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Fiebre tsutsugamushi

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Zoonosis endémica en el sur de Asia, Oceanía y norte de Australia donde el área afectada se llama Triángulo Tsutsugamushi. actualmente se han descrito casos en la Isla de Chiloé, Chile, lo que ha causado preocupación.

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Fiebre tsutsugamushi

  1. 1. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI DR. LUCAS BURCHARD SEÑORET MÉDICO VETERINARIO ASESOR DE ZOONOSIS Y SANEAMIENTO HOSPITAL DR. CARLOS CISTERNAS DE CALAMA AGOSTO 2016
  2. 2. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • Fiebre de los matorrales • Tifus de los matorrales • Tifus de las malezas • Tifus tropical • Enfermedad de Umayado o de Shichito (Japón). • Del japonés tsutsuga, enfermedad y mushi, insecto
  3. 3. INTRODUCCIÓN • Los años 2006 a 2016 se detectó la presencia del agente causal de esta enfermedad en 8 casos autóctonos de habitantes de la isla de Chiloé, Chile, lo que constituye un hecho inédito en la historia médica de este país. • La posibilidad de que la enfermedad se propague en el país hace necesario difundir conocimientos técnicos al personal sanitario como medida básica de prevención.
  4. 4. DEFINICIÓN • Zoonosis infecciosa aguda causada por la rickettsia Orientia tsutsugamushi, transmitida generalmente por ácaros del género Leptotrombidium, caracterizada por presentación estacional en primavera y verano, aparición brusca, fiebre alta, cefalea, erupción macular con escara en el punto de la picadura y endémica en el llamado triángulo tsutsugamushi.
  5. 5. AGENTE ETIOLÓGICO • Orientia tsutsugamushi, parásito intracelular del orden Rickettsiales fue descubierto en 1930 en Japón. • Esta rickettsia es transmitida habitualmente a los humanos por ácaros trombiculídos del género Leptotrombidium.
  6. 6. Orientia tsutsugamushi
  7. 7. AGENTE ETIOLÓGICO • Existen al menos 6 cepas variables en patogenicidad y virulencia: • Gillian • Karp • Kabu • Kawasaki • Kuruki • Shimokoski
  8. 8. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • Se presentan alrededor de 1.000.000 de casos anuales principalmente en primavera y verano con unos 140.000 fallecidos. • Sin tratamiento la mortalidad es de un 10 - 60 %. • El período de incubación varía de 6 a 21 días con un promedio de 10 – 12 días
  9. 9. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • La enfermedad es endémica en el llamado Triángulo Tsutsugamushi: Irán, India, Camboya, Laos, Vietnam, China, Japón, Coreas, Indonesia, Australia, Malasia, Myanmar, Taiwán, Pakistán, Nueva Guinea, Tadzhikistán, Sumatra, Afganistán.
  10. 10. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • La distribución geográfica está determinada por la distribución del vector y reservorio el ácaro Leptotrombidium. • Las condiciones ecológicas son variadas: selva, semidesierto, desierto montañoso y praderas alpinas del Himalaya. • Se describen islotes ecológicos de infección determinados por la presencia del ácaro y especies de mamíferos, especialmente roedores, de los cuales se alimentan
  11. 11. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • Clínicamente se caracteriza por: • Aparición brusca, • Fiebre alta constante (40 – 40,5 ° C), • Cefalea severa, anorexia, malestar general • Confusión, sudoración profusa, • Mialgias, tos seca y náuseas, • Bradicardia relativa y • Fotofobia.
  12. 12. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • Erupción macular pálida y escara de 4 – 8 mm en el punto de picadura del ácaro acompañada a menudo de compromiso de los ganglios linfáticos regionales. A los 5 – 7 días erupción macular en tronco y extremidades. • Esplenomegalia en 30 % de los casos. • El cuadro puede variar de muy leve a muy grave. • Casos severos con neumonía, meningoencefalitis, falla multiorgánica, sangrado e incluso muerte.
  13. 13. Genitales Nalgas Brazos Codo Abdomen inferior Axilas Muslos Rodillas Mamas Espacio Interdigital
  14. 14. Eritema macular en fiebre tsutsugamushi
  15. 15. Foto: Chang-Seop Lee Foto: Shikino et al. Foto: Shikino et al. Foto: Viquas Saim Eritemas maculares en fiebre tsutsugamushi
  16. 16. foto: Ruganpinan et al. Linfadenopatía en fiebre tsutsugamushi Escara en fiebre tsutsugamushi
  17. 17. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • Los exámenes de laboratorio revelan principalmente: • Leucopenia con linfopenia • Trombocitopenia
  18. 18. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • La mayoría de los infectados presentan casos leves. Estudios revelan un 18 a 77 % de individuos serológicamente positivos en zonas endémicas. • Los signos duran unas 2 semanas incluso sin tratamiento
  19. 19. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • El diagnóstico se puede sospechar por signos clínicos que incluyen fiebre alta constante, erupción macular al término de la primera semana y antecedentes de viaje a zonas endémicas de la enfermedad (Triángulo tsutsugamushi).
  20. 20. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • El diagnóstico diferencial se hace con: • Dengue, • Fiebres tifoidea y paratifoidea, • Leptospirosis, • Malaria, • Tifus murino y • Mononucleosis infecciosa, • Enfermedad meningocócica, • Loxoscelismo • Otras enfermedades exantemáticas febriles.
  21. 21. FIEBRE TSUTSUGAMUSHI • El diagnóstico de laboratorio se hace: • Serología, en zonas no endémicas, • Inmunofluorescencia Indirecta (IFI), método ideal, • PCR
  22. 22. TRATAMIENTO • El tratamiento es en base a antibióticos: • Primera línea: Doxiciclina (200 mg/día), Tetraciclina (500 mg c/6 horas) o cloranfenicol (500 mg c/6 horas) todos por 3 a 7 días. • Segunda línea: Rifampicina (600 – 900 mg/día) o Azitromicina (500 mg inicial y 250 mg los días siguientes) por 7 días • No se han desarrollado vacunas efectivas
  23. 23. VÍAS DE TRANSMISIÓN ÁCARO VECTOR TRANSFUSIÓN SANGUÍNEA TRANSUTERINA rara no comprobada principal
  24. 24. ÁCAROS VECTORES • Se han descrito unas 40 especies, de los siguientes géneros, conocidas o sospechosas de ser vectores de Orientia tsutsugamushi: • Leptotrombidium (25 especies), • Neotrombicula (6 especies), • Ascoschoengastia (2 especies), • Euschoengastia (2 especies) • Walchia (2 especies).
  25. 25. ÁCAROS VECTORES • Sin embargo, se describen como los más importantes: • Leptotrombinium akamushi, • Leptotrombinium deliense • Leptotrombinium scutellare y • Leptotrombinium pallidum.
  26. 26. Leptotrombidium scutellare Leptrombidium akamushi
  27. 27. Larva de Leptotrobidium spp (foto Nikolai Kushpela)
  28. 28. HUMANO LARVA ALIMENTADA LARVA HEMATOFAGA HUEVO ADULTO DEUTONINFA PROTONINFA TRITONINFA SUELO CICLO DE VIDA Leptotrombinium inactiva inactiva activa predadora activo predador maduro 8 patas cae al suelo activa 6 patas picadura
  29. 29. Larva de Leptotrombidium spp.
  30. 30. Picadura Leptotrombidium
  31. 31. Leptotrombidium
  32. 32. ALIMENTACIÓN ÁCAROS • Las ninfas y adultos se alimentan de huevos, estados inmóviles y de otros artrópodos que habitan en el suelo. • La larva, que mide 0,5 mm, se alimenta de sangre de roedores silvestres y aves. • La larva se adhiere y pica a un solo huésped por lo que no puede transmitir la enfermedad a otro huésped.
  33. 33. ALIMENTACIÓN ÁCAROS • Al alimentarse la larva inocula al huésped saliva contaminada con Orientia o puede ingerir sangre con Orientia. • La Orientia ingerida se concentra en el tejido ovárico del ácaro donde permanece y pasa a integrar los huevos de forma que las nuevas larvas que nacen ya vienen infectadas (transmisión transovárica).
  34. 34. HUÉSPEDES NATURALES • Principalmente roedores silvestres de los géneros: • Apodemus • Microtus • Leopoldamys • Maxomys y • Rattus.
  35. 35. Apodemus spp (foto James Lindsay)
  36. 36. Leopoldamys spp (foto www.metazoa.us)
  37. 37. Microtus spp. (foto José Ramón Pato Valente)
  38. 38. Maxomys spp. (foto: www.cse.ffpri.affrc.go.jp)
  39. 39. Rattus spp.
  40. 40. HUÉSPEDES NATURALES • Asimismo un amplio rango de aves silvestres y domésticas como: • Palomas (Columbia livia) • Gallinas (Gallus domesticus) • Faisanes • Las aves son resistentes a la infección aunque algunas pueden sufrirla transitoriamente.
  41. 41. HÁBITAT ÓPTIMO ÁCAROS • Ecosistemas con alta humedad, • Temperatura ambiental moderada a alta, • Suelos húmedos, • Suelos intervenidos por agricultura, por explotaciones forestales o campos abandonados los que favorecen la aparición de malezas o matorrales de transición.
  42. 42. PROFILAXIS • Uso de repelentes (dietiltoluamida [DEET], bencilbenzoato y dibutilftalato), • Remoción de malezas, • Aplicación de insecticidas, • Uso de pantalón y mangas largas y • Quimioprofilaxis (200 mg de doxicilina por semana). • No se recomienda el control de roedores silvestres.
  43. 43. BIBLIOGRAFÍA • Schlossberg, D. (2008). Clinical Infectious diseases. Cambridge University Press. 1549 pp. • Kraves, H et al.(2003) Zoonosis. Third Edition AMS Press. Canada. 456 pp. • Marquardt, W et al. (2005). Biology of Disease Vectors. 2nd Edition. Elsiever Academic Press. 785 pp.
  44. 44. BIBLIOGRAFÍA • Eldridge, BF y Edman, JD. (2004). Medical Entomology. Revised Edition. Kluver Academic Publishers, Netherlands. 659 pp. • Kettle, DS. (2005). Medical and Veterinary Entomology. 2nd Edition. CABI Publishing,USA. 723 pp. • Mully, G y Durden,L (2002). Medical and Veterinary Entomology. Academic Press, USA. 579 pp.
  45. 45. BIBLIOGRAFÍA • Marquardt, WC et al. (2000). Parasitology and Vector Biology. 2nd Edition. Harcourt Academic Press, USA. 702 pp. • Del Ponte, E. (1958). Manual de Entomología Médica y Veterinaria Argentinas. Eds. Librería del Colegio, Buenos Aires. 349 pp. • Hubálek, Z y Rudolf, I. (2011). Microbial Zoonoses and Sapronoses. Springer. 457 pp.
  46. 46. BIBLIOGRAFÍA • Weitzel T et al. Endemic Scrub Typhus in South America. N Eng J Med 2016;375:954 – 61. • Balcells ME et al. Endemic Scrub Typhus-like Illnes, Chile. www.cdc.gov/eid.Vol 17, September 2011:1659 – 1663.

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