El método de fijación utilizado depende del tipo de estructura parasitaria (quistes, ooquistes, trofozoítos, huevos, larvas o adultos). Un excelente fijador es aquel que penetra con rapidez la estructura parasitaria, detiene su metabolismo y le provoca pocos o nulos cambios morfológicos

1. Fijadores
Claudia Leticia Pérez Gómez
Víctor Pérez Bravo
Sharon Gutiérrez Falcón
BENEMERITA UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE PUEBLA
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
LIC. EN QUÍMICO FARMACOBIOLOGO
DEPARTAMENTO DE ANÁLISIS CLÍNICOS
MC. MARTHA ALICIA SALGADO JUAREZ

2.  La estructura compleja y
delicada de los protozoarios
obligó a utilizar métodos
más complicados que los
que se aplicaron en
bacteriología, por lo que se
recurrió a estrategias que
eran comunes en
histología: la fijación y la
tinción.

3. Los fijadores
 El método de fijación utilizado
depende del tipo de estructura
parasitaria (quistes, ooquistes,
trofozoítos, huevos, larvas o
adultos).
 Un excelente fijador es aquel
que penetra con rapidez la
estructura parasitaria, detiene
su metabolismo y le provoca
pocos o nulos cambios
morfológicos.

5. PAF (Fenol-Alcohol-Formaldehido)
El PAF preserva
quistes y trofozoítos
de protozoarios;
también se utiliza
para huevos y larvas
de helmintos.
El fenol se disuelve en la
solución salina, después debe
añadirse el etanol, el
formaldehído y mezclarse. Se
almacena en frascos ámbar.
Para fijar las estructuras
parasitarias, la muestra de
heces se homogeneiza con el
fijador manteniendo una
relación de 1:5.

6. MIF (Merthiolate-Yodo-Formaldehido)
El MIF es fácil de hacer. Fija y tiñe en forma
simultánea. Es un buen fijador de quistes,
trofozoítos, huevos y larvas.

7. PROCEDIMIENTOS:
PAF (phenol-alcohol-formol)
 La muestra de heces se mezcla con el fijador en un recipiente en
proporción 1:1
 Para la observación: Mezclar bien muestra fijada y con ayuda de un
embudo y una gasa en un tubo colar 3 mlilitroa de material fijado
 Agregar solución salina y centrifugar a 1800 rpm por 3 minutos
 Decantar sobrenadante y obtener sedimento de 0.5 ml.
 Decantar sobrenadante completar a 12 ml con solución fisiológica
centrifugar en las mismas condiciones.
 Repetir centrifugado y lavar de 2 a 3 veces mas.
 Agregar 2 ml. De solución fisiológica al sedimento final,emulsionar y
obtener una gota para observación en portaobjetos.
 Agregar una gota de colorante tionina o azure A,cubrir con cubreobjetos
y examinar.

8. MIF (merthiolate-yodo-formol)
 Colocar 1 o 2 mililitros de solución MIF en el vial.
 Para la observación colocar 1 mililitro o su equivalente de la muestra
fresca de heces.
 Mezclar y observar al microscopio.

9. Bibliografía
 Becerril M. A. . (2014). 39 Tinciones y cultivos para el
estudio de los parásitos . En Parasitologia medica (355-
370). México : McGrawHill.