah (432422035)
5. Indah Pratiwi Yusran (432419019)
6. Mega Rosalita (432419057)
Nilai Paraf
LABORATORIUM BIOLOGI
JURUSAN BIOLOGI
FAKULTAS MATEMATIKA DAN IPA
UNIVERSITAS NEGERI GORONTALO
2023

PRAKTIKUM I
A. Judul Praktikum
Tes kualifikasi karbohidrat menggunakan berbagai macam metode uji
B. Tujuan
Melakukan tes uji kualifikasi karbohidrat dengan menggunakan berbagai
macam metode.
C. Dasar Teori
Karbohidrat merupakan senyawa karbon, hydrogen, dan oksigen yang
terdapat dalam alam. Banyak karbohidrat mempunyai rumus empiris CH2O.
Karbohidrat sebenarnya adalah polisakaida aldehid dan keton atau turunan mereka.
Nama karbohidrat berasal dari kenyataan bahwa kebanyakan senyawa dari
golongan ini mempunyai rumus empiris yang menunjukkan bahwa senyawa
tersebut adalah karbon “hidrat” dan memiliki nisbah 1 : 2 : 1 untuk C, H, dan O.
Perbandingan jumlah atom H dan O adalah 2 : 1 seperti pada molekul air. Pada
senyawa yang termasuk karbohidrat terdapat gugus fungsi yaitu gugus –OH, gugus
aldehid atau gugus keton (Fitri, dkk, 2020).
Uji molish merupakan uji untuk mengetahui adanya karbohidrat jenis
monosakarida, polisakarida, dan disakarida. Uji ini dilakukan dengan
menambahkan reagen molish dan H2SO4 pekat sehingga menghasilkan perubahan
warna ungu kecoklatan dan apabila ditambahkan asam sulfat akan terbentuk cincin
ungu. Reagen molish berfungsi sebagai indikator warna, sedangkan asam sulfat
berfungsi untuk menghidrolisis glukosa menjadi hidroksimetil dan hidroksimetil
menjadi furfural. Uji molish dilakukan untuk memastikan ada tidaknya kandungan
senyawa jenis karbohidrat pada sampel. Gula akan bereaksi dengan alpha nafthol
dalam suasana asam yang kemudian membentuk warna ungu. Semakin pekat warna
ungu yang muncul maka semakin tinggi kandungan karbohidratnya. Hal ini
diperlihatkan dengan adanya cincin ungu pada uji molish. Uji molish adalah uji
yang didasari oleh reaksi karbohidrat oleh asam sulfat dan membentuk cincin
furfural atau hidroksi metal furfural yang berwarna ungu. Semua sampel hasil
ekstraksi gelatin pada sediaan obat positif mengandung karbohidrat. Uji kualitatif
yang kedua yaitu uji molish yang merupakan uji umum untuk mengidentifikasi

adanya karbohidrat secara kualitatif. Sebanyak 500 µL larutan pati 1% dan akuades
(control) ditambahkan dengan 3 tetes larutan alpha nafthol, kemudian di kocok dan
ditambahkan 2 mL asam sulfat pekat. Jika ada terbentuk cincin ungu antara lapisan
larutan dan asam ulfat pekat menandakan adanya karbohidrat. Uji molish secara
kualitatif menentukan adanya karbohidrat dalam sampel tepung sagu dan tepung
sagu bebas tannin yang ditandai dengan terbentuknya cincin ungu antara sampel
dan asam sulfat (Kamilah, 2023).
Pada percobaan uji molisch glukosa 1% didapatkan hasil dari pencampuran
antara 2 mL glukosa dan 2 tetes reagen molisch menghasilkan larutan tetap bening,
tetapi larutan reagen tidak membentuk cincin pada tabung reaksi. Reagen molisch
hanya menempel dan tidak menyatu. Seharusnya campuran larutan membentuk
cincin berwarna ungu dipermukaannya Hal ini dikarenakan larutan reagen molisch
sudah lama dan terkontaminasi dengan medianya. Kemudian ditambah 2 mL
H2SO4 pekat yang berfungsi untuk menghidrolisis ikatan pada sakarida untuk
menghasilkan furifural. Hasil reaksinya terbentuk 2 layer, pada bagian atas cokelat
muda dan pada bagian bawah cokelat gelap dan lama-kelamaan ada endapan
berwarna ungu tetapi tetap tidak membentuk cincin. Jika saja reagen moloch tidak
lama, maka bisa terbentuk reaksi positif dengan munculnya cincin ungu tersebut.
Sama halnya dengan uji molisch dengan fruktosa tidak terlihat adanya cincin ungu,
tetapi setelah ditambahkan H2SO4 pekat warnanya berubah menjadi ungu pekat
dan terdapat banyak endapan. Perbedaan jumlah endapan dan warna larutan
menunjukkan bahwa fruktosa lebih banyak mengandung karbohidrat dibandingkan
glukosa. Namun dalam prakikum ini, pengujian dengan reagen molisch ini sangat
spesifik untuk menunjukkan adanya golongan monosakarida pada larutan
karbohidrat (Lestari, 2018).
Tes Molisch adalah tes umum yang digunakan untuk mendeteksi
keberadaan karbohidrat. Jika hasil tes diperoleh negatif, keberadaan gula dalam
sampel dihilangkan. Ini adalah tes yang berguna untuk mengidentifikasi senyawa
apa saja yang didehidrasi menjadi furfural atau hydroxymrthylfurfural dihadapan
H2SO4. Tes benedict adalah tes umum untuk aldehida dan alfa hidroksil keton.

Dapat digunakan untuk mendeteksi keberadaan mengurangi gula dalam sampel
yang diberikan (Elzagheid, 2018).
Uji benedict adalah uji kimia untuk mengetahui kandungan gula
(karbohidrat) pereduksi (yang memiliki gugus aldehid atau keton bebas). Gula
pereduksi meliputi semua jenis monosakarida dan beberapa disakarida seperti
laktosa, glukosa dan maltosa. Uji benedict berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+
oleh gugus aldehid atau keton bebas dalam suasana alkalis, biasanya ditambahkan
zat pengompleks seperti sitrat atau tatrat untuk mencegah terjadinya pengendapan
CuCO3. Uji positif ditandai dengan terbentuknya endapan merah bata, kadang
disertai dengan larutan yang berwarna hija, merah, atau orange (Wirarno, 2018).
Uji benedict bertujuan untuk mengetahui adanya gula pereduksi dalam
larutan sampel. Prinsip dari uji ini adalah gugus aldehid atau keton bebas pada gula
pereduksi yang terkandung dalam sampel mereduksi ion Cu2+ dari CuSO4. 5H2O
dalam suasana alkalis menjadi Cu+ yang mengendap menjadi Cu2O. Suasana
alkalis diperoleh dari Na2CO3 dan Na sitrat yang terdapat pada reagen benedict.
Pada uji ini menghasilkan endapan merah bata yang menandakan adanya gula
pereduksi pada sampel. Endapan yang terbentuk dapat berwarna hijau, kuning atau
merah bata tergantung pada konsentrasi gula reduksinya. Semakin berwarna merah
bata maka gula reduksinya semakin banyak (Kusbandari, 2020).
Uji Barfoed untuk memisahkan antara monosakarida dengan disakarida
yang dapat mereduksi ion kupri. Reagen barfoed bereaksi dengan monosakarida
untuk menghasilkan kupri oksida lebih cepat dibanding disakarida. Dalam uji
Barfoed Cu2+ tereduksi menjadi Cu2O pada larutan asam lemah. Secara praktek,
dapat terlihat bahwa monosakarida mengurangi lebih cepat pada larutan asam
lemah daripada disakarida (Sahlan, 2018).
Menurut Mulasari (2019), untuk mengetahui reaksi karbohidrat dapat di
lakukan dengan Tes Barfoed. Dengan Memasukan 5 mL pereaksi barfoed ke dalam
tabung reaksi. Menambahkan 1 mL glukosa. Memanaskan dalam penangas air
selama 5 menit. Mendinginkan larutan dan mengamati apa yang terjadi. Pada uji
barfoed untuk mendeteksi karbohidrat yang tergolong monosakarida. Pereaksi
barfoed terdiri dari kupri asetat dan asam asetat. Ke dalam 5 ml peraksi dalam

tabung reaksi ditambahkan 1 ml larutan contoh, kemudian tabung reaksi
ditempatkan dalam air mendidih selama 1 menit. Endapan berwarna merah orange
menunjukkan adanya monosakarida dalam contoh. Dalam melakukan pengujian
monosakarida mengunakan perekaksi Barfoed, setelah dipanaskan selama 1 menit,
didiamkan beberapa saat sehingga dapat dilihat perubahan yang terjadi pada larutan
uji tersebut. Direduksi lebih cepat oleh gula reduksi monosakarida dari pada
disakarida dan menghasilkan Cu2O (kupro oksida) berwarna merah bata. Hal inilah
yang mndasari uji Barfoed. Pada uji Barfoed, yang terdeteksi monosakarida
membentuk endapan merah bata karena terbentuk hasil Cu2O.
Keberadaan karbohidrat dapat diuji dengan berbagai macam uji kualitatif
salah satunya adalah uji barfoed. Reagen Barfoed merupakan asam lemah dan
hanya dapat mereduksi monosakarida. Reagen barfoed terdiri atas kupri asetat dan
asam asetat. Pendidihan yang terlalu lama akan menghidrolisa disakarida sehingga
memberikan hasil reaksi positif yang salah. Endapan kupro oksida akan mudah
diamati apabila endapan yang berada di dalam tabung reaksi dibiarkan mengendap.
Warna kupro oksida akan berbeda bila dibandingkan dengan reaksi benedic t atau
fehling. Reaksi karbohidrat dengan reagen barfoed akan menghasilkan kupro
oksida yang berwarna merah bata, sedangkan reagen benedict akan menghasilkan
warna jingga kecoklatan ( Safitri, 2021).
Menurut Robit (2022), menyatakan disakarida pereduksi dapat juga
bereaksi dengan reagen barfoed (menghasilkan endapan merah pula) namun dalam
waktu pemanasan yang lebih lama. Oleh karena itu, ketepatan waktu dalam uji ini
sangat penting untuk membuahkan hasil yang valid. NaCl dan beberapa zat lainnya
dapat menjadi penghambat dalam reaksi yang terjadi. Uji barfoed ditemukan oleh
oleh kimiawan Denmark yang bernama Christen Thomsen Barfoed, namanya
diabadikan menjadi nama uji ini.
Mekanisme terbentuknya endapan merah bata. Monosakarida dapat
mereduksi lebih cepat daripada disakarida Jadi, CuO terbentuk lebih cepat oleh

monosakarida daripada oleh disakarida. Dengan anggapan bahwa konsentrasi
monosakarida dan disakarida dalam larutan tidak berbeda banyak. Perbedaan antara
pereaksi BarfoedBarfoed digunakan suasana asam (Robit, 2022).
Dalam suasana asam ini gula pereduksi yang termasuk pada golongan
disakarida akan memberikan reaksi yang sangat lambat dengan larutan Barfoed
sehingga tidak akan memberikan endapan merah bata kecuali pada waktu
percobaan yang diperlama. Gula reduksi adalah gula yang mempunyai kemampuan
untuk mereduksi. Hal ini dikarenakan adanya gugus aldehid atau keton bebas.
Senyawa-senyawa yang mengoksidasi atau bersifat reduktor adalah logam-logam
oksidator seperti Cu(II). Contoh gula yang termasuk gula reduksi adalah glukosa,
manosa, fruktosa, laktosa, maltosa, dan lain-lain. Sedangkan yang termasuk dalam
gula non reduksi adalah sukrosa (Safitri, 2021).
Pada uji barfoed, mekanisme terbentuknya endapan adalah sebagai berikut.
Pereaksi larutan barfoed yang mengandung kupri asetat akan bereaksi dengan
gugus aldehid atau gugus keton pada karbohidrat dalam sampel. Gugus karbonil
bebas pada karbohidrat tersebut akan mereduksi ion Cu2+ dari kupri asetat menjadi
Cut. Proses adanya gugus aldehid atau keton bebas dalam molekul karbohidrat.
Sifat ini tampak pada reaksi reduksi ion-ion logam misalnya ion Cu2+ dan ion Ag
yang terdapat pada pereaksi- pereaksi tertentu).Adapun senyawa-senyawa gula
reduksi adalah glukosa dan fruktosa. Semua monosakarida (glukosa, fruktosa dan
galaktosa) dan disakarida (laktosa, maltosa) termasuk sebagai gula pereduksi,
kecuali sukrosa dan pati (polisakarida). Umumnya gula pereduksi yang dihasilkan
berhubungan erat dengan aktifitas enzim, dimana semakin tinggi aktifitas enzim
maka semakin tinggi pula gula pereduksi yang dihasilkan (Anna, 2018).
Beberapa monosakarida yang penting adalah glukosa, fruktosa, dan
galaktosa. Glukosa adalah suatu aldoheksosa dan sering disebut dekstrosa karena
mempunyai sifat dapat memutar cahaya terpolarisasi ke arah kanan. Di alam,

glukosa terdapat dalam buah-buahan dan madu lebah. Dalam alam Glukosa
dihasilkan dari reaksi antara karbondioksida dan air dengan bantuan sinar matahari
dan klorofil dalam daun. Proses ini disebut fotosintesis dan glukosa yang terbentuk
terus digunakan untuk pembentukan amilum atau selulosa (Kurniadi, 2020).
Pada uji barfoed maltosa dan amilum memberikan hasil (-) sehingga
maltosa dan amilum bukan termasuk gula monosakarida pereduksi. Uji barfoed
yang bertujuan untuk membedakan monosakarida dan disakarida atau dalam kata
lain untuk mengetahui adanya gula monosakarida pereduksi. Prinsip dari uji
barfoed ini adalah berdasarkan adanya gugus karbonil bebas mereduksi Cu2+
dalam suasana asam membentuk Cu2O (endapan warna merah bata). Artinya
prinsipnya berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+. Disakarida pereduksi dapat
juga bereaksi dengan reagen barfoed (menghasilkan endapan merah pula) namun
dalam waktu pemanasan yang lebih lama. Oleh karena itu, ketepatan waktu dalam
uji ini sangat penting untuk membuahkan hasil yang valid (Dasyanti, 2021).
Uji seliwanoff dilakukan untuk mengetahui kandungan gugus ketosa pada
sampe peragian untuk mengetahui kandungan karbohidrat yang mengandung gugus
gula yang dapat difermentasikan. Uji seliwanoff merupakan reaksi spesifik warna
untuk ketosa. Pada larutan HCL, ketosa mengalami dehidrasi menjadi fultural lebih
cepat dibanding aldosa. Lebih jauh, fultural akan bereaksi dengan resolsinol
menghasilkan warna. Dengan konsekuensi, tingkat perkembangan warna dan
resolsinol menyediakan bukti bahwa aldosa dan ketosa murni terdapat pada gula.
Reagen uji seliwanoff ini terdiri dari resorsinol dan asam klorida pekat. Asam
reagen ini menghidrolisis polisakarida dan oligosakarida menjadi gula sederhana.
Ketosa terhidrasi kemudian bereaksi dengan resorsinol, menghasilkan zat berwarna
merah tua. Aldosa dapat sedikit bereaksi dan menghasilkan zat berwarna merah
muda (Wirarno, 2018)
Uji Seliwanoff digunakan untuk ketohesksosa. Reagen Ini terdiri dari
resorsinol (C6H4(OH) dalam 6M HCl. Konsentrasi asam klorida memungkinkan
ketosa mengalami dehidrasi dibandingkan aldoses dan lebih lanjut membentuk
produk merah ceri. Ketose mengandung senyawa dapat menghasilkan hasil yang

positif, Fruktose dan sukrosa adalah ketosa sementara laktosa, glukosa, xilosa, dan
galaktosa adalah aldosa (Caragy, 2018).
Uji ini memiliki tujuan untuk membuktikan adanya gugus ketosa dari suatu
bahan. Sampel yang diuji adalah larutan sukrosa, larutan fruktosa, dan larutan
glukosa. Hasil uji larutan sukrosa dan larutan fruktosa menghasilkan reaksi positif
dengan menghasilkan warna merah pada kedua larutan tersebut. Hal ini
menunjukkan pada fruktosa dan sukrosa mengandung gugus ketosa. Sukrosa
merupakan disakarida gabungan dari glukosa dan fruktosa, fruktosa sendiri
monosakarida yang mempunyai gugus ketosa. Sedangkan pada larutan glukosa
menghasilkan reaksi yang negativ, ini menunjukkan larutan glukosa tidak
mengandung gugus ketosa karena glukosa adalah monosakarida dengan gugus
aldosa. Untuk menentukan adanya gula yang mengandung gugus keton digunakan
uji seliwanoff. Prinsip reaksi berdasarkan atas pembentukan 4-Hidroksi Metil
Furfural yang akan membentuk suatu senyawa berwarna ungu dengan adanya
resorsinol (1,3- dihidroksi benzene). Reaksi ini spesifik untuk ketosa yang ditandai
dengan hasil reaksi berubah warna menjadi merah (Isnawati, 2019).
Pada uji Seliwanoff, jika gula tersebut mempunyai gugus keton disebut
ketosa. Sebaliknya jika ia mengandung gugus aldehida, ia adalah aldosa. Prinsip
dari uji ini adalah dehidrasi fruktosa oleh HCl pekat menghasilkan hidroksimetil
furfural dengan penambahan resorsinol akan mengalami kondensasi membentuk
kompleks berwarna merah oranye. Uji ini didasarkan pada fakta bahwa ketika
dipanaskan, ketosa lebih cepat terdehidrasi daripada aldosa. Fruktosa dan sukrosa
merupakan dua jenis gula yang memberikan uji positif. Sukrosa menghasilkan uji
positif karena ia adalah disakarida yang terdiri dari fruktosa dan glukosa. Hasil
menunjukan positif mengandung gula pereduksi dengan adanya endapan merah
pada larutan (Kusbandari, 2020).
Reagen uji Seliwanoff ini terdiri dari resorsinol dan asam klorida pekat.
Asam reagen ini menghidrolisis polisakarida dan oligosakarida menjadi gula
sederhana. Ketosa yang terhidrasi kemudian bereaksi dengan resorsinol,
menghasilkan zat berwarna merah tua. Aldosa dapat sedikit bereaksi dan
menghasilkan zat berwarna merah muda. Fruktosa dan sukrosa merupakan dua jenis

gula yang memberikan uji positif. Sukrosa menghasilkan uji positif karena ia adalah
disakarida yang terdiri dari furktosa dan glukosa. Pereaksi dibuat segera sebelum
digunakan. Pereaksinya terdiri atas 12 mL HCl pekat dan 3,5 mL resolsinol 0,5%.
Ke dalam 1 mL sampel ditambahkan 5 mL pereaksi, kemudian ditempatkan dalam
air mendidih selama 10 menit. Warna merah menunjukan bahwa dalam sampel
terkandung fruktosa (Hawab, 2018).
Iodium merupakan mikronutrien yang menjai bahan baku utama dalam
pembentukan hormon tiroid. Kekurangan maupun kelebihan asupan iodium
merupakan salah satu etiologi hipotiroidisme. Konsekuensi paling parah dari
kekurangan iodium adalah kretinisme yaitu suatu sindrom karena kekurangan
hormone tiroid dengan manifestasi utama berupa retardasi mental dan hambatan
tubuh bekerja (Adnan, 2019).
Amilosa dalam pati bertanggung jawab untuk pembentukan warna biru di
hadapan yodium. Molekul iodium berada dalam kumparan amilosa. Iodium sangat
tidak larut dalam air, oleh karena reagen iodium dibuat dengan melarutkan ioium
dalam air dengan kalium iodida. Hal ini membuat triiodida kompleks ion linear
dengan larut. Ion-ion triiiodida tergelincir ke dalam kumparan pati yang
menyebabkan warna hitam biru intens (Kusbandari, 2020).
Setiap manusia pada umumnya mengonsumsi garam dengan jumlah yang
berbeda-beda tergantung kebiasaan masing-masing individu. Oleh karena itu,
penambahan iodium pada produk garam merupakan cara yang sangat efektif dalam
menutupi kekurangan tubuh manusia akan kebutuhan iodium. Untuk menunjang
program pemerintah di bidang kesehatan masyarakat, setiap produsen garam
diwajibkan menambahkan iodium pada produk garamnya. Menurut penelitian yang
dilakukan oleh para ahli kesehatan, seorang dewasa yang kekurangan iodium dalam
mengonsumsi makanannya dapat mengalami penyakit gondok. Sedang pada anak-
anak dapat menyebabkan pertumbuhanyang terhambat. Oleh karena itu,
kekurangan iodium pada masyarakat diharapkan tidak ada lagi bila semua garam
yang diproduksi sudah mengandung iodium (Gandjar, dkk, 2018).
Menurut Nadesul (2019), menyatakan bahwa iodium merupakan mineral
yang diperlukan oleh tubuh dalam jumlah relatif kecil, tetapi mempunyai peranan

yang sangat penting untuk pembentukan hormon tiroksin. Hormon tiroksin sangat
berperan dalam metabolisme di dalam tubuh. Kekurangan iodium dapat berakibat
buruk bagi manusia, akibat yang dapat ditimbulkan antara lain berkurangnya
tingkat kecerdasan, pertumbuhan terhambat, penyakit gondok, kretin endemik
(kerdil), berkurangnya kemampuan mental dan psikologi, meningkatnya angka
kematian prenatal, serta keterlambatan perkembangan fisik anak (lambat dalam
mengangkat kepala, tengkurap dan berjalan), sedangkan kelebihan dari iodium akan
mengakibatkan terjadinya hipertensi, stroke, osteoporosis, kerontokan rambut,
hipernatremia dan gangguan pada saraf. Iodium dalam garam dihitung dengan
kadar Kalium Iodat (KIO3), dimana iodium merupakan kandungan terpenting
dalam kelenjar tiroid. Kandungan iodium yang dikonsumsi tidak seluruhnya diserap
atau disintesa oleh hormon tiroid melainkan hanya sekitar 33%, sedangkan 67%
dikeluarkan melalui urine dan feses.
Uji Iodium merupakan salah satu metode pengujian yang digunakan untuk
membedakan polisakarida dari disakarida dan monosakarida.Berdasarkan hasil
penelitian pada Uji Iodium menunjukkan tidak ada perubahan warna, sehingga
menunjukkan hasil negatif. Hal ini menunjukkan bahwa madu hitam mengandung
disakarida/ monosakarida. Prisip dari pengujian iodin yaitu karbohidrat golongan
polisakarida akan memberikan reaksi dengan larutan iodin akan memberikan warna
spesifik bergantung pada jenis karbohidratnya (Ariani, 2021)
Pada uji iodium merupakan uji identifikasi terhadap adanya karbohidrat
khususnya golongan polisakarida. Dalam uji iodium ini. reagen yang digunakan
adalah larutan dalam KI. Larutan ini dibuat dari campuran padatan iodium (1) dan
padatan KI yang dilarutkan dalam pelarut air. Penambahan iodium pada
polisakarida menyababkan terbentuknya kompleks adsorpsi berwarna spesifik.
Warna biru kehitaman yang khas ditimbulkan sebagai hasil dari reaksi positif
(Robit, 2022).
Hidrolisis merupakan proses pemecahan polisakarida (gula kompleks)
menjadi polimer yang lebih sederhana, mengingat syarat utama dari proses
fermentasi untuk produksi bioetanol adalah gula monomer atau dimer. Polisakarida
yang digunakan yakni hasil pretreatment dan ekstraksi jerami. Penggunaan cara

kimiawi pada proses hidrolisis ini bertujuan untuk mendapatkan hasil yang
optimum dengan waktu yang singkat. Metode penelitian ini digunakan adalah
hidrolisis asam dengan membandingkan dua jenis larutan asam kuat yaitu asam
sulfat (H2SO4) dan asam klorida HCl) dengan konsentrasi masing-masing sebesar
0,5 N. Hidrolisis dilakukan dalam kondisi pada suhu 115 derajat C selama 60 menit
pada tekanan 1 atm. Hidrolisis asam kuat menghasilkan gula yang tinggi (90% dari
hasil teoritik) 90% glukosa dapat dihasilkan. Kelemahan dari hidrolisis asam encer
adalah degradasi gula hasil di dalam reaksi hidrolisis dan pembentukan produk
samping yang tidak diinginkan. Degradasi gula dan produk samping ini tidak hanya
akan mengurangi hasil panen gula, tetapi produk samping juga dapat menghambat
pembentukan etanol pada tahap fermentasi selanjutnya. Hidrolisis dilakukan
dengan menggunakan asam pekat akan mempercepat proses hidrolisis tetapi akan
menurunkan hasil hidrolisis karena glukosa mudah sekali diuraikan (Aniriani,
2018)
Berdasarkan hasil penelitian Taherzadeh (2018), proses hidrolisis
dipengaruhi oleh ukuran partikel, rasio asam dengan substrat, jenis dan konsentrasi
asam, suhu dan waktu hidrolisis. Peningkatan konsentrasi asam yang digunakan
akan menurunkan jumlah glukosa yang dihasilkan karena glukosa yang terbentuk
akan terdegradasi lebih lanjut. Hasil degradasi glukosa yang dapat menganggu dan
merusak hasil hidrolisis diantara HMF (Hidroksi Metil Furfural). Oleh karena itu
dalam penelitian ini mengggunakan hidrolisis asam pekat dengan variasi
konsentrasi untuk mengetahui hasil gula sederhana yang optimal.
Untuk mendapatkan hasil hidrolisis yang ideal maka gula yang dihasilkan
harus segera dipisahkan dari medium hidrolisisnya. Pada hidrolisis suhu sedang,
proses hidrolisis bisa memberikan hasil yang lebih rendah karena proses
dekomposisi. Suhu yang tinggi sering digunakan untuk menghidrolisis selulosa.
Proses hidrolisis yang dilakukan dapat menghasilkan gula pereduksi untuk di
fermentasi menjadi etanol. Sesuai dengan sifatnya, karbohidrat manapun dapat
dihidrolisis dengan asam. Proses hidrolisis terjadi saat struktur kristal selulosa rusak
sehingga selulosa terurai menghasilkan serangkaian oligosakarida dan
monosakarida.(Sun, 2019).

D. Alat dan Bahan
Percobaan 1 : Tes Molish
1. Alat
No Nama Alat Gambar Fungsi alat
1 Tabung Reaksi Tempat untuk mereaksikan
dua larutan atau lebih.
2 Pipet tetes Untuk memindahkan
sebuah larutan dari wadah
yang satu kewadah yang
lain dengan volume yang
kecil.
3 Penjepit kayu Untuk menjepit tabung
reaksi ketika akan
dipanaskan.
4 Gelas ukur Untuk mengukur volume
atau zat cair.
5 Rak tabung reaksi Sebagai wadah peletakan
tabung reaksi.

2. Bahan
No Nama Bahan Gambar Fungsi
1 Pereaksi molisch Sebagai sampel
praktikum atau sebagai
zat pelarut.
2 Glukosa Sebagai sampel
zat pelarut.
3 Fruktosa Sebagai sampel
zat pelarut.
4 Sukrosa Sebagai sampel
zat pelarut.
5 Maltosa Sebagai sampel
zat pelarut.

6 Strach Sebagai sampel
zat pelarut
7 Kanji Sebagai sampel
zat pelarut
Percobaan 2 : Tes Benedict
1. Alat
1 Tabung Reaksi Tempat untuk
mereaksikan dua larutan
atau lebih
sebuah larutan dari
wadah yang satu
kewadah yang lain
dengan volume yang
kecil
reaksi ketika akan
dipanaskan

4 Gelas ukur Untukmengukur volume
atauzatcair
tabung reaksi
6 Kertas label Untuk memberikan
tanda pada masing-
masing bahan uji
karbohidrat
7 Hote plate Untuk memanaskan
larutan kimia
2. Bahan
1 Pereaksi Benedict Sebagai sampel
zat pelarut

zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut

Percobaan 3 : Tes Barfoed
1. Alat
atau lebih
sebuah larutan dari
wadah yang satu
kewadah yang lain
dengan volume yang
kecil
reaksi ketika akan
dipanaskan
atauzatcair
tabung reaksi

tanda pada masing-
masing bahan uji
karbohidrat
2. Bahan
1 Pereaksi Barfoed Sebagai sampel
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut

zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut
Percobaan 5 : Tes Saliwanoff
1. Alat
No Nama alat Gambar Fungsi alat
atau lebih

sebuah larutan dari
wadah yang satu
kewadah yang lain
dengan volume yang
kecil
reaksi ketika akan
dipanaskan
atauzatcair
5 Rak tabung reaksi Sebagai wadah
peletakan tabung reaksi
tanda pada masing-
masing bahan uji
karbohidrat
7 Hote plate Untuk memanaskan
larutan kimia

2. Bahan
1 Pereaksi Saliwanof Sebagai sampel
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut
zat pelarut

zat pelarut
zat pelarut
Percobaan 6 : Iodium
1. Alat
No Nama Alat Gambar Fungsi
1 Batang
pengaduk
Sebagai alat untuk mengaduk
atau mencampurkan larutan.
2 Pipet tetes Sebagai alat untuk mengambil
larutan yang hanya
membutuhkan volume
sedikit/tetes agar lebih akurat.
3 Plat tetes Sebagai wadah atau tempat
untuk meletakkan larutan.

2. Bahan
1 Larutan Kanji Sebagai sampel dalam
praktikum
2 Larutan Maltosa Sebagai bahan atau sampel
dalam praktikum
3 Larutan Sukrosa Sebagai sampel yang akan di
amati dalam praktikum
4 Larutan Fruktosa Sebagai bahan atau sampel
dalam praktikum
5 Larutan Glukosa Sebagai sampel dalam
praktikum

6 Larutan strach Sebagai sampel yang di amati
dalam praktikum
7 Larutan Iodium Sebagai sampel dalam
praktikum
Percobaan 7 : Hidrolisis Karbohidrat
1. Alat
No Nama alat Gambar Fungsi alat
1 Tabung Reaksi Sebagai wadah untuk
menampung cairan dari
reaksi kimia dalam skala
medium
sebuah larutan dari
wadah yang satu
kewadah yang lain
dengan volume yang
kecil
reaksi ketika akan
dipanaskan

4. Hot plate Untuk memanaskan
larutan kimia
5. Gelas Kimia Sebagai tempat untuk
meletakkan tabung
reaksi ketika dipanaskan
di hotplate
2. Bahan
No Nama Bahan Gambar fungsi
1. Larutan Kanji Sebagai sampel
zat pelarut
2. Larutan Iodium Sebagai sampel
zat pelarut

E. Prosedur Kerja
Menambahkan 2-5 tetes pereaksi molish pada
masing-masing 2 ml larutan karbohidrat yang
akan di uji dalam tabung reaksi dan
mencampurkan dengan baik.
Mengeringkan tabung reaksi dan menuangkan
perlahan-lahan dengan hati-hati 1-2 ml asam
sulfat peekat melalui dinding tabung reaksi,
sehingga membentuk dua lapisan.
Mengamati warna yang terjadi pada batas kedua
lapisan.
Uji Molish

Menambahkan 5 – 10 tetes dari setiap larutan
karbohidrat pada tabung reaksi yang telah
ditandai.
Mencampurkan dan mendidihkan dalam penangas
air selama 5 menit.
Mendinginkan dengan segera dengan mengamati
perubahan warna yang terjadi.
Uji Benedict

Ke dalam setiap 2 ml reagen barfoed
menambahkan masing-masing 1 ml larutan
karbohidrat yang akan diuji dalam tabungan
reaksi yang telah ditandai.
Memanaskan 2-5 menit dalam penangas air.
Mengamati hasil yang terjadi.
Uji Barfoed

Percobaan 5 : Tes Saliwanoff
Menambahkan 3 tetes dari masing-masing larutan
karbohidrat yang akan diuji kedalam setiap 3 ml
pereaksi seliwanof dalam beberapa tabung reaksi
yang telah diberikan tanda.
Pada waktu yang bersamaan menempelkan
tabung-tabung itu kedalam penangas air dan
meneruskan pemanasan hingga 15 menit.
Mencatat hasil pengamatan saudara pada daftar
Uji Seliwanoff

Tes iodium
Mengambil masing-masing 2 tetes larutan
kanji, maltosa, sukrosa, fruktosa, glukosa,
starch dan meletakkannya ke dalam plat
tetes.
Mengambil larutan iodium dengan
menggunakan pipet tetes sebanyak 2 tetes
dan teteskan pada masing-masing larutan.
Mengamati perubahan warna yang terjadi
pada masing-masing larutan.
Melakukan percobaan yang sama sebanyak 2
kali agar mendapat hasil yang akurat.

Percobaan 7 : Hidrolisis Polisakarida
Mencampurkan masing-masing 10 ml larutan
kanji, tepung beras, terigu dan amilum dengan
HCl 3 ml dalam tabung reaksi terpisah.
Mengambil satu tetes dari setiap tabung dan
campur dengan satu tetes larutan iodium 0,1 M
dalam lempeng porselin.
Menempatkan tabung reaksi yang berisi
campuran karbohidrat dan asam dalam air
mendidih. Tiap 2 menit mengambil satu tetes dari
setiap tabung larutan tadi dan mencampur dengan
satu tetes larutan Iodium seperti diatas.
Meneruskan percobaan ini hingga tidak terjadi
perubahan warna Iodium bila di campur dengan
larutan dari tabung reaksi.
Menetralkan larutan dari tabung reaksi melakukan
tes benedict terhadap larutan yang telah
dinetralkan itu. Mengambil semua hal yang
terjadi.
HCl 3 M dapat dibuat dengan mengencerkan 1
bagian HCl padat dengan 3 bagian air.
Hidrolisis polisakarida

F. Hasil Pengamatan
No Nama Hasil Gambar Keterangan
1. Glukosa Warna ungu Terjadi dua lapisan
perubahan warnanya
terletak ditengah yang
dimana atas kosong dan
bawah kosong dan
terjadi uap panas dan
bergelembung
2. Fruktosa warna coklat
kekuningan
Perubahan warnanya
terletak ditengah dan
tidak bergelembung
3. Sukrosa Warna coklat
ungu
Terjadi dua perubahan
warna yang dimana
dibagian atas berwarna
coklat dan dibagian
bawah berwarna ungu,
terdapat dua lapisan
dan bergelembung
4. Maltosa Pink Perubahan warnanya
bergelembung
5. Starch Coklat hijau Perubahan warnanya
menghasilkan reaksi
yang bergelembung

6. Kanji Coklat tipis Perubahan warnanya
terletak pada bagian
tengah, warnanya
tidak terlalu jelas dan
menghasilkan reaksi
yang bergelembung
No Nama Hasil Gambar Endapan Keterangan
1. Fruktosa Setelah 3
menit di
didihkan
tidak ada
perubahan
warna
Tidak ada Tidak
berubah
warna karena
larutan
frugtosa
gugus
ketonnya
dapat
bertatomerasi
2. Kanji Setelah
didihkan 3
menit telah
terjadi
perubahan
warna,
berwarna
merah bata
Terdapat
endapan
berwarna
merah bata
Karena kanji
terdapat gula
pereduksi
makaterjadi
perubahan
warna
3. Sukrosa Setelah 3
menit
didihkan
tidak ada
perubahan
warna
Tidak ada Karena
sukrosatidak
mempunyai
gugus gula
pereduksi
4. Maltosa Pada menit
ke-3 tidak
terjadi
perubahan,
kemudian
pada menit
ke-5 terjadi
Tidak
terdapat
endapan
Terjadi
perubahan
warna karena
maltosa
merupakan
disakarida
yang

perubahan
wara yaitu
warna biru
tua.
memiliki
guguskarbon
yang
berpotensi,
bebas yang
dapat
dioksidasi
5. Glukosa Setelah 3
menit di
didihkan
telah
berubah
warna
menjadi
warna biru
tua
Terdapat
endapan
berwarna
kemerahan
Glukosa
berubah
warna karena
memiliki
gugus fungsi
aldehid dan
keton bebas
6. Starch Setelah 3
menit di
didihkan
tidak ada
perubahan
warna
Tidak ada Karena
tidak
terdapat
monosakari
daatau gula
pereduksi
No Nama Hasil 1 Hasil 2 Gambar Keterangan
1. Glukosa Warna
biru
pudar
Tetap
warna
biru
pudar
Tidak ada reaksi
perubahan
warna didalam
reaksi glukosa
dan reagen
barfoed
2. Kanji Warna
biru
pudar
Tetap
warna
biru
pudar
Tidak ada
reaksi
perubahan
warna
didalam
reaksi kanji
dan reagen
barfoed

3. Sukrosa Warna
biru
pudar
Tetap
warna
biru
pudar
Tidak ada
reaksi
perubahan
warna didalam
reaksi sukrosa
dan reagen
barfoed
4. Maltosa Warna
biru
pudar
Tetap
warna
biru
pudar
Tidak ada reaksi
perubahan
warna didalam
reaksi maltosa
dan reagen
barfoed
5. Starch Warna
biru
pudar
Tetap
warna
biru
pudar
Tidak ada
reaksi
perubahan
warna didalam
reaksi strach
dan reagen
barfoed
6. Fruktosa Warna
biru
pudar
Tetap
warna
biru
pudar
Tidak ada reaksi
perubahan
warna didalam
reaksi fruktosa
dan reagen
barfoed
Percobaan 5 : Tes Seliwanoff
No Nama
Hasil
Gambar Keterangan
I II III IV V
1. Glukosa 0 5 17 20 23 Tidak terjadi
perubahan
warna,muncul
gelembung besar
mulai dari 3 menitke
2-3 menit kelima, dan
sedikit
gelembung

2. Fruktosa 0 21 33 47 62 Tidak terjadi
perubahan warna,
muncul gelembung
kecil mulai dari 3
menit ke 2-3 menit
kelima, dan per 3
menit gelembung
semakin banyak.
3. Maltosa 0 17 23 31 50 Tidak terjadi
perubahan warna,
muncul gelembung
kecil mulai dari 3
menit ke 2-3 menit
kelima, dan per 3
menit gelembung
bertambah banyak.
4. Sukrosa 0 17 30 39 47 tidak terjadi
perubahan warna,
muncul gelembung
kecil mulai dari 3
menit ke 2-3 menit
kelima, Dan
gelembungnya
semakin banyak
5. Kanji 0 2 7 11 20 Tidak terjadi
perubahan warna,
muncul gelembung
besar mulai dari 3
menit ke 2-3 menit
terakhir, dan
menghasilkan
gelembung paling
sedikit dari semua
larutan karbohidrat.
No Nama Hasil Gambar Keterangan
1. Kanji Warna
ungu
Kanji mengalami
perubahan warna yang
sangat cepat dibanding
bahan uji lainnya

2. Starch Warna
bening
Starch tidak mengalami
perubahan warna. Tetap
berwarnabening
3. Monosakarida
Glukosa
Warna
bening
Monosakarida glukosa
tidak mengalami
perubahan warna.
Tetap berwarna bening
seperti pada percobaan
awal
4. Monosakarida
fruktosa
Warna
bening
Tetap pada percobaan
awal tidak mengalami
perubahan warna
5. Disakarida
sukrosa
Warna
kuning
pucat
Mengalami sedikit
perubahan warna dari
percobaan sebelumnya,
(kuning pucat)
6. Disakarida
maltosa
Warna
kuning
pucat
Mengalami sedikit
perubahan warna dari
percobaan sebelumnya
(kuning pucat)
Percobaan 7 : Hirolisis Polisakarida
Menit
ke-
Kanji Gambar
2 Belum mengalami perubahan
atau pun belumbereaksi

warna
warna
warna
warna
warna
warna
16 Tetap belum mengalami
perubahan warna

G. Pembahasan
Pengamatan pertama dilakukan pada uji tes molish. Banyak tes digunakan
untuk mengetahui karakteristik karbohidrat Uji Molish adalah pengujian paling
umum untuk semua karbohidrat ini berdasarkan kemampuan karbohidrat untuk
mengalami dehidrasi asamkatalis untuk menghasilkan fullural atau 5
hydroxymethylfurfural. Pada percobaan tes molish praktikan melarutkan 0,1 gram
Alpha Naftol dalam 100 ml etanol 95 %.
Menambahkan 2-5 tetes pereaksi Molish pada masing-masing 2 ml larutan
Karbohidrat yang diuji dalam tabung reaksi untuk mencampurkan larutan tersebut.
Saat akan mencapurkan pereaksi molish tabung reaksi dimiringkan dan
menuangkan pereaksi molish secara perlahan-lahan, sampai terjadi perubahan
warna.
Menurut (Desyanti, 2021). Tes molish adalah tes kimia yang sensitif
terhadap keberadaan karbohidrat, berdasarkan dehidrasi karbohidrat oleh asam
sulfat dan asam klorida untuk menghasilkan aldehida, yang mengembun dengan
dua molekul (biasanya a-naftol meskipun fenol lainnya juga memberikan produk
berwarna), menghasilkan senyawa merah atau berwarna ungu.
Pada uji molish, hasil positif sampel ditunjukkan oleh glukosa dan sukrosa.
Glukosa menunjukkan hasil paling positif dengan terbentuknya warna ungu
tuasementara sukrosa dan berwarna cokelat ungu. Fruktosa menunjukkan warna
coklat kekuningan, maltosa menunjukkan warna pink, starch menunjukkan warna
coklat hijau dan kanji menunjukkan warna coklat tipis.
Terjadi dua lapisan warna terletak ditengah yang dimana atas kosong dan
bawah kosong dan terjadi uap panas dan bergelum pada percobaan glukosa. Pada
percobaan fruktosa perubahan warna terletak dibagian tengah dan tidak
bergelembung. Percobaan sukrosa terjadi perubahan warna yang di mana pada
bagian atas berwarna coklat dan di bagian bawah berwarna ungu, terdapat dua
lapisan dan bergelembung. Percobaan maltosa perubahan warnanya terletak di
tengah dan menghasilkan reaksi yang bergelembung. Percobaan starch perubahan
warnanya terletak di tengah dan menghasilkan reaksi yang bergelembung. Pada

percobaan kanji perubahan warnanya terletak dibagian tengah, warnanya tidak
terlalu jelas dan menghasilkan reaksi yang bergelembung.
Pada percobaan benedict ini, kami melakukan tes benedict menggunakan
bahan bahan galaktosa,glukosa,fruktosamaltosa, laktosa,sukrosa,kanji dan amilum.
pada percobaan tes benedict menggunakan glukosa, glukosa yang awalnya
berwarna bening di campurkan dengan larutan benedict berwarna biru hasilnya
setelah 3 menit di didihkan akan berubah warna menjadi warna biru tua dengan
terdapat endapan berwarna kemerahan. hal ini terjadi karena glukosa memiliki
gugus fungsi aldehid dan keton bebas. Kemudian percobaan tes benedict
menggunakan starch, starch awalnya berwarna bening di campurkan dengan larutan
benedict. pada menit ke 3 di didihkan tidak ada perubahan warna serta tidak terjadi
endapan, hal ini di sebabkan karena starch tidak memonosakarida atau gula
pereduksi. Selanjutnya, uji benedict menggunakan maltosa. pada menit ke 3 di
didihkan tidak terjadi perubahan, tetapi pada menit ke 5 terjadi perubahan warna
menjadi warna biru tua. pada uji larutan ini, tidak terdapat endapan. Terjadinya
perubahan warna karena maltosa merupakan disakarida yang memiliki gugus
karbon yang berpotensi bebas yang dapat dioksidasi. Selanjutnya, tes benedict
menggunakan larutan sukrosa. larutan sukrosa awalnya berwarna bening dan di
campur menggunakan larutan benedict. setelah didihkan selama 3 menit, tidak
terjadi perubahan warna dan juga endapan. hal ini di sebabkkan karena sukrosa
tidak mempunyai gugus gula pereduksi. Kemudian, uji larutan kanji menggunakan
tes benedict. setelah 3 menit didihkan,terjadi perubahan warna menjadi warna
merah bata juga terdapat endapan berwarna merah bata. hal ini terjadi karena kanji
terdapat gula pereduksi sehi gga terjadi perubahan warna. terakhir, percobaan tes
benedict menggunakan larutan fruktosa. setelah 3 menit di didihkan tidak terjadi
perubahan warna dan tidak terjadi endapan. hal ini terjadi karena larutan fruktosa
gugus ketonnya dapat bertatomerasi.
Uji Benedict adalah uji kimia untuk mengetahui kandungan gula
(karbohidrat) pereduksi (yang memiliki gugus aldehid atau keton bebas) . Gula
pereduksi meliputi semua jenis monosakarida dan beberapa disakarida seperti
laktosa, glukosa dan maltosa. Uji benedict berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+

oleh gugus aldehid atau keton bebas dalam suasana alkalis, biasanya ditambahkan
zat pengompleks seperti sitrat atau tatrat untuk mencegah terjadinya pengendapan
CuCO3. Uji positif ditandai dengan terbentuknya endapan merah bata, kadang
disertai dengan larutan yang berwarna hijau, merah, atau orange (Dasyanti, 2021).
Selnjutnya tes barfoed dilakukan untuk membedakan antara monosakarida
dan diskarida. Pada praktikum tes barfoed, praktikan membuat pereaksi dari
barfoed dengan melarutkan 13,3 gram tembaga asetat dalam 200 ml aquades.
Praktikan menggunakan kuprisulfat sebagai pengganti tembaga asetat. Setelah itu
ditambahkan 1,8 mil asam asetat glacial.Setiap 2 ml reagem barfoed ditambahkan
masing-masing 1 ml larutan karbohidrat, dan dipanaskan dalam penangas air,
hotplate digunakan sebagai penangas dalam percobaan tes barfoed.
Menurut (David, 2018). Uji Barfoed, dilakukan untuk menentukan adaatau
tidaknya yang termasuk monosakarida pada larutan. Reaksi positifnya ditandai
dengan perubahan warna sampel menjadi biru. Ion Cu2+ dari pereaksi Barfoed
dalam suasana asam akan direduksi lebih cepat oleh gula reduksi monosakarida dari
pada disakarida dan menghasilkan Cu2O (kupro oksida) berwarna merah bata. Hal
inilah yang mndasari uji Barfoed. Pada uji Barfoed, yang terdeteksi monosakarida
membentuk endapan merah bata karena terbentuk hasil Cu2O.
Setelah dilakukan percobaan tersebut, di dapatkan hasil pengamatan
menunjukkan bahwa ke enam sampel yaitu glukosa, kanji, sukrosa, maltosa, starch,
dan fruktosa tidak ada yang mengalami perubahan. Seharusnya jika dilihat dari
literatur bahwa glukosa dan fruktosa adalah monosakarida ditunjukkan dengan
adanya pengendapan. Sementara itu, maltosa, dan sukrosa bukan merupakan
monosakarida karena dalam literatur kedua sampel ini merupakan disakarida
terbukti apabila pengujian berhasil maka tidak akan ada endapan yang terbentuk.
Pada praktikum uji seliwanoff kali ini, praktikan melakukan uji karbohidrat
menggunakan tes seliwanoff. pertama, praktikan melakukan uji glukosa dengan
cara menuangkan 3 ml larutan seliwanoff ke tabung reaksi lalu di tetesi 3 tetes
larutan glukosa tersebut dan di didihkan. Hasil yang di dapatkan pada 3 menit
pertama sampai 3 menit ke 5 tidak terjadi perubahan warna dan pada 3 menit
pertama tidak terdapat gelembung. akan tetapi pada 3 menit ke 2 terdapat 5

gelembung, 3 menit ke 3 terdapat 17 gelembung, 3 menit ke 4 terdapat 20
gelembung dan 3 menit ke 5 terdapat 23 gelembung. Selanjutnya, ditetesi 3 tetes
larutan fruktosa ke dalam 3ml larutan seliwarnoff lalu di didihkan. hasil yang di
dapatkan, pada 3 menit pertama sampai terakhir tidak terjadi perubahan warna. 3
menit pertama, tidak terdapat gelembung, 3 menit ke 2 terdapat 21 gelembung, 3
menit ke 3 terdapat 33 gelembung, 3 menit ke 4 terdapat 47 gelembung dan 3 menit
terakhir terdapat 62 gelembung. Selanjutnya, di tetesi 3 tetes larutan maltosa ke
dalam 3 ml larutan seliwanof, lalu di didihkan. hasil yang di dapatkan yaitu tidak
adanya perubahan warna dari 3 menit pertama sampai 3 menit ke 5. 3 menit
pertama, tidak terdapat gelembung, 3 menit ke 2 terdapat 17 gelembung, 3 menit ke
3 terdapat 23 gelembung, 3 menit ke 4 terdapat 31 gelembung dan 3 menit ke 5 atau
terakhir terdapat 50 gelembung. Selanjutnya, di tetesi 3 tetes larutan sukrosa ke
dalam tabung reaksi yang berisikan 5ml larutan seliwanof kemudian di didihkan.
pada 3 menit pertama sampai ke 5 tidak terjadi perubahan warna. 3 menit pertama
tidak terdapat gelembung, 3 menit ke 2 terdapat 17 gelembung, 3 menit ke 3
terdapat 30 gelembung, 3 menit ke 4 terdapat 39 gelembung dan 3 menit terakhir
terdapat 47 gelembung. Lalu, pada uji larutan kanji, di tetesi 3 tetes larutan tersebut
ke dalam 5ml larutan seliwanof lalu di didhkan. 3 menit pertama samapai 3 menit
ke 5 tidak terjadi perubahan warna. 3 menit pertama tidak terdapat gelembung, 3
menit ke 2 terdapat 2 gelembung, 3 menit ke 3 terdapat 7 gelembung, 3 menit ke 4
terdapat 11 gelembung dan 3 menit terakhir terdapat 20 gelembung. Terakhir, uji
larutan starch dengan cara menetesi sebanyak 3 tetes larutan tersebut ke dalam
larutan seliwanoff lalu di didihkan. hasil yang didapatkan berupa tidak terjadi
perubahan warna. lalu pada 3 menit pertama tidak terdapat gelembung, 3 menit ke
2 terdapat 15 gelembung, 3 menit ke 3 terdapat 32 gelembung, 3 menit ke 4 terdapat
40 gelembung, dan 3 menit ke 5 terdapat 57 gelembung. Tidak adanya perubahan
warna pada tes uji seliwanoff ini di sebabkan tidak terjadi perubahan aldosa menjadi
ketosa oleh HC.
Uji Seliwanoff bertujuan untuk mengeahui adanya ketosa (karbohidrat yang
mengandung gugus keton). Pada pereaksi seliwanoff,terjadi perubahan oleh HCl
panas menjadi asam levulinat dan 4-hidroksilmetilfurfural. Jika dipanaskan

karbohidrat yang mengandung gugus keton akan menghasikan warna merah pada
larutannya. Disakarida sukrosa yang mudah dihidrolisa menjadi glukosa dan
fruktosa memberi reaksi positif dengan uji Seliwanoff. Glukosa dan karbohdrat lain
dalam jumlah banyak dapat juga memberi warna yang sama (Hidayanto, 2018)
Tes iodium dilakukan untuk menentukan polisakarida.Pada praktikum ini
praktikan membuat pelarut dari Iodium denga melarutkan 10 gram Kl dalam 1 liter
air. Air yang digunakan pada praktikum ini adalah aquades. Setelah itu,
ditambahkan 1,5 gram iodium (1). Setelah membuat pelarut, praktikan melakukan
tes iodium dengan mengasamkan larutan yang akan di uji dengan HCl encer dan
ditambahkan 2 tetes larutan iodium kedalam setiap dua tetes larutan karbohidrat
yang di uji dalam plat tetes.Terbentuknya warna biru pada larutan karbohidrat
dikarenakan amilum pada kentang bereaksi dengan iodin. Hal ini sesuai dengan
pernyataan Awan (2019), bahwa iodin yang ditambahkan mengakibatkan
perubahan warna pada sampel karbohidrat.
Pada percobaan pertama diteteskan sebanyak 2 tetes iodium pada kanji,
starch, monosakarida glukosa, monosakarida fruktosa, disakarida glukosa, dan
disakarida maltosa hasil yang di dapatkan hanya kanji yang mengalami perubahan
warna sangat cepat dibanding dengan bahan uji lainnya. Karena tidak terjadi
perubahan pada larutan monosakarida dan disakarida maka di lakukan percobaan
yang kedua sebagai pembanding dan untuk mengetahui apakah akan terjadi
perubahan warna atau apakah warnanya akan sama.
Percobaan kedua di teteskaan sebanyak 4 tetes kanji, starch, monosakarida
glukosa, monosakarida fruktosa, disakarida glukosa dan disakarida maltosa pada
plat tetes. Setelah itu di tambahkan 4 tetes iodium kedalam plat tetes yang telah
terisi larutan tersebut. Setelah di teteskan terjadi perubahan warna, pada kanji
terjadi perubahan warna yang sangat cepat seperti seperti pada percobaan pertama
yaitu warna unggu. Pada larutan monoskarida glukosa dan monosakarida fruktosa
tidak terjadi perubahan warna, tetap berwarna bening seperti percobaan awal.
Sedangkan untuk larutan disakarida sukrosa dan disakarida maltosa terjadi sedikit
perubahan warna dari percobaan sebelumnya yaitu berwarna kuning pucat.

Polisakarida dapat dibuktikan dengan terbentuknya kompleks adsorpsi yang
spesifik pada setiap jenis polisakarida ini. Di mana amilum dengan iodium
menghasilkan larutan berwarna unggu yang menandakan hasil positif terhadap
kandungan polisakarida tetapi untuk larutan uji monosakarida dan disakarida tidak
menghasilkan warna larutan yang spesifik, oleh karena itu hasil yang ditunjukkan
negatif. Terbentuknya warna biru dan warna merah anggur ini disebabkan molekul
amilosa dan amilopektin yang membentuk suatu molekul dengan molekul dari
larutan iodium. Oleh karena itu, monosakarida dan disakarida tidak menghasilkan
warna larutan yang spesifik karena tidak mengandung amilosa dan amilopektin
Pada percobaan hidrolisis polisakarida ini, kami melakukan percobaan
menggunakan kanji. Kanji tersebut di campurkan dengan Hcl 3M dalam tabung
reaksi terpisah. pada tiap menit ke 2 larutan tersebut di ambil setetes lalu dicampur
dengan satu tetes larutan iodium. 2 menit pertama, larutan kanji tersebut belum
mengalami perubahan ataupun belum berekasi. 4 menit kemudian, larutan kanji
belum mengalami perubahan warna. menit ke 6, larutan kanji belum mengalami
perubahan warna, menit ke 8 larutan kanji belum mengalami perubahan warna,
menit ke 10, larutan kanji belum mengalami perubahan. dan pada menit ke 10 atau
menit terakhir, larutan kanji tetap belum mengalami perubahan warna. Tidak terjadi
perubahan warna artinya tidak terdapat unsur-unsur glukosa dalam zat tepung.
Hidrolisis adalah pemecahan kimiawi suatu molekul karena pengikatan air,
menghasilkan molekul-molekul yang lebih kecil. enzim telah mengkatalisis reaksi
hidrolisis kanji dari bentuk polisakarida ke bentuk oligosakarida yaitu eritrodekstrin
dan bentuk monosakarida berupa glukosa dan maltosa. Produk berupa
monosakarida tidak membentuk kompleks warna dengan iodin sehingga hanya
dapat dilihat dengan penurunan intensitas warnanya (Puspitasari, 2019).
H. Kesimpulan
Setelah melakukan praktikum pada reaksi karbohidrat, dapat disimpulkan
bahwa pada tes uji molish, telah dilakukan dengan tujuan untuk mengetahui adanya
karbohidrat pada larutan, positif pada monosakarida membentuk cincin ungu.

Reaksi ini berdasarkan pembentukan furfural yang didehidrasi oleh asam sulfat
pekat. Uji benedict dilakukan untuk mengetahui larutan-larutan tembaga yang basa
bila direduksi oleh karbohidrat yang mempunyai gugus aldehid atau keton bebas.
Reaksi positifnya ditandai dengan adanya endapan merah pada sampel. Uji barfoed
dilakukan untuk menentukan ada atau tidaknya yang termasuk monosakarida pada
larutan. Uji seliwanoff dilakukan untuk membuktikan adanya ketosa (fruktosa,
reaksi terjadi berdasarkan atas pembentukan a-hidroksi metal furfural yang akan
membentuk senyawa berwarna ungu dengan adanya resorsinol. Uji tes iodium
dilakukan untuk menentukan ada tidaknya perubahan warna pada uji coba tersebut.
Proses ini mengalami perubahan warna pada uji coba kanji, yakni mengalami
perubahan warna ungu pekat. Kemudian yang terakhir adalah hidrolisis
karbohidrat, dilakukan untuk mengidentifikasi hasil hidrolisis karbohidrat. Reaksi
positifnya ditandai dengn perubahan warna sampel menjadi biru bening.
I. Saran
Saran yang dapat praktikan berikan untuk praktikum selanjutnya yaitu
hendaknya praktikum selanjutnya dapat berjalan lebih efisien lagi serta diusahakan
agar tidak ada kegaduhan ketika proses praktikum berlangsung.

DAFTAR PUSTAKA
Adnan, M. (2019). Asuhan Gizi pada Hipotiroid. JNH (Jurnal of Nutrition and
Health). Vol 9 (2). Hal 19-24
Aniriani, G, W. (2018). Hidrolisis Polisakarida Xilan Jerami Menggunakan Larutan
Asam Kuatuntuk Bahans dasar Produksi Bioetanol. Jurnal Ilmiah Sains. Hal
113-117
Anna, P. (2018). Dasar-dasar Biokimia. Universitas Indonesia. Jakarta
Ariani, R, W. (2021). Analisis jenis gula pada madu hitam asal Flores Nuta
Tenggara Timur. Doctoral dissertation, Universitas Nahdlatul Wathan
Mataram
Awan. (2019). Kimia Organik. Erlangga. Jakarta
Caragy, C, A., et al. 2018. Isolation, Hydrolysis and Color Reactions of Starch from
Potato. PH BIOCHEM, Manila
Dasyanti, N, L, M. (2021). Metode Analisis Kuanlitatif dan Kuantitatif
Karbohidrat. Kementrian Kesehatan Republik Indonesia Politeknik
Kesehatan Denpasar. Denpasar
David, C. (2018). The World of Organic Chemistry. Mc-Graw-Hill Book Company.
New York
Elzagheid, M, I. (2018). Laboratory Activities of Introduce Carbohydrates
Qualitative Analysis to College Students. World Journal of Chemical
Education. Vol 6(2). Hal 82-86
Fitri, A, S, dkk. (2020). Analisis Senyawa Kimia pada Karbohidrat. Sainteks. Vol
17 (1). Hal 45-52
Gandjar, I, G, dkk. (2018). Kimia Farmasi Analisis. Yogyakarta. Pustaka Pelajar
Hawab, H, M, 2018. Pengantar Biokimia. Bayu Media Publishing. Jakarta
Hidayanto, A. P. 2018. Biokimia. Jakarta : Universitas Esa Unggul
Isnawati, 2019. Biokimia. Surabaya. Unesa University Press
Kamilah, R, R, dkk. (2023). Pengaruh Pelarut Ekstraksi pada Pembuatan Pemanis
dari Buah Lemba (Curculigo Latifolia) terhadap Kadar Total Gula. In
Prosiding University Research Colloquium. Vol 7 (2). Hal 714-722

Kurniadi, A, Y. (2020). Karbohidrat, Protein dan Lipid. Jurnal Ilmu Keolahragaan.
Vol 1 (2)
Kusbandari, A. (2020). Analisis Kuantitatif Kandungan Sakarida dalam Tepung
dan Pati Umbi Ganyong. Pharmaciana. Vol 5(1). Hal 35-42
Lestari, I, dkk. (2018). Penentuan Karbohidrat pada Pisang Kepok Kuning atau
Putih sebelum dan sesudah direbus untuk dikonsumsi Penderita Diabetes
Mellitus. Jurnal Sains. Vol 7(13). Hal 41-47
Mulasari. (2019). Biokimia. Penerbit Pustaka Kesehatan. Yogyakarta
Nadesul. (2018). Identifikasi dan Penetapan Kalium Iodat dalam Garam apur yang
beredar di Pasar Kota Bitung dengan metode Spektrofotometri UV-Vis.
Jurnal Ilmiah Farmasi UNSRAT. Vol 2 (1)
Puspitasari, G., & Atikah, W. S. (2019). Studi Kinetika Reaksi dari Enzim Α-
Amilase pada Proses Penghilangan Kanji Kain Kapas. Arena Tekstil. Vol
34(1)
Robit, E. (2022). Analisis Kandungan dan Penetapan Kadar Karbohidrat dalam
Pati Buah Lindur. Cilacap. Universitas Al-Irsyad Cilacap
Safitri, A, & Rosdiana, A. (2021), Biokimia Bahan Alam Analisi dan Fungsi. Media
Nusa Creative (MNC Publishing)
Sahlan. (2018). Uji Kuantitatif untuk Identifikasi Karbohidrat I dan II.
Laboratorium Kimia Universitas Nasional. Jakarta
Sun, dkk. (2019). Hydrolysis of lignocellulosic materials for ethanol production.
Bioseource Technol. Vol 83. Hal 1 – 11
Taherzadeh, M, J. (2018). Enzymes based hydrolysis processes for ethanol from
lignocellulosic materials. Bioresource. Vol 2(4). Hal 707-738
Wirarno, F, G. (2018). Kimia Pangan dan Gizi. PT Gramedia Pustaka. Jakarta

PRAKTIKUM_I_BIOKIMIA_sem_2[1].docx

Recommended

Recommended

More Related Content

Similar to PRAKTIKUM_I_BIOKIMIA_sem_2[1].docx

Similar to PRAKTIKUM_I_BIOKIMIA_sem_2[1].docx (20)

Recently uploaded

Recently uploaded (20)

PRAKTIKUM_I_BIOKIMIA_sem_2[1].docx