bioquimica

1. HOJA DE TRABAJO
DATOS PERSONALES:
NOMBRE: JESSICA MAYAORMACHEA CAHAUANA. FECHA:19/10/2021
PRACTICA N°1
OBJETIVOS:
Objetivo general:
Conocer la funcionalidad de los materiales y equipos del laboratorio de Bioquimica.
Objetivos específicos:
 Aprender a utilizar la balanza analítica con precisión
 Identificar los materiales de laboratorio para la manipulación correcta en la practica
 Conocer el uso y manejo del potenciómetro, a través de la medición de pH de algunas disoluciones para
verificar el comportamiento del electrodo de vidrio.
 Adquirir conocimientos sobre el proceso de técnicas como la especfotometría, analizar resultados y entender
su aplicabilidad y beneficio.
CALCULOS YRESULTADOS
ESPECTROFOTOMETRIA:
Definición: técnica analítica utilizada para medir cuánta luz absorbe una sustancia química, midiendo la intensidad
de la luz cuando un haz luminoso pasa a través de la solución muestra.
Aplicaciones:
 En la investigación
 Para merir curvas de calibración
 Importante uso en la industria farmacéutica.
PROCEDIMIENTO:
Se realizo la mezcla de agua destilada con azul de bromofenol en diferentes concentraciones. Luego se procede a
colocar las cubetas para verificar la absorbancia. Se inicia leyendo el blanco y seguidamente la cubeta con muestra
para poder leer las mediciones de absorbancia, se pudo observar en las tres concentraciones lo siguiente:
1) primer concentrado: una máxima absorción de
591,5nm
2) segundo concentrado; poca concentrado con
una absorción de 590,5nm
3) tercer concentrado; repite el comportamiento
del segundo con una diferencia de 0,5 nm
menos ósea 590 nm.
C
O
N
T
R
O
L
M
U
E
S
T
R
A
S
1

2. La solución de Betacarotenos utilizada esta disuelta en Acetona y siempre debemos el solvente sin la muestra como
nuestra primera lectura en el espectrofotómetro.
Β-carotenos:
El beta-caroteno es uno de los pigmentos de un grupo
de pigmentos rojos, anaranjados y amarillos llamados
carotenoides. El beta-caroteno y otros carotenoides
proveen aproximadamente el 50% de la vitamina A
necesaria en la dieta, está presente en las frutas,
verduras y granos. También se puede hacer en el
laboratorio.
El espectro de absorción del β-caroteno (un pigmento
carotenoide) incluye luz violeta y verde azulada, como
se demuestra con sus picos de unos 450 y 475 nm.
IDENTIFICACIONDE LOS MATERIALES DE LABORATORIOS PROPORCIONADOS
NOMBRE FUNCIÓN
Matraz aforado de 100ml Medir volúmenes exactos de disoluciones.
Matraz Erlenmeyer
Son matraces de paredes rectas, muy usados para las
valoraciones. Se pueden calendar directamente sobre la rejilla.
Vaso precipitado de 100 y 250 ml Preparar, disolver o calentar sustancias. Permiten ser
calentados sobre la rejilla. El vaso de precipitados no sirve
para medir volúmenes, sus marcas son sólo orientativas.
Probeta Medir líquidos cuando no es necesaria una gran precisión.
Pipeta de 1ml,2ml,5ml y 10ml Medir volúmenes con precisión.
Vidrio de reloj Disolver, calentar o hacer reaccionar pequeñas cantidades de
sustancia
Tubo de ensayo Cubrir recipientes, pesar, transferir sólidos y evaporar
líquidos a temperatura ambiente.
2 3

3. 𝑯𝟐𝑺𝑶𝟒 NaOH
𝑯𝟐𝑶
MANEJO DE PIPETA:
No MUESTRA EN
REPETICION
GASOLINA
(gotas)
LECHE
(gotas)
ETANOL
(gotas)
VINAGRE
(gotas)
1 52 23 18 22
2 48 23 18 22
3 47 26 20 21
Promedio 49 24 18,67 21,67
S 2,65 1,73 1,15 0,58
OBSERVACIONES: cada muestra fue tomada en la misma concentración de 1 ml sin embargo con el compuesto que
mas diferencia tuvimos fue la GASOLINA ya que tiene una densidad de 0,70 g/ml a comparación de la LECHE (d=
1,03g/ml), ETANOL (1,03 g/ml) y el VINAGRE (d=1.0056 g/ml)
SOLUBILIDAD:
SOLVENTE
2ml
GASOLINA
(1 ml)
ACEITE
(1 ml)
VINAGRE
(1 ml)
SAL
0,1g
AZUCAR 0,1g
Agua No No Si Si Si
Etanol 70% Si No Si No No
VINAGRE
Tanto como en agua y etanol se
disuelven fácilmente sin formar
ningún precipitado
GASOLINA:
Como podemos observar en la imagen en
nuestro primer tubo que es agua+ gasolina
observamos que se forman dos fases dando
a entender que el agua tiene una mayor
densidad con respecto a la gasolina ya
mencionado anteriormente según teoría la
gasolina tiene una d= 0,70 g/ml < al del
agua.
ACEITE
El alcohol flota en el aceite ya que
tiene una densidad menor en cambio
en el agua se hunde en aceite ya que
su densidad es mayor.
SAL Y AZUCAR
El alcohol medicinal (etanol) también es un disolvente
polar pero menos que el agua y no puede disolver CON
FACILIDIDA elazúcar y la sal
pH METRO:
DISOLUCIONES SERIADAS:
ACIDO: 𝑯𝟐𝑺𝑶𝟒
BASE: NaOH
SOLUCION MADRE:
GASOLINA
AGUA
+ +
9ml 1ml 9ml 1ml
pH = 1,46 pH = 12,98

4. 9ml de agua destilada + 1m de 𝑯𝟐𝑺𝑶𝟒 de la
solución madre
pH = 2,01
9ml de agua destilada + 1m de NaOH de la
solución madre
pH = 12,58
9ml de agua destilada + 1m de 𝑯𝟐𝑺𝑶𝟒 de la
solución madre
pH = 2,63
9ml de agua destilada + 1m de NaOH de la
solución madre
pH = 11,82
9ml de agua destilada + 1m de 𝑯𝟐𝑺𝑶𝟒 de la
solución madre
pH = 3,36
9ml de agua destilada + 1m de NaOH de la
solución madre
pH = 11,20
DISCUSIÓN
En solubilidad se realizó diferentes mezclas las diferentes muestras mezcladas con agua destilada y etanol y
se observó lo siguiente:
 En el caso del azúcar y la sal mezclado con etanol no se presenció disolución ,esto debido a que el
etanol es menos polar que el agua según la teoría. Por esta razón no hubo disolución.
CONCLUSIONES
Gracias a las indicaciones del doctor y los auxiliares:
 Se logro Identificar los materiales de laboratorio entre exactos e inexactos para la manipulación correcta en el
desarrollo de la práctica.
 Se pudo Aprender el uso correcto de la balanza analítica con relación a: encender, tarar, pesar y manipular
instrumentos en su interior.
 Se logro comparar los cambios físicos que presentan las muestras de aceite, vinagre, gasolina, sal, azúcar en
contacto con el etanol y agua.
 Se conoció el uso y manejo del potenciómetro, a través de la medición de pH de algunas disoluciones para
verificar el comportamiento del electrodo de vidrio.
 Se logro adquirir conocimientos sobre el proceso de técnicas como la espectrometría, analizar resultados y
entender su aplicabilidad y beneficio.
BIBLIOGRAFÍA
 Wikipedia. (31 de enero de 2021). Espectrofotometría. Recuperado el 24 de abril de 2021 de:
https://es.wikipedia.org/wiki/Espectrofotometr%C3%ADa
Observaciones: Se observo que a medida que
vamos diluyendo mas nuestro
acido lo vamos neutralizando
llegando a un pH de 3,36 en
nuestra última concentración
que es el tubito n°4. Nuestro
acido va perdiendo sufuerza
Se observo que a medida que
vamos diluyendo mas nuestra
base la vamos neutralizando
llegando a un pH de 11,20 en
nuestra última concentración
que es el tubito n°4. Nuestra
base va perdiendo sufuerza en
nuestra dilución seriada.

5.  Konica Minolta Sensing Americas. (s.f.). Identificando colorantes alimenticios con
espectrofotómetros. Recuperado el 24 de abril de 2021 de:
https://sensing.konicaminolta.us/mx/blog/identificando-colorantes-alimenticios-
conespectrofotometros/#:~:text=Muchos%20de%20los%20usos%20de,alimenticios%20especificados
%20y%20aprobados%20federalmente.&text=Los%20espectrofot%C3%B3metros%20funcionan%20
mediante%20la,una%20fuente%20de%20luz%20monocrom%C3%A1tica.
 Udaeta. E. (2021). Moléculas pequeñas. Guía de laboratorio. (PDF).

6. HOJA DE TRABAJO
1. OBJETIVO GENERAL:
 Conocer la importancia de la identificación de las moléculas pequeñas en el laboratorio.
2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
 Identificar a los monosacáridos y a los disacáridos.
 Determinar la identificación de aminoácidos en nuestras muestras.
 Realizar el ensayo de Seliwanoff, reacción de Fehling y el ensayo vial.
 Reconocer ácidos grasos en nuestras muestras.
3. CALCULOS Y RESULTADOS
Identificación de mono y di sacáridos:
Ensayo de Seliwafnoff:
Reactivo de seliwafnoff: Este ensayo es específico para cetosas y se basa en la conversión de la cetosa en 5-
hidro-metil-furfural y su posterior condensación con resorcinol formando así complejos coloreados.
Nuestras soluciones patrón fueron la fructosa y glucosa. Se rotulo 3 tubos de ensayo uno con el nombre de
glucosa, el otro con el nombre de fructosa y el ultimo con el nombre de fruta (fructosa). En cada tubo de
ensayo se colocó 2ml de la solución de carbohidrato, uno con solución de glucosa y el otro de fructosa. En
el último tubo de ensayo se puso fruta picada (Durazno) y después a los 3 tubos de ensayo se agregó 2 ml
del reactivo de seliwanoff, finalmente los tubos de ensayo
se deben calentar en baño maría a ebullición por dos a tres minutos. Donde la formación de una coloración roja
en nuestras muestras nos afirmara que la prueba salió positiva para cetosas.
En nuestras pruebas se obtenido o siguiente:
Muestra patrón: FRUCTOSA Y GLUCOSA
Rotulamos nuestros tubos de ensayo (3):
1. GLUCOSA
2. FRUCTOSA
3. FRUTA (fructosa)
Se coloco 2ml de la solución de carbohidrato agregando 2 ml del reactivo de seliwafnoff, llevando a Baño
María por 2 min. Cada tubo, esperamos los resultados dando nos un color rojo si es que existía cetosas en
nuestras muestras llegando a ser un resultado positivo.
DATOS PERSONALES:
NOMBRE: JESSICA MAYAORMACHEA CAHAUANA. FECHA:20/10/2021
PRACTICA N°2

7. GLUCOSA FRUCTOSA y FRUTA (fructosa)
Muestra de glucosa y reactivo se
seliwafnoff. Observamos que no presento
cambio alguno dándonos un resultado
negativo para la presencia de cetosas en
glucosa.
FRUTA: solución de fructosa (durazno) y reactivo se
seliwafnoff. Observamos que el durazno que actúa como
nuestra fructosa nos arroja un resultado positivo (coloración
rojiza) siendo que si existe la presencia de cetosas. Llegando
a la conclusión de que si la fruta esta más fresca mayor será
la cantidad de cetosas.
FRUCTOSA: la solución de fructosa y el reactivo de
seliwanoff. Viendo el resultado se concluye que la fructosa
contiene cetosas por lo que presenta una coloración rojiza.
Ensayo de Fehling:
Reacción de Fehling: Este ensayo permite identificar monosacáridos reductores. El reactivo de Fehling
contiene sulfato de cobre II y ácido tartárico en solución alcalina. En esta reacción, el grupo carbonilo de
un aldehído se oxida a ácido y reduce la sal de cobre (II) a óxido de cobre (I), que se precipita causando
que la solución se torne roja. Para las soluciones de disacáridos, esta reacción es color rojo ladrillo.
LACTOSA
1 ml de glucosa + 1ml de solución de
felhing A y posterior 1 ml de felhing B
homogenizamos. Posteriormentese llevó a
baño maría durante 5 min.
Observamos el resultado en nuestro tubo
de ensayo donde la rección obtenida nos
presentauna coloración rojo-anaranjado.
POSITIVO (+) para azucares reductores.
2 ml de lactosa + 1ml de solución de Fehling A
y posteriormente1 ml de solución de Felhing B
homogenizamos.
Posteriormente se llevó a baño maría durante 5
min.
Observamos el resultado en nuestro tubo de
ensayo donde la rección obtenida nos presenta
una coloración rojo-anaranjado.
POSITIVO (+) para azucares reductores.
SACAROSA
2 ml de sacarosa baño maría durante 2-3
min. Agregamos 1ml de felhing A y
posterior 1 ml de felhing B
homogenizamos. Posteriormentese llevó a
baño maría durante 5 min.
Observamos el resultado en nuestro tubo
de ensayo donde la rección obtenida nos
presentauna coloración AZULADA.
NEGATIVO (-) para azucares reductores.
2 ml de sacarosa y 1 ml de HCl, después se
llevó a baño maría por 2 a 3 minutos. Se
agregó 1ml de solución de Fehling A y
posteriormente 1 ml de solución de Felhing B
y homogenizamos.
Observamos el resultado en nuestro tubo de
ensayo donde la rección obtenida nos presenta
una coloración rojo-anaranjado.
POSITIVO (+) para azucares reductores
Fruta
Fructosa

8. ENSAYO DE VIAL
MUSTRAS: de carbohidratos xilosa y fructosa.
Colocamos en un tubo de ensayo 2.0 ml de la solución del carbohidrato y agregamos 3 ml del reactivo de Vial,
caliente en baño maría a ebullición y observamos: La formación de una coloración verdosa es prueba positiva para
pentosas.
La prueba salió una
coloración verdusca por lo
que se presume que existe
xilosa en nuestra muestra
dándonos un resultado
POSITIVO (+)
La prueba salió una
coloración CAFÉ por lo
que se presume que NO
existe PENTOSAS en
nuestra muestra dándonos
un resultado
NEGATIVO (-)
IDENTIFICACIONDE ACIDOS GRASOS:
SAPONIFICACION:
Colocamos en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de
NaOH al20%
Agitamos y seguidamente llevamos a baño maría por 15
min.
Pasado eltiempo observamos que se formó 3 fases:
INFERIOR:solución de sosa sobrante + glicerina
INTERMEDIA:jabón formado
SUPERIOR:donde encontramos el aceite inalterado
TINCION:
2 tubos de ensayo colocando en ambos 2ml de yema de
huevo. Añadir a uno de los tubos 4-5 gotas de solución
alcohólica de Sudán III. Al otro tubo añadir 4-5 gotas de
tinta roja. Agitar ambos tubos y dejar reposar.
Observamos que el Sudan III tiñe todo el aceite.
Mientras que el tubo 2 con tinta no tiñe el aceite pero si
se precipita
SOLUBILIDAD:
Los lípidos son insolubles en agua. Cuando se agitan fuertemente en ella se dividen en pequeñísimas gotas formando
una emulsión de aspecto lechoso, que es transitoria, pues desaparece en reposo por reagrupación de las gotitas de
grasa en una capa que, por su menor densidad, se sitúa sobre el agua.
Aceite de cocina 2ml en un tubo de ensayo. Añadir 2ml de etanol al 96 %.
Agitar el tubo de ensayo y dejar reposar.
En la primera imagense ve como al agitarla soluciónse forma una emulsión
de aspecto lechoso, dejando reposarse puede ver (enla segunda imagen) en la
parte media una formación de micelas.Comprobamos que el aceite es
insoluble
DISCUCIONES
Aceite inalterado
Jabón
Sosa + glicerina

9. Se logro identificar los carbohidratos en este caso los MONO y DI SACARIDOS,en este caso la glucosa,
fructuosas en MONOSACARIDOS y en DISACARIDOS lactosa que es la unión de la Glucosa y la Galactosa.
Tenemos reactivos específicos usados sobre las muestras realizadas que nos ayudaron a refutar o rechazar lo visto
en teoría en este caso ya desde una perspectiva diferente es la práctica es así que logramos identificar ácidos grasos
y aminoácidos.
CONCLUSIONES
 Conocimos la importancia de la identificación de las moléculas pequeñas en el laboratorio de
bioquímica con los diferentes métodos mencionados en este informe.
 Identificamos correctamente a los monosacáridos y a los disacáridos mediante los ensayos realizados
como, por ejemplo, el ensayo o reacción de Fehling.
 Determinamos la identificación de aminoácidos en nuestras muestras.
 Reconocimos con más facilidad los ácidos grasos en nuestras muestras basándonos en la explicación
y teoría impartida tanto docente, auxiliares y estudiantes.
REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
 Udaeta. E. (2021). Moléculas pequeñas. Guía de laboratorio. (PDF).
 Wikipedia. (31 de enero de 2021). saponificacion. Recuperado el 20 de octubre de 2021 de:
https://es.wikipedia.org/wiki/sonificaci%C3%ADa.

10. HOJA DE TRABAJO
OBJETIVO GENERAL.
Identificar las proteínas con distintos reactivos y reconocer mediante las pruebas de identificación, también de
polisacáridos y del aislamiento de ácidos nucleicos.
Objetivos específicos.
 Conocer que proteínas dan positivo con el reactivo de biuret.
 Analizar el aislamiento de ácidos nucleicos.
 Realizar la reacción de solubilidad de proteínas.
PROTEINAS.
1. REACTIVO DE BIURET
Muestras: 1. Leche; 2. Huevo; 3. Gelatina incolora; 4. Jamón; 5. Carne; 6. Albumina; 7. Agua destilada.
1. leche: positivo
2. albumina de huevo: positivo
3. gelatina incolora: positivo
4. jamón: leve positivo
5. carne: positivo
6. agua destilada; negativo
Reacción de solubilidad.
Tubo1: huevo + agua (soluble)
Tubo 2: huevo + NaCl 10% (soluble)
Tuve 3 huevo + HCl 0,1% (no soluble)
Tubo 4: huevo + H2SO4 1M (soluble)
Tubo 5: huevo + NaOH 40% (soluble)
DATOS PERSONALES:
NOMBRE: JESSICA MAYAORMACHEA CAHAUANA. FECHA:21/10/2021
PRACTICA N°2
DISCUSION.
El reactivo de biuret indica la presencia de proteínas, es por
eso que nos da una coloración violeta a rosado cuando se
combina con polipéptidos de cadena corta.
DISCUSION
Las proteínas son solubles en agua cuando adoptan una
conformación globular. Cuando una proteína se solubiliza
queda una capa de solvatación que impide que se pueda unir a
otras proteínas.

11. IDENTIFICACIONDE POLISACARIDOS.
Tomate: negativo
Arroz: positivo
Papa:positivo
Queso: negativo
Nabo: positivo
Discusión.
El reactivo de Lugol permite identificar polisacáridos, la
presencia de almidón en la muestra nos da como
resultado una coloración de violeta intenso.
AISLAMIENTO DE LOS ACIDOS NUCLEICOS
Muestra frutilla
Podemos observar la desnaturalización del DNA de nuestra muestra
CONCLUSION
Se determino que proteínas dan positivo con el reactivo de biuret, por la coloración que presentaron una coloración lila
azulada algunas positivas como otras ligeramente positivas.
Para la identificación de polisacáridos se utilizó solución de Lugol, en las muestras que dio positivo se observó una
coloración azul negruzca.
Al realizar el aislamiento de ácidos nucleicos donde se observó el DNA de la fresa que se estaría
DESNATURALIZANDO.
BILIOGRAFIA:
 Udaeta. E. (2021). Moléculas pequeñas. Guía de laboratorio. (PDF).
Reacción de coagulación Reacción de precipitación.
Se formo coagulo en los dos tubos. Discusión: la precipitación es consecuencia de la
desnaturalización y se dice que se encuentra
desnaturalizada cuando pierde su actividad biológica.