Bioquimica i 2

.

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DEL ESTADO DE HIDALGO
División de Docencia
Dirección de Planeación y Desarrollo Educativo
MANUAL DE PRÁCTICAS
Instituto:
INSTITUTO DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
Licenciatura en:

INGENIERÍA AGROINDUSTRIAL
1.- Nombre de la asignatura:
BIOQUÍMICA I
2.Semestre:
TERCERO
3.- Carga horaria semanal:
10
4.- Nombre de quienes elaboraron el manual:
DRA.
INTRODUCCIÓN ELIA NORA AQUINO BOLAÑOS
5.- Fecha de última actualización:
8 De DICIEMBRE DEL 2004

i

INDICE
PRACTICA

Pág.

1.- Nombre de la asignatura:......................................................................................................................................i
pH DE SOLUCIONES DE ACIDOS Y BASES FUERTES....................................................................................1
Introducción...............................................................................................................................................................1
PREPARACIÓN DE UNA SOLUCIÓN AMORTIGUADORA.............................................................................4
Introducción...............................................................................................................................................................4
REACCIONES DE CARBOHIDRATOS................................................................................................................7
Introducción...............................................................................................................................................................7
PROPIEDADES DE LAS SUSTANCIAS PECTICAS.........................................................................................15
Introducción.............................................................................................................................................................15
Cuestionario.............................................................................................................................................................18
REACCIONES DE AMINOACIDOS Y PROTEINAS.........................................................................................19
Introducción.............................................................................................................................................................19
PRECIPITACIÓN DE PROTEÍNAS......................................................................................................................24
CARACTERIZACION FISICOQUIMICA DE LIPIDOS.....................................................................................28
Introducción.............................................................................................................................................................28
Objetivo...................................................................................................................................................................29
ESTABILIDAD DE ACEITES...............................................................................................................................32
Introducción.............................................................................................................................................................32

ii

UNIVERSIDAD AUTONOMA DEL ESTADO DE HIDALGO
INGENIERIA AGROINDUSTRIAL
BIOQUIMICA I
Dra. Elia Nora Aquino Bolaños

PRACTICA # 1
pH DE SOLUCIONES DE ACIDOS Y BASES FUERTES
Introducción
Los ácidos y bases fuertes son aquellas soluciones que al ponerlas en contacto con
al agua, se disocian en sus iones totalmente.
Para el caso de los ácidos fuertes, se tiene la siguiente reacción:
H++A-

HA
Por lo que:

pH = log __

1__

[ H +]
Con respecto a las bases fuertes tenemos:

B+ + OH-

BOH
Por lo que:

pOH = log __

1__

[ OH - ]
pH = 14 – pOH

Objetivos
1. Repasar los aspectos químicos de los ácidos y las bases
2. Preparar y evaluar un sistema amortiguador de pH (buffer)

1

Materiales y métodos
6 vasos precipitados de 200 ml
2 pipetas volumétricas
1 piceta

2 matraces aforados de 100 ml.
1 matraz Erlenmeyer de 500 ml
1 potenciómetro

Reactivos
Solución de HCl 0.1 M
Solución de NaOH 0.1 M
Metodología
En un vaso precipitado de 200 ml colocar aproximadamente 100 ml de solución de
HCl 0.1 M y medir su pH en el potenciómetro. Posteriormente, colocar 10 ml de
solución 0.1 M de HCl, en un matraz aforado de 100 ml y diluir a la marca con agua
destilada; colocar alrededor de 100 ml de la solución preparada en un vaso de
precipitado de 200 ml y medir el pH. Repetir la operación anterior hasta la quinta
dilución y medir el pH a las distintas disoluciones.
Hacer de la misma manera con el NaOH 0.1M, para calcular el pH de distintas
soluciones preparadas de base fuerte.
Resultados
Hacer dos cuadros de resultados del experimento, uno con las soluciones de ácido
fuerte y otro con las soluciones de la base fuerte, que contenga ambos cuadros:
número de dilución, concentración molar del ácido en las distintas diluciones, pH real
y pH calculado.
Graficar los resultados donde se encuentre el pH en función de la concentración
molar del ácido clorhídrico y otra gráfica del pH en función de la concentración molar
de NaOH

Cuestionario
1. ¿Hubo diferencias entre el pH real y el calculado de las distintas soluciones? A
qué se atribuyen dichas diferencias.
2. Encontrar la cantidad de gramos de HCl que se necesitan para preparar las
siguientes cantidades.
A)1000 ml de HCl 1M
B)1000 ml de HCl 0.1M
C)1000 ml de HCl 0.001M
D)1000 ml de HCl 0.2M
E)1000 ml de HCl 0.5M

F)250 ml de HCl 1M
G)300 ml de HCl 0.2M
H)400 ml de HCl 0.5M
I)650 ml de HCl 0.1M
J)50 ml de HCl 1.2M

3. Encontrar la [ H + ] de las siguientes soluciones:
2

A)HCl 0.001M
B)H2SO40.01M
C)HCl 0.02M
D) H2SO4 0.03M
E)500 ml de HCl 0.5M
4. Encontrar el pH de las siguientes concentraciones de HCl
A)1.33 *10-5 moles / litro
B)1.58*10-2 moles / litro
C)1.18*10-3 moles / litro
D)6.9*10-4 moles / litro
E)1.96*10-4 moles / litro
F)1.3*10-1moles / litro
G)0.1 moles /litro
H)1 moles/litro
I)0.2 moles/litro
J)2 moles /litro
5. Cual sería la concentración de iones hidrogeno en los siguientes pH?
A)8.3
B)7.2
C)6.8
D)5.9
E)5.0

F)4.7
G)3.0
H)2.5
I)1.0
J)0.5

BIBLIOGRAFIA
1. Daniels, L: J. y Neal A. L. 1967. Laboratory Experiments in Biochemistry.
Academic Press. N.Y.
2. Litwack, G. Experimental Biochemistry. 1967. John Wiley & Sons. N.Y.
3. Laguna, J. y Pia, E. 1979. Bioquímica. 3ª. Ed. La prensa Medica Mexicana.
4. Plummer, D. T. 1981. Introducción a la Bioquímica Práctica. Mc Graw Hill
Latinoamericana,

3

BIOQUIMICA I

PRACTICA # 2
PREPARACIÓN DE UNA SOLUCIÓN AMORTIGUADORA
Introducción
La concentración de los iones hidrógeno en los diferentes medios es de particular
importancia para todos los organismos vivos. Cambios pequeños en la
concentración de iones hidrogeno en la sangre, pueden dar lugar a cambios
considerables en la composición química de ésta, trayendo como consecuencia
alteraciones en procesos fisiológicos tales como la respiración, y hasta el
comportamiento. Variaciones mínimas en el pH pueden afectar la capacidad
catalítica de las enzimas y por lo tanto el buen funcionamiento de los sistemas
metabólicos.
De aquí que el uso de soluciones amortiguadoras sea de gran importancia en el
estudio de la actividad enzimática o de las reacciones involucradas en los procesos
metabólicos.
Una solución amortiguadora (tampón o buffer) puede definirse como una solución de
un par conjugado ácido – base en tal proporción que resiste los cambios en pH
cuando se le adicionan iones H+ o iones OH-.
La capacidad amortiguadora de este tipo de soluciones es máxima cuando la
concentración de la especie ácida es igual a la concentración de la especie básica.
El pH de la solución en este punto se conoce como el pK del sistema. Cuando la
solución amortiguadora está formada por un compuesto que presenta varias etapas
de disociación, dicho compuesto tendrá un pK diferente para cada grupo disociable.
Objetivos.
1. Conocer los principios en los que se basa la preparación y la acción de una
solución amortiguadora.
2. Llevar acabo los cálculos necesarios para preparar una solución amortiguadora
con ciertas características, y con estos datos preparar esta solución.
3. Verificar la estabilidad de la solución amortiguadora en cuanto al cambio del pH.

4

Materiales y métodos.
2 agitadores de vidrio
2 buretas de 50 ml
2 matraces aforados de 500 ml
1 pinzas para bureta
2 vasos de precipitados de 1 000 ml
Soluciones
Acido cítrico monohidratado 0.1 M (300 ml)
Fosfato de sodio dibásico (Na2HPO4) 0.2 M (250 ml)
Amortiguador de referencia pH 4 y 7
NaOH 0.1 M (500 ml)
HCl 0.1 M (500 ml)
Equipo
Potenciómetro
Metodología
1. Preparación de una solución amortiguadora de ác. cítrico-fosfáto de sodio pH 4.5.
1.1 Realización de los cálculos.
Llevar a cabo los cálculos necesarios para preparar las soluciones de: ácido
cítrico 0.1 M, Na2HPO4 0.2 M, NaOH 0.1 M y HCl 0.1 M
1.2 Preparación de la solución amortiguadora mezclando 272.9 ml de ácido
cítrico 0.1 M con 227.1 ml de Na2HPO4 0.2 M.
Medir el pH de la solución en un potenciómetro que haya sido previamente
calibrado. Reportar el resultado obtenido y las observaciones hechas.
2. Verificación de la estabilidad de la solución amortiguadora en cuanto al cambio
en pH.
2.1 Elevación de pH de la solución amortiguadora
A 50 ml de la solución amortiguadora preparada en 1.2, adicionar con una bureta
diferentes volúmenes de la solución de NaOH 0.1 M. (en incrementos de 10 ml
hasta 50 m l).
Agitar perfectamente la solución y en seguida determinar el pH de la misma.
Reportar los resultados obtenidos
2.1 Disminución del pH de la solución amortugiadora
A 50 ml de la solución amortiguadora preparada en 1.2, adicionar con una bureta
diferentes volúmenes de la solución de HCl 0.1 M. (en incrementos de 10 ml
hasta 50 m l)
Agitar perfectamente la solución y en seguida determinar el pH de la misma.
Reportar los resultados obtenidos.
5

2.2 Elevación del pH del agua.
Medir 50 ml de H2O destilada mediante el uso de un matraz volumétrico. En
seguida, medir el pH de la misma.
Adicionar al agua 20 ml de solución de NaOH 0.1 M y agitar vigorosamente, para
después medir el pH de la mezcla.
2.3 Disminución del pH del agua
Medir 50 ml de H2O destilada mediante el uso de un matraz volumétrico.
Adicionar al agua 20 ml de solución de HCl 0.1 M y agitar vigorosamente, para
después medir el pH de la mezcla.
Comparar el resultado obtenido en esta prueba, con el que se obtuvo con la
solución amortiguadora reportar los resultados obtenidos.
Realizar una gráfica con los valores de titulación del amortiguador.
Cuestionario
1. Porque el ácido acético se considera un ácido débil y al ácido clorhídrico se le
considera un ácido fuerte
2. Calcular el pH de una mezcla ácido acético 0.1 M y de acetato de sodio 0.2 M. El
pka del ácido acético es de 4.76
3. En función a que se selecciona una sustancia reguladora en los procesos
bioquímicas.
Bibliografía
1. Conn E. Stumpf P. K. 1976. Outlines of Biochemistry Cap.1 Wiley internacional
(Edición en Español. Ed. Limusa 1976 bioquímica fundamental).
2. Suttie

J.

W.

1976.

Fundamentos

de

Bioquímica

Cap.1

Nueva

Ed.

Interamericana.
3. Calbiochem, 1975 ( D.E.Gueffroy, editor) A guide for the preparation and use of
buffers in biological systems. Calbioche, Cal.
4. Williams B. L..Wilson K. 1975. Principales and techniques of practical
Biochemistry Cap.1 Arnold publishers.
5. Cowgill W. Pardee B. 1964. Técnicas de investigación bioquímica. Ed. Alhambra.

6

BIOQUIMICA I

PRACTICA # 3
REACCIONES DE CARBOHIDRATOS
Introducción
Los carbohidratos se definen como polihiroxialdehídos, polihidroxicetonas o aquellos
compuestos que por hidrólisis los producen.
Los carbohidratos se clasifican, con base en su estructura química, por el número de
unidades en: monosacáridos, oligosacáridos y polisacáridos.
Los monosacáridos, la unidad de carbohidrato, puede ser aldosas
(polihidroxialdehídos) o cetosas (polihidroxicetonas) y éstas a su vez se clasifican
con base al número de carbonos, en triosas y triulosas, tetrosas y tetrulosas,
pentosas y pentulosas, hexosas y hexulosas, heptosas y heptulosas, etc. Para
finalmente reclasificarse cada una de ellas por el número de sus centros quirales.
Los oligosacáridos están constituidos de 2-6 monosacáridos unidos a través del
enlace glicosídico que puede ser hidrolizado por enzimas o por ácidos en ciertas
condiciones.
Los polisacáridos son carbohidratos que contienen un gran número de
monosacáridos unidos por enlaces glicosídicos; son hidrocoloides, no forman
verdaderas soluciones, no tienen color ni sabor y su peso molecular puede llegar
hasta varios millones. Los polisacáridos son polímeros lineales o ramificados
constituidos por un solo tipo de monosacáridos (homopolisacáridos) o por diferentes
monosacáridos (heteropolisacáridos).

Objetivo
El alumno analizará las propiedades características de los carbohidratos, derivadas
de su estructura, realizando algunas reacciones generales de identificación.

7

Tubos de ensayo
Pipetas
Gradilla
Baño maría a ebullición
Vaso de precipitados de 100 ml
Cerillos
Marcador
Masking tape

Glucosa Sólida y al 2%
Arabinosa al 2%
Maltosa al 2%
Sacarosa sólida y al 2%
Fructosa al 2%
Glucógeno sólido y al 0.2%
Almidón sólido y al 2%
Dextrina sólida y al 2%
Amilosa al 0.2%
a-naftol

Etanol al 96%
Acido sulfúrico concentrado
Fluorogucinol
HCI concentrado y diluido 1:3
Resorcinol
Sulfato de cobre
Hidróxido de potasio
Tartrato de sodio
Yodo metálico
Yoduro de potasio

Acción de los ácidos y reacciones de caracterización de carbohidratos
Los ácidos fuertes inorgánicos calientes deshidratan a las hexosas formando
derivados furánicos como el hidroximetil furfural, que puede posteriormente
descomponerse y formar otros compuestos como el ácido levulínico y el ácido
fórmico. Por otra parte, a las pentosas las deshidratan produciendo furfural. Estas
reacciones son la base de las pruebas de Molish, Seliwanoff, Tollens y Bial para
caracterizar a los carbohidratos, ya que el producto deshidratado del carbohidrato se
condensa con el reactivo correspondiente produciendo compuestos coloridos
característicos.

a- REACCION DE MOLISH-UDRANSKY
FUNDAMENTO
La prueba de Molish está basada en la formación de furfural o derivados de éste a
partir de los carbohidratos, que se condensan con el alfa-naftol, dando un producto
violeta.

8

Es una reacción muy sensible puesto que soluciones de glucosa al 0.001% y
sacarosa al 0.0001% dan positiva la prueba.
Esta prueba también es positiva para aldehídos, cetonas y algunos ácidos como
fórmico, oxálico, láctico y cítrico.

METODOLOGIA.
a) Colocar en el tubo de ensayo correspondiente 1 ml de las soluciones a probar
(marcadas con asteriscos en la tabla correspondiente)
b) Agregar 2 gotas del reactivo de Molish y Mezclar.
c) Dejar resbalar por la pared del tubo 1 ml de H 2SO4 concentrado.
d) Un anillo color violeta en la interfase es una prueba positiva.

b- REACCION DE TOLLENS.
FUNDAMENTO.
La prueba de Tollens es una reacción característica para pentosas y está basada en
la formación de furfural a partir de pentosas y su posterior condensación con el
floroglucinol dando un color rojo cereza.

METODOLOGIA.
a) Colocar en el tubo de ensayo correspondiente 0.5 ml de las soluciones a
probar (marcadas con asterisco en la tabla correspondiente).
b) Agregar 1 ml del reactivo de Tollens y mezclar.
c) Calentar en baño María a ebullición por 3-4 minutos.
d) Un color rojo cereza es una prueba positiva.
c- REACCION DE SELIWANOFF.
FUNDAMENTO.
La prueba de Seliwanoff es una reacción para diferenciar cetosas de aldosas;
aunque ambas dan la reacción, las cetosas la dan rápidamente y las aldosas
lentamente.

9

Está basada en la formación de durfural o en un derivado de éste y su posterior
condensación con el resorcinol dando un color rojo fuego para cetosas y rosa para
aldosas.
METODOLOGIA.
a) Colocar en el tubo de ensayo correspondiente 1 ml de las soluciones a probar
marcadas con asterisco en la tabla correspondiente.
b) Agregar 0.5 ml del reactivo de Seliwanoff y mezclar.
c) Calentar en baño maría a ebullición.
d) Tomar lecturas de la coloración a intervalos de 1 minuto durante 5 minutos.
e) Un color rojo fuego es una prueba positiva para cetosas y un color rosa es una
prueba positiva para aldosas.

ACCION DE LOS ALCALIS Y PODER REDUCTOR DE LOS CARBOHIDRATOS.
Los álcalis pueden inducir varias reacciones químicas en los monosacáridos que
dependen de la intensidad del tratamiento y de la concentración del álcali utilizado. A
bajas concentraciones (0.5 N) se favorece la isomerización y el equilibrio cetoenólico (aldosas cetosas).
En condiciones más severas (0.5 N), la isomerización se produce fuertemente y los
enoles intermediarios se rompen produciendo compuestos como: formaldehído,
aldehído glicólico, gliceraldehído, acetona, láctico, propiónico, purúvico etc.
En condiciones fuertemente alcalinas se generan ácidos sacáricos. Una reacción
característica de los carbohidratos está basada en el poder reductor que le confiere
su grupo aldehído o cetona.

a- REACCION DE FEHLING.
FUNDAMENTO.
La reacción de Fehling está basada en la acción reductora que tienen los azúcares
sobre los iones cúpricos en medio alcalino, como se representa a continuación:

Carbohidrato + Cu2 + álcali_ Carbohidrato oxidado + Cu+

El reactivo de Fehling está constituido por dos soluciones que se mezclan al
momento de usarse (Solución A de sulfato de cobre y solución B de tartrato de
sodio-potasio en medio alcalino).

10

El poder reductor de los oligo y polisacáridos depende, del número de carbonilos
potencialmente libres que no estén involucrados en enlaces glicosídicos.
METODOLOGIA.
a) Colocar en un tubo de ensayo 2 ml de agua destilada.
b) Agregar 0.5 ml del reactivo de Fehling A y 0.5 ml del reactivo de Fehling B y
mezclar.
c) Calentar en baño maría durante 5 minutos.
d) No debe producirse un precipitado rojo ladrillo.
PREPARACION DE LOS PROBLEMAS.
a) Colocar en el tubo correspondiente 1 ml de las soluciones a probar
(marcadas con asterisco en la tabla correspondiente).
b) Agregar 0.5 ml del reactivo de Fehling A y 0.5 ml del reactivo de Fehling B y
mezclar.
c) Calentar en baño maría a ebullición durante 5 minutos.
d) Un precipitado rojo ladrillo es una prueba positiva.
SOLUBILIDAD Y SABOR DE LOS CARBOHIDRATOS.
METODOLOGIA
a) Colocar en 5 tubos de ensayo de 3 ml de agua destilada.
b) Agregar en el tubo correspondiente aproximadamente 50 mg de
los
carbohidratos a probar (marcados con asterisco en la tabla correspondiente).
c) Mezclar y anotar el grado de solubilidad.
d) Calentar en baño maría durante 2 minutos.
e) Anotar el grado de solubilidad.
f) Tomar, con ayuda de un agitador, unas gotas de las 5 soluciones y percibir su
sabor.
g) Hacer las anotaciones correspondientes.

REACCION DEL YODO.
FUNDAMENTO.
El yodo es atrapado por los polisacáridos y dependiendo de la estructura de éstos da
una coloración característica; si el polisacárido es lineal se obtendrá una coloración
azul pero si es ramificado la coloración obtenida va del púrpura al rojo.

METODOLOGIA.
a) Colocar en el tubo de ensayo correspondiente 1 ml de las soluciones a

11

b)
c)
d)
e)

Probar (marcadas con asterisco en la tabla correspondiente).
Agregar una gota de lugol y mezclar.
Anotar el color producido.
Calentar en baño maría.
Anotar la observación.

Resultados
MOLISH TOLLENS SELIWANOFF

FEHLING

SOLUBILIDAD

YODO

BLANCO
(AGUA)
Glucosa
Arabinosa
Maltosa
Sacarosa
Fructuosa
Glucógeno
Almidón
Dextrina
Amilosa

PREPARACION DE REACTIVOS.
1) Glucosa al 2%.- Pesar 2 g de glucosa y disolver en 100 ml de agua destilada,
refrigerar.
2) Arabinosa al 2%.- Pesar 2 g de arabinosa y disolver en 100 ml de agua destilada,
refrigerar.
3) Maltosa al 2%.- Pesar 2 g de maltosa y disolver en 100 ml de agua destilada,
refrigerar.
4) Sacarosa al 2%.- Pesar 2 g de sacarosa en 100 ml de agua destilada, refrigerar.
5) Fructosa al 2%.- Pesar 2 g de fructosa en 100 ml de agua destilada, refrigerar.

12

6) Solución de glucógeno al 0.2%.- Pesar 200 mg de glucógeno y disolver en 100
ml de agua caliente, al agua caliente agregar poco a poco el glucógeno.
Refrigerar.
7) Solución de almidón al 2%.- Pesar 2 g de almidón comercial y disolver en 100 ml
de agua caliente, al agua caliente agregar poco a poco el almidón. Refrigerar.
8) Dextrina al 2%.- pesar 2 g de dextrina y llevar a 100 ml con agua destilada (para
disolver, alcalinizar en caliente y neutralizar posteriormente), refrigerar.
9) Amilosa al 2%.- Pesar 200 mg de amilosa y disolver en 100 ml de agua destilada
caliente. Refrigerar.
10)Reactivo de Molish.- pesar 5 g de alfa-naftol y disolver en 100 ml de alcohol a
96°.
11)Floroglucinol al 2%.- Pesar 2 g de floroglucinol y disolver en 100 ml de agua
caliente.
12)Reactivo de Tollens.- Mezclar 10 ml de HC1 concentrado con 2 ml de
floroglucinol al 2% y llevar con agua destilada hasta 18 ml.
13)Reactivo de Fehling:
Solución A.- Pesar 34.65 g de sulfato de cobre y disolver 300 ml de agua
destilada, llevar a 500 ml con agua y conservar en frasco con tapón de hule.
Solución B.- Pesar 125 g de KOH y 173 g de tartrato de sodio y potasio, y llevar
con agua destilada a 500 ml, conservar en frasco revestido de parafina y con
tapón de hule.
14) Reactivo de Seliwanoff.- Pesar 0.05 g de resorcinol y disolver en 100 ml de HC1
diluido 1:3.
15) Lugol.- Pesar 1 g de yodo metálico, 2.0 g de KI (dos partes de KI por una de
yodo), mezclar en un mortero y agregar agua destilada poco a poco hasta la
disolución total. Llevar a 300 ml con agua destilada y conservar en un frasco ámbar.
Cuestionario
1. Explique porque la reacción de Fehling es positiva con la glucosa y negativa con
la sacarosa.
2. Cual es la diferencia estructural del glicógeno y de la glucosa
3. A que se le llama inversión de la sacarosa
Bibliografía

13

Latinoamericana,

14

BIOQUIMICA I

PRACTICA # 4
PROPIEDADES DE LAS SUSTANCIAS PECTICAS
Introducción
Las sustancias pécticas son heteropolímeros de carbohidratos cuya unidad principal
es el ácido galactopiranosilurónico unido por enlaces glucosídicos 1-4. Alguno
grupos carboxilo del ácido galactopiranosilurónico pueden estar esterificados con
grupos metilo formado por metil- galactopiranosilurónico, algunas de las unidades
pueden estar acetiladas con c-o-c en ambos, en la cadena existe la inserción de
unidades de ramnopiranosa además laterales de una unidad cilopiranosa: cadenas
laterales altamente ramificadas que contienen unidades de L-arabinofuranosa y
cadenas laterales que contienen unidades de L-galactopiranosa.
Las sustancias pécticas son por lo tanto sustancias muy complejas y la terminología
más adecuada para referirse a sus varias formas es la siguiente:
Protopectina. Es el término usado para describir el precursor insoluble de la pectina
que se encuentra de manera abundante en los tejidos inmaduros de los frutos, junto
con celulosa, hemicelulosa y lignina, forma parte de la estructura celular. Se
considera que la protopectina es el material de cementación para las otras
sustancias. La protopectina durante la maduración o la hidrólisis ácida, produce
primero ácidos pectínicos y luego ácidos pécticos.
Acidos pécticos. Son ácidos poligalactopiranosilurónicos coloidales de los cuales los
grupos carboxilo se encuentran sin esterificación alguna. Las sales de estos ácidos
son pectatos.
Ácidos pectínicos. Son ácidos poligalactopiranosilurónico de naturaleza coloidal
parcialmente esterificados con grupos metilo y son las llamadas pectinas.
La nomenclatura de las pectinas esta gobernada por el grado de esterificación con
grupos metilo.
La fuerza del gel es obtenida con la pectina con sucrosa o dextrosa hasta obtener la
fuerza natural del gel deseado. El tiempo o temperatura de gelación se obtiene
mezclando lotes de pectinas con diferentes tiempos o temperaturas de gelación que
se originan de las variaciones en las propiedades de la materia prima.

15

Objetivos
Determinar el contenido de pectina de una fruta
Observar algunas propiedades de las pectinas

Cuchillo
Tabla
Pela papas
3 vasos de precipitados de 150 ml
1 mechero
1 arillo
1 tela de asbesto
1 tela de algodón
Papal filtro
Buchner

8 tapones para los tubos
8 tubos de ensaye de 20 ml
4 pipetas de 5 ml
9 vasos de 50 ml
termómetro
agitador de vidrio
Matraz kitazato

Reactivos

Equipo

Etanol al 95%
Buffer acetato pH 2.2, 2.6, 3.0, 3.2 y
3.4
Cloruro de calcio al 2%
Pectina de bajo y alto metoxilo
Azúcar

Balanza granataria
Balanza analítica
Resistencia

METODOLOGÍA
1. Estimación de contenido de pectina de una fruta
Dividir 50 gramos de manzana. Colóquelas en un vaso de precipitados: Adicione
50 ml de agua y hierva hasta obtener una pulpa. Este calentamiento no debe ser
prolongado. Filtre la pulpa a través de un lienzo (o centrifugue).
Precipite la pectina en el filtrado adicionándole poco a poco etanol al 95%
quitando bien hasta que ya no haya precipitación. Seque y pese los sólidos
formados. Calcule el peso de la pectina extraída en por ciento sobre el peso de la
materia prima original
2. Observación de las propiedades de las pectinas
2.1 Determinación de la temperatura de gelificación de dos pectinas con
diferentes contenidos de metilación:

16

Formulación estándar (65% s.s., pH 3.2)
0.72 g de pectina
120 g de azúcar
60 ml de agua
10 ml de buffer
pH 3.2
Pese un vaso de precipitados de 600 ml. Añada la pectina y 30 g de azúcar.
Mezcle todo muy bien (si no lo hace se formarán grumos). Adicione 60 ml de
agua hirviendo y agite. Inmediatamente añada los 10 ml de buffer y el resto
del azúcar. Ebulla el contenido hasta obtener un 65 % de s.s. Cheque con el
refractómetro o pesando.
Use la siguiente formula
PA
X = ------------PCM
Donde
PA = Peso del azúcar
PCM = Peso del contenido del matraz
X = porcentaje de sólidos solubles
Cuando se alcance el contenido de sólidos, vacíelos rápidamente en varios
tubos de 19 ml en un baño de agua hirviendo (vaso de 800 ml).
Remueva la fuente de calor y cierre los tubos. Deje que el agua del vaso se
enfríe bajo condiciones naturales. Cada determinado tiempo remueva un tubo,
y lea la temperatura del agua. Invierta el tubo y nótese si la gelación ha
empezado en el fondo del tubo. Anote la temperatura a la cual empieza la
coagulación.
Repita el experimento con la otra pectina.
2.2 Efecto el pH en la formación de geles
Prepare la formulación estándar dada en el punto 2.1, pero sustituya los 10 ml
de buffer por 10 ml de agua y pare la ebullición. Cuando alcance el 71 % de
s.s., añada 20 ml de solución a cada uno de los siguientes vasos y mézclelos.
Numere 5 vasos de precipitados de 100 ml y añada de acuerdo a lo
siguiente
1. 2 ml de agua
2. 2 ml de buffer de pH 2.2
3. 3 ml de buffer pH 2.6
4. 3 ml de buffer pH 3.0
5. 2 ml de buffer de pH 3.4.

17

Déjelos reposar y observe al final del periodo de laboratorio del estado físico
(ejemplo líquido, gel débil, gel fuerte). Almacene sus vasos y repita las
observaciones la semana siguiente.
2.2
Formación de geles con pectinas de bajo metoxilo. En un vaso de precipitado
tarado ponga 30g de azúcar, y 1g de pectina de bajo metoxilo, mézclelo bien.
Añada 70ml de agua caliente y 5ml de buffer 3.0. Ebulla hasta disolver bien el
contenido, agregue 10ml de solución de cloruro de calcio al 2% (CaCl2) y ebulla
hasta tener PCM (peso neto) de 100g, vacíe el contenido en 4 vasos de precipitado
pequeños y déjelos reposar hasta el siguiente periodo de laboratorio, y entonces
obsérvelos

Cuestionario
1. ¿Por qué los tomates antes de enlatarlos (como tomates enteros) se sumergen
en una solución de cloruro de calcio?
2. ¿Qué tipo de pectina usarías para fabricar un postre en forma de gel a partir de
leche y jugo de frutas?
3. Menciona las tres fuentes principales para extraer pectinas

Bibliografía
Glickman, M., 1969. Gum Tecnology in the Food Industry, 1 Academic Pess, New
York
Wight, 1971, Polysaccharyde Conformation, Part VII: Model Building computation :
for 1-4 Galacturonan and the kicking function of L-rhamnose Residues in
Pectic Substances, j. Chem. Soc. (8): 1366

18

BIOQUIMICA I

PRÁCTICA No. 5
REACCIONES DE AMINOACIDOS Y PROTEINAS
Introducción
Las proteínas son polímeros de alto peso molecular, compuestos por aminoácidos
unidos entre sí por enlaces peptídicos, que cuando se solubilizan son de
dimensiones coloidales. Presentan propiedades químicas y físicas que dependen
directamente de factores extrínsecos, como puede sel el pH, la temperatura, la
presencia de sales, etc.
Existen varios métodos para la identificación y cuantificación de las proteínas, pero
la mayoría tiene como principio alguna reacción química característica de los grupos
R de los diferentes aminoácidos.
Puede decirse que las proteínas reflejan las propiedades químicas de los residuos
de aminoácidos que contienen, por lo que la mayoría de las reacciones coloridas de
identificación dependen de la existencia de un aminoácido específico en ellas.
Objetivos
•
•

El alumno realizará algunas reacciones coloridas específicas para la
identificación de los aminoácidos que constituyen a una proteína.
El alumno comprenderá la importancia de estas reacciones para distinguir las
proteínas.

Materiales Y Métodos.
Acido oxálico (sol. Saturada)
Acido acético glacial
Reactivo de biuret
Gelatina al 5%
Peptona al 5%
Albúmina al 5%
Tirosina al 1%
Triptofano al 1%
Fenilalanina al 1%
Cisteína al 1%
Arginina al 1%

Hidróxido de sodio al 10%
Acetato de plomo al 5%
Ninhidrina al 1% en butanol saturado
con regulador de fosfatos 0.06M,
pH 7.4.
Acido nítrico concentrado.
Hidróxido de amonio concentrado
Oxido rojo de mercurio
Nitrito de sodio
Magnesio en polvo o granallas

19

Gradilla
Tubos de ensayo
Pipetas de 1,5 y 10 ml
Vaso de precipitados de 100 ml
Baño maría
Agitador de vidrio
Pinzas para tubo
REACCION DEL PLOMO PARA CISTEINA.- Es una reacción característica para
grupos sulfhidrilos.
METODOLOGIA.
a) Adicionar a 1 ml de las soluciones problema 2 ml de NaOH al 10% y calentar
ligeramente. Adicionar de 3 a 5 gotas de acetato de plomo al 5% y calentar
nuevamente hasta ver la aparición de un precipitado negro.
b)
Anotar los resultados y observaciones en la tabla correspondiente.
REACCION DE LA NINHIDRINA.- Es una reacción característica para grupos amino
libres.
METODOLOGIA.
a) Adicionar a 1 ml de las soluciones problema, 5 gotas de la solución de
Ninhidrina en butanol. Observar a temperatura ambiente la aparición de un color
azul o violeta que se debe a la presencia de los grupos amino libres; si es
necesario, calentar en baño maría 1 ó 2 minutos los tubos en los que no aparece
el color.
b) Anotar los resultados y observaciones en la tabla correspondiente.
REACCION DE HOPKINS-COLE.- Esta reacción es característica del anillo indol y
por lo tanto del triptófano, por ser éste el único aminoácido que contiene este grupo.
El reactivo contiene ácido glioxílico que se prepara por reducción del ácido oxálico
con magnesio en polvo o amalgama de sodio. Numerosos aldehídos pueden dar una
reacción similar con triptófano. La naturaleza del compuesto colorido formado no se
conoce totalmente.
Los cloratos, nitritos y cloruros interfieren en la reacción.
METODOLOGIA.
a) Adicionar a 1 ml de las soluciones problemas, 5 gotas del reactivo de
Hopkins-Cole y mezclar bien. Estratificar cuidadosamente con 1 ml de ácido
sulfúrico concentrado, procurando que se forme un límite bien definido entre
ambos líquidos. La aparición de un anillo violeta-rojizo en la interfase es una
prueba positiva de la presencia del triptófano.
b) Anotar en la tabla correspondiente los resultados y observaciones.

20

REACCION DE MILLON.- El reactivo de Millon contiene una mezcla de nitritos y
nitratos mercúricos en ácido nítrico concentrado. Debido a la presencia del grupo
fenólico se produce un compuesto de color rojo.
METODOLOGIA.
A) Adicionar a 1 ml de las soluciones problema de 2 a 5 gotas del reactivo de
Millon y calentar en baño maría. La aparición de un color rojo será una prueba
positiva.
REACCION XANTOPROTEICA.- Esta reacción es positiva tanto para aminoácidos
aromáticos activados como proteínas en solución, aunque es mucho más sensible
cuando éstas se encuentran perfectamente secas. Esta reacción depende de la
nitración de los anillos bencénicos activados produciendo un color amarillo. La
prueba resulta negativa para proteínas que no contengan aminoácidos aromáticos
activados.
Ciertos derivados del benceno, como el ácido pícrico, reaccionan formando los nitro
derivados amarillos.
METOLODOLOGIA.
a) Adicionar a 1 ml de las soluciones problema, 1 ml de ácido nítrico
concentrado, calentar la mezcla y enfriar. Estratificar cuidadosamente con 1
ml de hidróxido de amonio concentrado. La parición de un color amarillo o
naranja en la interfase será prueba positiva.
b) Anotar en la tabla correspondiente los resultados obtenidos.
REACCION DEL BIURET.- Esta es una prueba general para proteínas y péptidos de
cadena no menor de 3 unidades de aminoácidos.
Una utilidad de esta reacción es seguir el proceso de una hidrólisis proteínica, ya
que la reacción será negativa cuando la hidrólisis sea completa.
METODOLOGIA.
a) Adicionar 1 ml de la solución problema 2 ml de NaOH al 10% y de 3 a 5 gotas del
reactivo de biuret (solución de CuSO 4 al 0.5%), mezclar bien. La formación de un
color violáceo o la precipitación de hidróxido cúprico será una prueba positiva.
Si el color de la reacción del biuret no se presenta inmediatamente, deja reposar
de 10 a 15 minutos.
Reacción para Reacción
grupos SH

de

Reacción

Ninhidrina HopkinsCole

Reacción Reacción de

de Millón

la de

Reacción

de
Hantoproteica

Gelatina
Peptona

21

biuret

Albúmina
Aspartame
Tirosina
Triptofano
Fenilalanina
Cisteína
Arginia
Agua
Interpretación.
PREPARACION DE REACTIVOS.
1. Reactivo de Millon.- El reactivo se prepara añadiendo 60 g de óxido de
Mercurio a una mezcla de 45 ml de HNO 3 concentrado y 50 ml de H 2O. Cuando
el óxido de mercurio se ha disuelto, se añade 50 ml de una solución de nitrito de
sodio al 30%. El reactivo de millon contiene nitritos y nitratos mercúricos.
2. Reactivo de Hopkins-Cole.- Se prepara añadiendo 10 g de magnesio en
Polvo en 20 ml de agua destilada. Agregar lentamente 250 ml de una solución
fría y saturada de ácido oxálico. La reacción se produce con gran rapidez,
desprendiendo tanto calor que se debe enfriar el matraz en la corriente de agua
mientras se añade el ácido. Cuando se ha terminado de añadir el ácido. Agitar el
contenido y verterlo sobre un papel filtro para separar el oxalato de magnesio
insoluble. Se vierte un poco de agua sobre el filtro, se acidifica de magnesio al
quedar largo tiempo en reposo, y se lleva a un litro de agua destilada en un
matraz aforado. Esta solución contiene únicamente la sal magnésica de ácido
glioxílico.
3. Nitrito de sodio al 30%.- Pesar 30 g de nitrito de sodio y llevar a 100 ml con Agua
destilada.
4. Soluciones de aminoácidos al 0.5%.- Pesar 0.5 del aminoácido a preparar y
Llevar a 100 ml con agua destilada. Si no se disuelve fácilmente, adicionar
algunas gotas de solución de NaOH o HCI para mejorar su solubilidad. Calentar
un poco si es necesario.
5. Ninhidrina al 1% en butanol saturada con regulador de fosfatos 0.0006 M, PH
7.4.- Pesar 5 g de Ninhidrina y llevar a 500 ml con butanol. Mezclar 500 ml de
regulador de fosfatos 0.006M, pH 7.4 con los 500 ml de Ninhidrina al 1% en
butanol, agitar en embudo de separación, eliminar la fase interior (acuosa) y usar
la fase superior orgánica.
6. Regulador de fosfatos 0.006M, pH 7.4.- Pesar 2.136 g de Na 2 HPO4*12H2O y
llevar a 1000 ml con agua destilada en un matraz aforado. Pesar 0.816 g de 0.816 g
de KH2PO4 y llevar a 1000 ml con agua destilada en un matraz aforado. Mezclar en
proporciones 8:2 de Na2HPO4 y KH2PO4 respectivamente; ajustar el pH si es
necesario.
7. Reactivo de biuret.- pesar 0.5 g de sulfato de cobre y llevar a 100 ml con Agua
destilada.

22

Cuestionario
1. ¿Cuales son los aminoácidos esenciales y con que pruebas específicas se
podrían identificar?
2. ¿A que se le denomina zwitterion?
3.
Bibliografía
1. Clark, J: M: “Bioquímica Experimental”, Ed. Acribia, España, (1966).
2. Daniels, J.L. y A. L. Neal, “Laboratory Experiments in Biochemistry”, Academic
Prees. Inc. , N.Y., pp. 129-141, (1967).
3. Dotty, L.B. y M.J. Morten, “Laboratory Instruments in Biochemistry”, Mosby Co.,
pp 29-31 (1971).
4. Johnston, B.R., “Laboratory Manual of Biochemistry”, Burges Publishing Co.,
Minnesota, pp. 1-13, 41-54, (1958).
5. Legget, B.J., “Techniques in Protein Chemistry”, Elsevier Publishing Co., pp. 349351, (1967).
6. Litwack, G., “Bioquímica Experimental”, Ed. Omega, S:A:, Barcelona, pp. 169180, (1967).
7. Maraculla, J.M. y F.M. Goñi, “Biomoléculas”, Ed. Reverté, pp 79-91, 107-113,
(1978).

23

BIOQUIMICA I

PRÁCTICA No.6
PRECIPITACIÓN DE PROTEÍNAS
Introducción
Para entender la precipitación de las proteínas de debe tomar en cuenta que la
proteína es una molécula cargada positiva y negativamente de tal manera que las
moléculas reaccionan entre sí, sea con iones pequeños de cargas opuestas o con el
agua.
Se pueden señalar tres tipos de interacciones:
1. proteína- proteína
2. proteína-agua
3. proteína-iones pequeños
Si la interacción 1 es grande y la 2 pequeña, la proteína tenderá a ser insoluble. Si
sucede lo contrario, entonces la proteína será insoluble.
Existen cinco formas de precipitar proteínas:
1. Precipitación por salación (salting-out)
Si se disminuye la precipitación efectiva del agua en una solución proteica
añadiendo una sal muy soluble, aumenta la interacción proteína-proteína
produciéndose un precipitado de proteína. Este procedimiento se ha llamado en
inglés "salting-out" o en español "salado". Las sales más empleadas para este
efecto son las de sulfato de amonio y sulfato de sodio.
2. Precipitación por solventes orgánicos
Al añadir solventes orgánicos como etanol o acetona a una solución acuosa de
proteínas, se baja la constante dieléctrica del agua disminuyendo efectivamente
la interacción proteína-agua, y aumentando la interacción proteína-proteína
favoreciendo así la precipitación. Si esto sucede a más de cero grados
centrígrados, las proteínas se desnaturalizan; de ahí que este tipo de
precipitación cuando se usa con proteínas enzimáticas se tenga que hacer a
menos de cero grados centígrados. En éste tipo de precipitación se debe tomar
en cuenta factores como pH, electrolitos, presencia de metales pesados, etc.,
pues tiene efecto en la precipitación.
3. Precipitación por formación de sales
Las sales de metales pesados precipitan las proteínas porque el ion del metal
pesado muy probablemente se combina con la forma aniónica de la proteína. La

24

proteína en el lado alcalino de su punto isoeléctrico existe como ión negativo y
así al combinarse con el ión del metal o catión, formará proteínatos de por
ejemplo proteinato de mercurio, proteinato de plomo, proteinato de plata, etc. En
cambio los reactivos alcaloidales precipitan las proteínas al combinarse el radical
acídico del reactivo alcaloidal con la forma catiónica de la proteína que
predomina en él lado ácido del punto isoeléctrico. Se forma entonces
precipitados que podríamos llamar por ejemplo tanato de proteína,
fosfomolibdato de proteína, etc.
4. Precipitación isoeléctrica
Una manera muy sencilla de precipitar las proteínas es simplemente ajustar el pH
de la solución a su punto isoeléctrico. Se forma entonces un precipitado
reversible que se disolverá tanto del lado alcalino como del lado ácido del punto
isoeléctrico.
5. Precipitación por calor
La mayoría de las proteínas globulares incrementan su solubilidad al aumentar la
temperatura, dentro de un rango de 0 a 40ºC. A temperaturas mayores de 40 a
50ºC, la mayoría de las proteínas son inestables y se empieza a desnaturalizar.
Con este fenómeno hay una pérdida de solubilidad en la zona de pH neutro,
pudiéndose precipitar la proteína.
Objetivo
1. Estudiar diversos procedimientos de precipitación de proteínas
2. Obtención de proteínas aplicando diversos métodos de precipitación
Materiales Y Métodos
1. MUESTRAS
Clara de huevo
Clara de huevo diluida en agua (1:5)
2. MATERIALES
11 Tubos de ensaye
2 Pipetas de 5 ml
5 Pipetas de 1 ml
1 Gradilla
2 Vasos de precipitados de 400 ml
1 Bureta
1 Pinza para bureta
1 Agitador magnético
1 Termómetro
1 Buchner
1 matraz kitasato
3 Bases para caja petri
1 Espátula

REACTIVOS Y EQUIPO
Solución de etanol al 90%
Solución de nitrato de plata al 5%
Solución de cloruro de mercurio al 5%
Solución de ácido cítrico al 5%
HCl concentrado
Solución saturada de sulfato de amonio
Solución de cloruro de sodio al 1%
Reactivo de biuret
Buffer pH 7
Estufa de vacio a 50°C
Potenciometro

25

1 Probeta de 100 ml
Papel filtro whatman # 4
1 Vaso de 4 1
Bolsa de diálisis
Tela de algodón
METODOLOGÍA
1. Agentes desnaturalizantes de proteínas
1.1 Calor
Colocar 5 ml de clara de huevo sin diluir en un tubo de ensaye y calentar en
baño de agua en ebullición durante 5 minutos. Enseguida enfriar y comparar
el aspecto de la clara que fue calentada con el de la clara normal. Reportar
las observaciones hechas.
1.2 Alcohol
Colocar 5 ml de clara de huevo sin diluir en un tubo de ensaye. Transferir el
tubo a un baño de hielo y dejarlo reposar durante 5 minutos. En seguida
adicionar 5 ml de alcohol al 96%. Comparar con él aspecto de la clara normal.
Reportar las observaciones hechas.
1.3 Metales pesados
Colocar 1 ml de clara de huevo diluida en cada uno de dos tubos de ensaye.
Adicionar a uno de ellos 5 gotas de nitrato de plata al 5% y al otro 5 gotas de
cloruro de mercurio al 5%. Comparar el aspecto de la clara tratada con
metales pesados con el de la clara normal. Reportar las observaciones
hechas.
1.4 Ácidos orgánicos fuertes
Colocar 1 ml de clara de huevo diluida en un tubo de ensaye y agregar 15
gotas de solución diluida de ácido pícrico al 5%. Comparar el aspecto de la
clara tratada con ácido pícrico con la clara normal. Reportar las
observaciones hechas.
2. Precipitación de proteínas
2.1 Por ácido y calor
Verter 200 ml de leche descremada en un vaso de precipitados de 400 ml.
Adicionar lentamente ácido clorhídrico concentrado hasta alcanzar un pH de
4.5, agitando la mezcla leve, pero continuamente durante toda la adición. Una
vez alcanzado él pH, observar la apariencia de la leche.
Posteriormente calentar la mezcla a 55ºC durante 10 minutos, y enseguida
filtrar a través de una tela de algodón perfectamente limpia.
Guardar él precipitado, y él filtrado obtenido filtrarlo nuevamente a través de
papel filtro whatman # 4 usando vacío.
Juntar los precipitados obtenidos y extenderlos en tantas cajas petri como sea
necesario para después secar la proteína en la estufa de vacío a 50ºC.
Una vez que el secado haya concluido, pesar la cantidad de proteína obtenida
y determinar el rendimiento.
Reportar los resultados obtenidos y las observaciones hechas.
2.2 Por salting out

26

Romper dos huevos y separar la clara vaciándolo en un vaso de 400 ml.
Agitar suavemente las claras para romper las membranas, evitando hasta
donde sea posible la formación de espuma.
Medir la cantidad de clara obtenida haciendo uso de una probeta y
posteriormente transferirla a un vaso de precipitados de 400 ml.
Adicionar una cantidad igual de solución saturada de sulfato de amonio, agitar
suavemente y dejar reposar la mezcla durante 20 minutos.
Transcurrido el periodo de reposo filtrar la mezcla a través de una tela de
algodón perfectamente limpia.
Posteriormente disolver él precipitado obtenido en 250 ml de una solución de
NaCl al 1% para después transferir la solución a una bolsa de diálisis y dejar
dializar durante un periodo de 10 a 24 horas en aproximadamente 3 litros de
agua destilada.
Transcurrido el periodo de diálisis, verter el contenido de la bolsa en un vaso
de precipitados y tomar de ahí una muestra para efectuar la prueba de Biuret.
Resultados

Reportar las observaciones hechas y los resultados obtenidos.
Cuestionario
1. Describa que es el punto isoeléctrico de una proteína y como se calcula.
2. Cuales estructuras de las proteínas se pierden durante su precipitación
isoelectrica
3. Porque las proteínas forman precipitados en ciertas condiciones y geles en
otras.
Bibliografía
2. Clark, J: M: “Bioquímica Experimental”, Ed. Acribia, España, (1966).
3. Daniels, J.L. y A. L. Neal, “Laboratory Experiments in Biochemistry”, Academic
Prees. Inc. , N.Y., pp. 129-141, (1967).
4. Dotty, L.B. y M.J. Morten, “Laboratory Instruments in Biochemistry”, Mosby Co.,
pp 29-31 (1971).

27

BIOQUIMICA I

PRÁCTICA No. 7
CARACTERIZACION FISICOQUIMICA DE LIPIDOS
Introducción
Para diferenciar la gran cantidad de lípidos que pueden encontrarse en alimentos y
productos biológicos, es necesario efectuar diversos análisis físico y químicos. En
esta práctica se efectuarán algunos representativos, como son:
1. El índice de refracción, determinación sencilla y rápida que en trabajos de rutina
permite identificar un compuesto o detectar adulteraciones, por comparación con
el índice de refracción del aceite o ácido graso patrón, puro.
2. El índice de acidez, que se define como la cantidad de mg de KOH necesarios
para neutralizar la acidez libre de 1g. De muestra Si se conoce la fórmula del
ácido graso se puede calcular fácilmente el índice de acidez teórico
correspondiente al ácido graso puro. Cuando se emplee NaOH en lugar de KOH
para efectuar la titulación, debe convenirse el resultado a su equivalente en
KOH. Trabajando con NaOH de normalidad N, la fórmula para calcular el índice
de acidez será:
a.= 40 N.V.56 = 56NV
M.40
M
40 Es el peso molecular del NaOH.
56 Es el peso molecular de KOH.
56/40 Es el factor que permite convertir el peso de NaOH a peso de KOH.
V Es el volumen en m1 de NaOH de normalidad N, requerido en la titulación
(restando el volumen que se gaste en el blanco).
M Es el peso de muestra en gramos.
El índice de yodo sirve para determinar el grado de insaturación de un ácido graso o
aceite, debido a que el yodo es absorbido únicamente en los dobles o triples
enlaces. En este caso, se determinará únicamente en forma cualitativa, para saber si
el compuesto tiene doble enlaces.
El índice de yodo se define como la cantidad de yodo, expresada en gramos, que
absorben 100g de muestra.

28

La formación de los complejos de ácidos grasos con urea, permite la obtención de
compuestos cristalinos fácilmente aislables, cuyo punto de fusión y forma de
cristalización ayudan a la identificación del ácido graso.
Para la identificación del colesterol y otros esteroides, se han descrito varias
reacciones sencillas como la de Salkowski y la de Liebermann- Burchard. El
fundamento de estas reacciones es la formación de derivados de los esteroides,
cuando se tratan con ácidos. El color y su intensidad varían según el esteroide, el
tipo de ácido y la concentración de éste.
Objetivo
El objetivo de la práctica es conocer algunas propiedades físico químicas
representativas de los lípidos, sobre todo de los que se encuentran en los alimentos
y en los productos biológicos
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.

Aceite de oliva y de maíz (20 m1).
Acidos oleico, esteárico y palmíco ( 25 g de cada uno).
Colesterol (1 gramo).
Solución de lugol (ver prácticas anterior).
Anhídrido acético ( 10 m1).
Acido sulfúrico concentrado (10 m1).
Solución de almidón ( ver práctica anterior)
Disolución de urea en metanol: Pesar 3 g disolverlos en 20 m1 de metanol,
calentando suavemente si es necesario.
9. Etanol neutralizado: A una muestra de 5 m1 de Etanol, agregue 5 gotas de
indicador de fenolftaleina ( ver adelante) y neutralice con NaOH 0.1. N. Con el
dato así obtenido, calcule cuánto debe agregar a 100 m1 de Etanol. Mida 100
ml. de Etanol y agréguele el.
10. .NaOH 0.1 N: Medio litro; si no se prepara con disolución comercial, titúlence con
HCI
valorado.
11. -Disolución indicadora de fenolftaleina al 1% en etanol al 75% 20m1.
METODOLOGIA
1. Indice de refracción.
Determine el I. R. De un aceite vegetal, en el refractómetro de Abbe, y anote los
siguientes datos:
Tipo de refractómetro empleado-------------------------------------Longitud de onda--------------temperatura------------I.R. obtenido--------------Aceite
Empleado-------------------I.R. indicado en tablas----------------------29

2. Índice de acidez.
Pese exactamente una muestra entre 10 y 15 g de aceite de maíz, sobre un vaso de
precipitados o un matraz previamente tarado. Agregue 50 m1 de Etanol neutralizado.
Introduzca el matraz en un baño de agua mantenimiento a 60°C y titule, sin dejar de
calentar, agregando 10 gotas de disolución de fenolftaleina y poniendo en la bureta
NaOH 0.1 N el cual se agrega hasta obtener color rosa resistente.
Aplicando la fórmula indicada en la Introducción, calcule el índice de acidez.
3. Formación de complejos de ácido grasos con urea.
Disuelva 1 g de un ácido graso en 5 m1 de disolución de urea en metanol. ( Si el
ácido graso es sólido, disuélvalo en metanol, calentando suavemente). Agite
intensamente y luego deje enfriar hasta cero grados en baño de hielo o en
refrigerador. Filtre, seque los cristales y obsérvelos al microscopio. Determine su
punto de fusión y dibuje los cristales
.
4. Absorción de yodo por ácidos graso insaturados.
Ponga en un tubo de ensayo 2 m1 de aceite de oliva o de ácido oléico.Agregue 5
gotas de lugol y agite. Esta mezcla debe ser rojiza, como la disolución de yodo.
Caliente a la flama y observe que el color va cambiando. Cuando el color inicial ha
desaparecido totalmente, deje enfriar y agregue 10 gotas de disolución de almidón
se observará que no hay formación del color azul lo cual indica que no hay yodo libre
en la mezcla. Si se agregó lugol en exceso, aparecerá el color azul, por haber sido
incompleta la absorción.
5. Identificación del colesterol.
a) Reacción de Salkowski.
En un tubo de ensayo perfectamente seco, ponga 100 mg aprox. De colesterol.
Agregue 3
3m1 de cloroformo para disolverlo. Reparta esta disolución en 2 tubos para efectuar,
con la mitad, la reacción siguiente: A uno de los tubos agregue 1 m1 de H2 SO4
concentrado, deslizándolo por las paredes, sin agitar. La capa superior y la inferior
tomarán colores distintos. Observe el tubo de lado, contra un fondo semioscuro, para
apreciar la fluorescencia. Anote lo observado.
b) Reacción de Liebermann.
Agregue 5 gotas de anhídrido acético y dos gotas de H2SO4 concentrado, a la otra
porción de disolución de colesterol en cloroformo. Mezcle suavemente y anote el
color que adquiere inicialmente y los cambios que se van observando en el mismo.
RESULTADOS
1. Indice de refracción-----------Aceite empleado---------------2. Volumen de NaOH gastado--------------Normalidad: -------------Peso
muestra-------Cálculos efectuados:
Indice de acidez: -------------3. Forma de los cristales:
4. Punto de fusión----------------------30

de

la

5. Reacción de Salkowski: ------------------------------------6. Reacción de Liebermann: -------------------------------------------------------------------------------------------------------Cuestionario
1. Calcule el índice de acidez teórico de ácido graso empleado.
2. Calcule la cantidad de yodo absorbida por 2 m1 de aceite de oliva (o de ácido
oleico, si empleó éste), midiendo el volumen de las 5 gotas que adicionó y
tomando en cuenta que la concentración de yodo en g / m1 en el reactivo de
lugol es 0.025. Asumir que la relación es estequiométrica y la adsorción, total.
3. Escriba la fórmula estructural del colesterol y su nombre químico completo.
4. Defina el índice de refracción y haga una breve monografía sobre el mismo,
relacionándolo en especial con la dispersión ópticarotatoria y otras aplicaciones
útiles en Bioquímica.
Bibliografía
Pierre Crabbé, 1974 Actividad óptica, dispersión rotatoria óptica y dicroismo circular
en química orgánica OEA, Washington ps.7-9.
Mazur, B. Harrow, 1973 Bioquímica básica 10 a ed. P. 322 Ed. Interamericana.
Manuel Urquiza, 1969 Experimentos de fisicoquímica p. 127 y ss. Ed. Limusa- Wiley.
Glasstone, 1968 Tratado de química física p. 477 y ss.Ed. Aguilar, S.A.

31

BIOQUIMICA I

PRÁCTICA No. 8
ESTABILIDAD DE ACEITES
Introducción
Los lípidos constituyen uno de los 4 componentes básicos de los alimentos, siendo
la fuente más concentrada de energía, además de ser el grupo que tiene mayor
influencia en textura, palatabilidad y que contribuye al aroma y sabor de muchos
alimentos.
Una clasificación general de los lípidos se da en cuanto al estado físico que
presentan a una temperatura ambiente y su fuente. Así están las grasas, que son
lípidos de origen animal y que, en su mayoría, se encuentran sólidos. Se tiene
también a los aceites, que por lo general provienen de semillas vegetales y están
líquidos a temperatura ambiente.
Las grasas y aceites están formados por ácidos grasos esterificados con un alcohol,
el glicerol es el más abundante. Debido a la longitud de la cadena Hidrocarbonada
principalmente. A la existencia de dobles ligaduras en la misma, los aceites son muy
susceptibles de sufrir cambios por ataque.
Dichas ligaduras, presentando un fenómeno de deterioro que se traduce en
formación de aromas y sabores objetables a la calidad del aceite. Existen 3
mecanismos por los cuales pueden suceder las reacciones de deterioro de los
lípidos:
a) Rancidez hidrolítica
b) Rancidez oxidativa
c) Reversión
En todos los mecanismos de deterioro influyen de manera determinante factores
físicos, como temperatura, oxígeno, luz, presencia de metales, etc.
Objetivos.
Determinar la influencia de factores sobre la estabilidad química y sensorial de
aceites.
Aceite comestible de origen vegetal

Matraces Erlenmeyer de 500 ml

1 litro

4

32

Matraces Erlenmeyer de 250 ml

1

Bomba para pecera

1

Calentador eléctrico 1
Termómetro 1
Balanza electrónica
Bureta
Refrigerador.
Etanol neutralizado.
Fenolftaleina 1%
Solución de KOH 0.02 N
Metodología.
Calentar, por cuadruplicado, 150 ml de aceite hasta 200°C. Retirar del mechero y
dejar enfriar a temperatura ambiente. Los 250 ml restantes serán el control 2.
A cada matraz someterlo a una de las siguientes condiciones:
Matraz
1.
2.
3.
4.
5.

Almacenar a temperatura ambiente oscuro (control 2)
Someterlo a una oxigenación constante
Almacenar a temperatura ambiente con el matraz abierto o expuesto a la luz
Almacenar en matraz abierto dentro del refrigerador
Almacenar en matraz cerrado y a oscuridad (control 1)

Anotar los cambios que se observen desde el calentamiento y durante el
almacenamiento en cuanto a olor, color y apariencia del aceite el tiempo de
observación es de 2 semanas, cada 3 días. Realizar la determinación de acidez libre
al control el martes y el viernes durante 15 días.
Para determinar el índice de acidez.
Se pesan 5 g de muestra en un matraz Erlenmeyer de 250 ml, se agregan 50 ml de
alcohol previamente neutralizado a la fenolftaleina con KOH 0.02 N. Se calienta en
baño María a ebullición incipiente y se titula con NaOH 0.1N, usando fenolftaleina
como indicador. Se debe agitar fuertemente después de cada adición del álcali para
asegurar la completa neutralización de los ácidos libres. El vire se presenta en una
coloración ligeramente rosa permanente por un minuto.

% ácido oléicos = (ml gastados x N x 0.0288 x 100 )
peso de la muestra

33

RESULTADOS
Día
% acidez

Análisis sensorial

Cuestionario.
1. ¿Qué son los ácidos grasos y como se presentan en los lípidos?
2. ¿Cuáles son los ácidos grasos más abundantes?
3. Describa el mecanismo de la reacción de la rancidez oxidativa
4. ¿Por qué no es conveniente refrigerar los aceites
5. ¿Qué métodos analíticos se utilizan para determinar la estabilidad de grasas y
aceites?
6. ¿Es el cambio de color de un aceite indicativo de la rancidez de aceites
vegetales? ¿Por qué?
Bibliografía
Latinoamericana,

34

Bioquimica i 2

Recommended

Recommended

More Related Content

What's hot

What's hot (20)

Viewers also liked

Viewers also liked (20)

Similar to Bioquimica i 2

Similar to Bioquimica i 2 (20)

Recently uploaded

Recently uploaded (20)

Bioquimica i 2