Orgenogénesis directa en violeta

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Se estudió la obtención de brotes mediante la organogénesis directa a partir de Saintpaulia ionantha, utilizando explantes de hoja, cultivados en medio Murashige y Skoog, suplementado con AIA y KIN.
El ensayo fue realizado en dos ocasiones debido a la presencia de un hongo endógeno en planta usada en el primer ensayo, lo cual condujo a una contaminación total de los explantes sembrados, por tal motivo el segundo ensayo registra el uso de Bagsin-Captan, fungicidas sistémico y de contacto respectivamente, para prevenir la invasión fúngica.

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Orgenogénesis directa en violeta

  1. 1. ESTABLECIMIENTO DE ORGANOGÉNESIS DIRECTA A PARTIR DE HOJA DE VIOLETA (Saintpauliaionantha). Paola Ayala-Alexandra Chasiquiza Cultivo de Tejidos. Ingeniería en Biotecnología. Universidad de las Fuerzas Armadas ESPE. Sangolquí-Ecuador Noviembre 2013 RESUMEN Se estudió la obtención de brotes mediante la organogénesis directa a partir de Saintpauliaionantha, utilizando explantes de hoja, cultivados en medio Murashige y Skoog, suplementado con AIA y KIN. El ensayo fue realizado en dos ocasiones debido a la presencia de un hongo endógeno en planta usada en el primer ensayo, lo cual condujo a una contaminación total de los explantes sembrados, por tal motivo el segundo ensayo registra el uso de BagsinCaptan, fungicidas sistémico y de contacto respectivamente, para prevenir la invasión fúngica. Palabras Clave: organogénesis directa, violeta, hongos, micropropagación. ABSTRACT Obtaining outbreaks studied by direct organogenesis from Saintpauliaionantha, using leaf explants, cultured on Murashige and Skoog medium supplemented with IAA and KIN. The test was performed twice due to the presence of an endogenous fungus plant used in the first trial, which led to a total contamination of the seeded explants, for this reason the second test logs using Bagsin-Captan, fungicides systemic and contact respectively, to prevent fungal invasion. Keywords:direct organogenesisviolet,fungi,micropropagation. marchiten sus hojas; así como también INTRODUCCIÓN la aparición de manchas de color café La violeta africana oscuro en las mismas, por tales motivos (Saintpauliaionantha), se propagan por se han establecido protocolos de cultivo germinación de semillas o en forma in vitro para su producción a gran vegetativa por esquejes en el que se usa escala, a partir de peciolos y tejido tallos del cual nacerá una nueva planta. foliar (Badillo, 2009). La peculiaridad que tiene esta planta, es que puede tener más de una floración al año en cualquier temporada (Caballero, S/A). Su cultivo in vivoes bastante delicado, puesto que su exposición directa a la luz solar o el uso de agua a bajas temperaturas, pueden provocar que se Una de estas técnicas es la organogénesis directa consiste formación de órganos directamente sobre la superficie de explantes cultivados intactos (Paucar, 2011). La organogénesis directa es el proceso de desarrollo de órganos de novo, como
  2. 2. vástagos, raíces, flores, hojas, etc., directamente del explante, es decir, sin la formación previa de callo.La organogénesis directa se usa en la micropropagación de plantas elite, es decir, las plantas obtenidas serán clones exactos de la planta madre, sin variabilidad genética alguna (Alvez et al, 2012). La existencia de poblaciones de hongos endógenos en los explantes constituye uno de los factores responsables de las mayores pérdidas por contaminaciónen el cultivo in vitro de plantas. Los contaminantes fungosos crecen favorablemente en los medios de cultivo para plantas dañando el explante (Carranza et al, 2003). solución de detergente al 1% más tres gotas de tween 20 durante 20min, se enjuagó tres veces con agua destilada, luego se sumergió las muestras en una solución de cloro al 0.5% más 3 gotas de tween 20 durante 10min en agitación, se enjuagó nuevamente tres veces con agua destilada y finalmente las muestras fueron colocasen agitación en una mezcla de Captan y Bagsin al 0.5%, ambos fungicidas sistémico y de contacto respectivamente, durante 10 min yse enjuagó 4 veces con agua destilada (Jadán 2012). Se trasladó las muestras sumergidas en cloro a la cámara de flujo laminar, dentro de la misma se realizó tres lavados con agua estéril antes de proceder a la siembra (Jadán, 2012). El objetivo de la presente práctica es la obtención de brotes, mediante organogénesis directa, a partir del cultivo de hojas de violeta (Saintpauliaionantha) en medio MS enriquecido con AIA y KIN, con guía en el “Manual de Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales”. Siembra del material: Sé eliminó el material de la periferia dañado por la desinfección, luego se procedió a realizar pequeños cortes, los mismos que debían contener una parte de la nervadura de la hoja, se colocó los explantes en el medio MS enriquecido con KIN y AIA y se selló el mismo para incubación en luz (Jadán 2012). MATERIALES Y MÉTODOS El proceso anteriormente detallado se llevó a cabo en condiciones de total asepsia, procurando evitar contaminaciones. Preparación de la sala de siembra: El piso se desinfectó con kalipto, las cámaras de siembra se limpiaron con papel toalla estéril y Savlón. Los materiales usados en la siembra tales como: mecheros, pinzas bisturí, papel toalla, plástico, ligas, botellas de agua, etc. fueron introducidas previa esterilización, luego se prendió las lámparas UV de las cabinas de flujo durante 15min y en los siguientes 15 min se encendió el flujo de aire luego de apagar las lámparas (Jadán, 2012). Material vegetal:Se usó hojas de violeta. La desinfección inició con un lavado en agua, con el fin de retirar todas impurezas presentes en las muestras, después se colocó las muestras vegetales en agitación con una RESULTADOS La evaluación se realizó a los 15 días a partir de la siembra, los parámetros revisados fueron contaminación fúngica y bacteriana, oxidación y cambios en el explante, tales como variaciones en la forma, color y grosor obteniendo los resultados que se pueden observar en la tabla 1 y 2. La tabla 1 indica los resultados obtenidos en la práctica por la estudiante 1, los cuales muestran cambios de color y forma en el explante
  3. 3. de violeta y contaminación. ningún tipo de La tabla 2 indica los resultados de la estudiante 2, en la cual se puede observar que el primer frasco presenta contaminación bacteriana, mientras que los explantes del segundo frasco muestran oxidación de los explantes. Fig.1 Frasco con explantes de la estudiante 1, primera repetición. 2 1 Tabla 1. Descripción de los resultados de la estudiante 1. Nombre: Paola Ayala # frasc o 1 2 Explante Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 4 Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 4 Fecha de siembra (06/11/2013) Contaminación (hongo o bacteria) - Parte aérea Nº brotes - Fecha de evaluación (20/11/201 3) Oxidación, muerte, cambio de color - 3 4 Fig.2 Frasco con explantes de la estudiante 1, segunda repetición. 1 3 2 Ox= oxidación. M: muerte. Tabla 2. Descripción de los resultados de la estudiante 2. Nombre: Alexandra Chasiquiza # frasc o 1 2 Explante Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 1 Hoja 2 Hoja 3 Hoja 4 Contaminación (hongo o bacteria) Bacteria Bacteria Bacteria - Fecha de siembra (06/11/2013) Parte aérea Nº brotes - Fecha de evaluación (20/11/201 3) Oxidación, muerte, cambio de color Ox Ox Ox Ox Fig.3 Frasco con explantes de la estudiante 2, primera repetición. 1 4 2 Ox= oxidación. M: muerte. 3 Fig.4 Frasco con explantes de la estudiante 2, segunda repetición 2 1 DISCUSIÓN 4 3 Según Alvez et al (2012), la organogénesis consiste en la formación de órganos de novo a partir de explantes cultivados in vitro, sin la formación previa de callo, de acuerdo a lo descrito por el autor los resultados que deben ser
  4. 4. obtenidos son la formación de brotes o raíces, además Salazar (2009), sostiene que los reguladores de crecimiento son sustancias sintéticas que se deben aplicar en distintas combinaciones y concentraciones dependiendo del resultado que se desea obtener, KIN (citoquinina) y AIA (auxina) fueron los reguladores usados en la presente práctica, con una concentración mayor de AIA, por lo cual se espera la formación de yemas radicales sin embargo se requiere de mayor tiempo para poder observar el desarrollo de organogénesis, como se puede observar en las tablas 1 y 2, ninguno de los explantes sembrados muestra crecimiento de raíces, ni brotes, sin embargo en el frasco 2, de la estudiante 2 se observó una deformación parcial delos explantes, lo cual es característico del proceso de organogénesis directa, argumenta Suárez (2011). Según Armendáriz (2008), la gran mayoría de las enfermedades causadas por hongos que ataca el follaje presentan síntomas a etapas tempranas de la infección, se observa por ejemplo depósitos pulvurulentos blanquecinos en ambas caras de la lámina de las hojas debidos a la esporulación delos hongos. En etapas más avanzadas de la enfermedad, se evidencian áreas necróticas en las hojas y finalmente se produce la abscisión de los órganos, este argumento justifica los resultados obtenidos en el primer ensayo, puesto que todos los explantes sembrados sufrieron contaminación fúngica la cual se debió a la presencia de un hongo en la planta madre, en la cual se pudo observar los síntomas descritos por el autor; por tal razón en el segundo ensayo se usaron Bagsin y Captan como prevención a la contaminación fúngica tanto de contacto como sistémica. CONCLUSIONES La organogénesis directa permite la obtención de brotes o raíces sin la formación previa de callos, sin embargo se requiere un tiempo amplio para la observación de formación de órganos, por tal razón los únicos cambios que pudieron ser observados en los explantes sembrados fueron cambios de color y forma, los cuales indican un inició de organogénesis. La combinación de concentraciones adecuadas de reguladores de crecimiento en el medio de cultivo dependen del resultado deseado, en este caso el usó de una concentración mayor de AIA frente KIN, lo cual daríalugar a la formaciones de raíces en los explantes sembrados. La organogénesis directa se usa en la propagación de plantas elite ya que al no pasar por callo, no se dan variaciones genéticas, obteniéndose plantas clones de la madre. El control fitosanitario previo en las plantas madre evita contaminaciones fúngicas o bacterianas en los explantes, por parte de microorganismos propios de la planta donadora. BIBLIOGRAFÍA Alvez, B., Menéndez, A., Oropeza, M., Vargas, T., 2012, Cultivo de Tejidos Vegetales, Universidad Central de Venezuela, Departamento de Botánica. Recuperado el: 25/11/2013. Disponible en: http://www.ciens.ucv.ve:8080/gener ador/sites/andrea.menendez/archivo s/Guia%20Cultivo%20de%20Tej%2 0Veg%20II%202012.pdf Armendáriz, 2008, Liberación de Patógenos, Agrobiotecnología 2013. Curso 2013, Cultivo de Tejidos. Carrazana, D., Herrera, L.,Mollinedo, N., Suárez, N., Arboláez, I., Castellanos, M., Martínez, T., 2003, Detección de
  5. 5. contaminantes bacterianos y fúngicos endógenos enel establecimiento de Musa spp., Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas, Biotecnología Vegetal, Vol. 3, No. 1: 49-52, Santa Clara, Villa Clara, Cuba. Recuperado el: 25/11/2013.Disponible en: http://revista.ibp.co.cu Jadán, M., 2012, Manual de Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales, Escuela Politécnica del Ejército, Práctica N°3: Muestreo del material vegetal y métodos de desinfección en cultivo in vitro. Roca, W., 1993. Cultivo de tejidos en la agricultura. Fundamentos y aplicaciones, Cali, Centro Internacional de Agricultura tropical. Salazar, E. 2009, Multiplicaciónin vitro DE Agave cocui Trelease. Buenos Aires. Revisado el: 09/11/2013. Disponible en: http://www.scielo.org.ve/pdf/at/v59 n2/art02.pdf Suárez M 2011, Organogénesis directa a partir de hojas de Antiplasmodial SolanumnudumDun al, revisado el: 26/11/2013. Disponible en: http://www.scielo.org.co/scielo.php? pid=S012334752011000200018&script=sci_art text&tlng=en

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