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Evaluación fisiológica en laboratorio de marinados a base de carne de pollo

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Evaluación fisiológica en laboratorio de marinados a base de carne de pollo

  1. 1.           EVALUACIÓN FISIOLÓGICA EN LABORATORIO DE MARINADOS A BASE DE CARNE DE POLLO Dr. Carlos Abel Amaya Guerra Lic. Sandra Maricela Sánchez Chi Cantú Universidad Autónoma de Nuevo León INTRODUCCIÓN Actualmente en la industria cárnica existe mucha competencia en cuanto a productos, por eso las empresas de hoy en día buscan ingredientes novedosos que le den un valor agregado, ya sea en sabor, color, aroma u otros atributos. Uno de estos ingredientes son los marinadores. Los marinadores, son adobos líquidos que pueden contener vinagre, vino, agua, algunas especias y hierbas entre otras otros ingredientes, en el que se maceran ciertos alimentos, estos le brindan suavidad, jugosidad, sabores y aromas agradables en a los diferentes tipos de carne como pueden ser pollo, pescado y carne de res. Además de estos los beneficios que ya se me mencionaron, éstos proporcionan superiores rendimientos a los procesadores y por lo tanto mayores ganancias, ofreciendo así más beneficios al productor. Pocos estudios se han hecho para relacionar el tipo de hidrocoloide empleado con la retención de humedad y de diversos nutrientes, incluidos: los triglicéridos y el colesterol. En esta investigación se busca relacionar la utilización de varias materias primas para elaborar marinadores y su efecto en el consumo en animales de laboratorio en sus niveles sanguíneos de triglicéridos y colesterol. MATERIALES Y MÉTODOS PREPARACIÓN DEL MARINADOR Los marinadores se formularon a razón de 2% sal, 2.5% fosfato y 0.5% del material de estudio. Se utilizaron dos marinadores comerciales y un control sin marinador. Los marinadores éstos se diluyeron en 95% de agua mediante la siguiente metodología: a ½ litro de agua a temperatura ambiente se agregó el material de estudio y se agitó por 10 minutos. Se agregó hielo hasta alcanzar el volumen de 950 ml y se agregó el fosfato agitando otros 10 minutos y después la sal con otros 10 minutos de agitación. Por último se aforó a un litro de volumen. Para hacer los marinadores se utilizaron: dos marinadores comerciales (MC1, MC2), Alga (Ulva Ulva calthrata), Alga Desodorizada, Goma de Alga, Mahuacata, Chía y Chad. PROCESO DE INYECCIÓN Y COCCIÓN Se utilizaron tres pollos divididos en cuatro piezas por tratamiento y en cada paso se pesó para determinar los % de retención. Se inyectaron a razón de un 30% en peso. Se presenta un diagrama de flujo para esquematizar el proceso a nivel laboratorio. Diagrama 1 Peso Fresco Peso inyectado Pollo (4 oC) Inyección (cada ½ in) 30%
  2. 2.           Peso tumbleo Peso retención Peso cocción BIOENSAYO Se formaron 6 grupos de ratas Winstar de 2 meses de edad (peso promedio de 190-200g) a las que se alimentó con las cinco dietas antes descritas y una control (sin marinador) asignadas al azar, 4 hembras y 4 machos por tratamiento). Las ratas se mantuvieron en jaulas individuales de acero inoxidable en condiciones ambientales controladas (temperatura de 20-22 °C y alternando periodos de 12h de luz y oscuridad artificial) durante 15 días contando como día 0 cuando se registró el peso inicial y se colocó en el comedero la dieta correspondiente; el alimento se proporcionó ad libitum. Se registró el peso inicial y final de las ratas así como la cantidad de alimento consumido (Amaya, 2007). ANÁLISIS EN SANGRE En los 60 días de alimentados los animales se tomaron muestras anestesiando con éter a las ratas y se les cortó la punta de la cola con un bisturí para colectar entre 0.5-1 ml de sangre. Una vez obtenido el volumen, se limpió la herida con Yodopolividona y se cauterizó con calor. Las muestras se colocaron dentro de una hielera sobre una gradilla para su posterior análisis para determinar su contenido de triglicéridos y colesterol. PRUEBAS EN HÍGADO Al término del periodo del bioensayo (60 días) se sacrificó a los animales con cloroformo y se les realizó una disección para obtener los hígados. ELABORACIÓN DE EXTRACTOS Las muestras fueron tratadas individualmente, se pesaron en una balanza digital y se adicionó agua bidestilada en proporción 1:5 (peso de muestra/volumen) para ser homogenizada a 4 °C durante 2 minutos en un homogenizador Glas-Col® a 100 rpm. El homogenizado obtenido fue centrifugado a 10,621g durante 15 minutos a 4 °C, se desechó la grasa flotante y del sobrenadante se prepararon alícuotas de 0.5 mL para ser almacenadas a -70°C para luego ser utilizadas en los respectivos análisis bioquímicos. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN DE PROTEÍNA EN LOS EXTRACTOS Se requirió conocer la cantidad de proteínas, ésta se determinó por el método de Bradford (1976) adaptado a microplacas. Se realizaron diluciones 1:100 (μL de extracto/μL de Buffer tris-HCl 50 mM pH7.1) de los extractos. Se utilizó una curva estándar de 0.05 a 0.5 mg de BSA (Suero de albumina bobina, A-9647, Sigma) por mL de Buffer tris-HCl. De cada dilución, de las muestras y de Buffer tris-HCl (como blanco) se colocaron 20 μL de la dilución por pozo con tres repeticiones más 200 μL de solución de trabajo Bradford 85% bH2O; 3% etanol al 95%; 6% de acido fosfórico al 88% y 6% de la solución stock de Bradford (100ml de etanol al 95%, 200 ml de ácido fosfórico al 88% y 350 mg de azul de Coomassie G); se mezclaron dentro del lector por 2 min y finalmente se leyeron las placas a 620 nm en un lector de microplacas (TECAN, Sunrise, Viena, Austria). Masajeo (30 min y 15 rpm) Almacenamiento (4 oC) 0 y 24 horas Cocción (180 oC y 94% HR.)
  3. 3.           EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE GLUTATIÓN-S-TRANSFERASA (GST) La glutatión-s-transferasa (GST) representa uno de los mayores grupos de enzimas destoxificantes presentes en la fase II de la biotransformación (Perera, 2000), esta enzima cataliza la conjugación del glutatión (GSH) a una variedad de sustratos y es capaz de convertir xenobióticos hidrofóbicos en compuestos hidrofílicos que pueden ser excretados a través de la orina (Ketterer y Taylor, 1990). La enzima se encuentra en prácticamente todas las células eucariotas y pudo haber evolucionado para proveer protección al organismo contra las sustancias tóxicas presentes en la comida y el ambiente (Nebert et al., 1996). La actividad de GST se analizó de acuerdo a Mannervik y Danielson (1988) y Wilce y Parker (1994). EVALUACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE SUPERÓXIDO DISMUTASA (SOD) La superóxido dismutasa (SOD) cataliza la destrucción de radicales libres del oxígeno, protege a las células metabolizadoras de oxígeno contra los efectos dañinos de los radicales superóxido libres. La SOD está ampliamente distribuida en la naturaleza; Gregory et al. (1974) mencionan que está presente en todas las células metabolizadoras de oxígeno y Hewitt y Morris (1975) la han encontrado en bacterias anaeróbicas. En este caso se utilizó un Kit para SOD de CAYMAN Chemical Company (Cat. 706002) el cual se basa en medir la producción de los radicales superoxido (O2-) generados por la xantina oxidasa y la hipoxantina. ANÁLISIS ESTADÍSTICOS Todos los datos fueron analizados usando un diseño experimental de bloques al azar. Se calculó el valor de la Diferencia Mínima Significativa (DMS) por el método de Tukey para detectar diferencias entre los tratamientos. Para los análisis de correlación se utilizó el coeficiente de correlación de Pearson con dos colas, con nivel de significancia de P<0.05. Todos los datos Fueron analizados utilizando el paquete computacional MiniTab versión 14 (2005). RESULTADOS Los Resultados de rendimiento se presentan a continuación: Tabla 1. Pesos promedio del pollo fresco, inyectado, tumbleado, peso de retención y de cocción del pollo marinado a razón del 30% en peso con diferentes tipos de marinadores.1 Peso Fresco (gr) Peso Inyectado (gr) Peso Tumbleo (gr) Peso Retención (gr) Peso Cocción (gr) MC1 407 529 510 500 388 -4.66 MC2 407 529 512 501 394 -3.19 Alga 376 489 476 474 347 -7.71 Alga Desodorizada 397 518 502 492 353 -11.08 Goma de Alga 402 523 511 497 386 -3.98 Mahuacata 301 392 371 362 215 -28.57 Chía 380 494 465 460 289 -23.94 Chad 327 425 396 367 218 -33.33 1 Las pruebas se hicieron por triplicado.
  4. 4.           Como se puede observar sólo los marinadores a base de alga resultaron semejantes a los comerciales, por lo que se evaluaran fisiológicamente en ratas. Los resultados sanguíneos y de hígado se presentan a continuación. COLESTEROL Y TRIGLICÉRIDOS Los resultados de las pruebas de sangre fueron los siguientes: Tabla 2. Resultados de glucosa, colesterol y triglicéridos por dietas (mg/dL) Prueba D. Control MC1 MC2 ALGA ALGA DESOD. GOMA ALGA Colesterol 93.67a 94.10 a 93.58 a 79.05 b 80.4 b 91.45 a Triglicéridos 61.33 a 56.51 a 54.25 a 40.75 b 52.5 b 58.72 a a,b Diferentes letras en un renglón tienen diferencia significativa. Se puede observar que las ratas que consumieron el pollo con el alga y el alga desodorizada tuvieron los valores más bajos de triglicéridos y colesterol. Se puede observar que al usar la goma aislada del alga no mostró decremento entre los valores citados, por lo que suponemos que otros compuestas, además de la goma intervienen para disminuir los niveles sérico de triglicéridos y colesterol. PRUEBAS EN HÍGADO Tabla 3. Resultados por dieta de actividad enzimática Prueba D. Control MC1 MC2 ALGA ALGA DESOD. GOMA ALGA GLUTATIÓN-S- TRANSFERASA (GST) mmol/mL/mg proteína 365.2 a 345.3 a 332.8 a 202.4 b 253.7 b 342.7 a SUPERÓXIDO DISMUTASA (SOD) U/mL 230.4 a 248.5 a 272.5 a 178.6 b 166.3 b 212.5 a a,b Diferentes letras en un renglón tienen diferencia significativa.
  5. 5.           Otitoju y Onwurah (2007) reportan que la actividad GST se incrementa como respuesta dietas con gran cantidad de grasa, calorías o desbalanceadas. Hayes y Pulford (1995) sugieren que la actividad GST forma parte de la respuesta adaptativa a estrés químico, ya que esta actividad puede incrementarse significativamente por la exposición a malas dietas o contaminantes. BIBLIOGRAFÍA Acton J.C., Jensen J.M. 1994. Understanding marinade technology. Poult. Proc 9:18-21. Amaya C.A. 2007. Ciencia de la carne y lácteos. Universidad Autónoma de Nuevo León. San Nicolás de los Garza.N.L. pp. 77-78. Ayerza R. 1995. Oil content and fatty acid composition of chía (Salvia Hispanica L.) from five Northwestern locations in Argentina. Journal of the American Oil Chemist.Society, 72 (9) 971-1090. Beltran- Orozco M.C., Salgado Cruz M.P., Cedillo López D. 2005. Estudio de las propiedades de la semilla de chía y de la fibra dietaria obtenida de las misma. VII Congreso Nacional de Ciencia y Tecnología de Alimentos y III Foro de Ciencia y Tecnología de Alimentos. Guanajuato. Cain Chun E, Yao B, Shen Wel R, He P. 2009. Determination and analysis of nutrition compositions in Enteromorpha Clathrata. Journal of Shangai Ocean University. Vol. 52. No. 4. pp. 400-405. Cárdenas- Bautista D, Pacheco-Ruiz I, Arellano- García E, Muñiz- Salazar R, Baptista-Rosas R. 2008. Efectos antigenotoxicos de los polisacáridos sulfatados de alga verde de Ulva clthrata en leucocitos humanos expuestos a arsenito de sodio. Escuela de Ciencias de la salud. Universidad Autónoma de Baja California Sur. Elizondo Ríos, J.M. 1997. Elaboración de un producto ablandador sazonador de carne a base de papaína. Tesis licenciatura UDEM. Ellman, G. L. Courtney, K. D. Andres, V. Featherstone, R. M. 1961. A new and rapid calorimetric determination of acetylcholinesterase activity. Biochemical Pharmacology 7: 88-95. Hayes, J. D. and Pulford, D. 1995. The Glutathione S-Transferase Supergene Family: Regulation of GST and the Contribution of the Isoenzymes to Cancer Chemoprotection and Drug Resistance Part I and II. 30(6): 445-600. Huang, T. L., Obih P. O., Jaiswal R., Hartley W. R., Thiyagarajah A. 1997. Evaluation of liver and brain esterases in the spotted gar fish (Lepisosteus oculatus) as biomarkers of effect in the lower Mississipi river basin, Bull. Environ. Contam. Toxicol. 58: 688-695 Ito K, Hori K. 1989. Seaweed: chemical composition and potential food uses. Food Rev. Int. 5: 101- 144. Ixtaina, V.Y, Nolasco, S.M., Mabel. C.T. 2008. Caracterización microestructural de la semilla y el mucilago de Chía (Salvia hispanica).XXVIII congreso Argentino de Química. 4to Worshop de Química medicinal. Lahaye, M., Ray , B., Baumberger, S., Quemener, B., Axelos, M.A.V., 1996. Chemical characterization and gelling properties of cell wall polysaccharides from species of Ulva (Ulvales, Chlorophyta), Hydrobiologia 326/327: 473-480. Moyano, F. J. Díaz, M. Alarcon, F. J. Sarasquete, M. C. 1996. Characterization of digestive enzyme activity during larval development of gilthead seabream (Sparus aurata). Fish Phisiology and Biochemistry. 15(2):121-130 Offer, G, Knight P, Jeacocke, R. 1989. The structural basis of water-holding, appearance and toughness of meat and meat products. Food microstructure, 8, 151-170. Otitoju, O. and Onwurah, I. N. E. 2007. Glutathione S-transferase (GST) activity as a biomarker in ecological risk assessment of pesticide contaminated environment, African Journal of Biotechnology Vol. 6(12):1455-1459. Pedrero F., Daniel L., Pangborn, Rose Merie. 1989. Evaluación sensorial: métodos analiticos. Alhambra Mexicana. 2da Edición.
  6. 6.           Schut, J., 1976. Meat emulsion, in: Fribergs. Food Emulsions. Marcel Dekker inc, New York, p. 385- 458. Smith D.P, Young L.L. 2007. Marination and phosphate effects on broiler breast fillet yield, tenderness and color 1. Poultry Science. Vol 86. No.12. pp. 2671. Zemake- White W.L, Ohno M. 1999. World seaweed utilization: An end of century summary. Journal of applied phycology. 11(4): 369-376.

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