extraccion de pigmentos vegetales (carotenos)

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INGENIERÍA AGROINDUSTRIAL
EXTRACCION E IDENTIFICACION DE PIGMENTOS
VEGETALES
AUTORES:
CLAUDIA ISABEL GARCIA ARRIAGA
EMMANUEL GONZALEZ TOVAR
PATRICIA FERNANDA GUERRERO SANCHEZ
BRANDON HERNANDEZ BAENA
HUMBERTO HERNANDEZ RAMOS
ANA GABRIELA TIRADO VÁZQUEZ
PROFESOR:
M. C. MIGUEL DAVID DUFOO HURTADO
ASIGNATURA:
FITOQUÍMICOS
GRUPO:
7° A
CORTÁZAR, GTO. A 9 DE NOVIEMBRE DE 2015
Universidad Politécnica
de Guanajuato

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INTRODUCCION
Los colores que presentan los vegetales son debidos a unos compuestos químicos
llamados pigmentos. El color que presenta un determinado órgano vegetal depende
generalmente del predominio de uno u otro pigmento o la combinación de ellos. Además,
algunos de los pigmentos que condicionan el color están estrechamente ligados a las
actividades fisiológicas del propio vegetal (Dennis et al, 1998).
También aunque aparentemente falten en algunas hojas de color rojo o amarillo,
cuando se extraen las otras sustancias colorantes de estas, puede comprobarse incluso allí la
presencia de las clorofilas, que estaban enmascaradas por los demás pigmentos. Asociados
con las clorofilas, existen también en los cloroplastos dos clases de pigmentos amarillos y
amarillo-anaranjados que son las xantofilas y carotenos (blafar.blogia.com). La extracción y
reconocimiento de estos pigmentos es interesante para el estudio y conocimiento de sus
propiedades (Azcón-Bieto & Gruissem, 2000)
Los Pigmentos vegetales, que se encuentran en los cloroplastos, son moléculas
químicas que reflejan o transmiten la luz visible, o hacen ambas cosas a la vez. El color de
un pigmento depende de la absorción selectiva de ciertas longitudes de onda de la luz y de la
reflexión de otras (Blanco, 1983). La Clorofila, es el pigmento que da el color verde a los
vegetales y que se encarga de absorber la luz necesaria para realizar la fotosíntesis, proceso
que posibilita la síntesis de sustancias orgánicas a partir de las inorgánicas (Azcón-Bieto &
Gruissem, 2000).
En ocasiones, la presencia de clorofila no es tan patente al descomponerse y ocupar su lugar
otros pigmentos de origen isoprénico también presentes en los plastos como son los carotenos
(alfa, beta y gamma) y las Xantofilas (Azcón-Bieto & Gruissem, 2000). Químicamente la
mayoría de los carotenoides son tetraterpenoides, compuestos de 40 átomos de carbono
formados por ocho unidades isoprenoides unidas de forma que la secuencia se invierte en el
centro de la molécula. Es decir, la unión de dichas unidades es “cabeza-cola”, excepto en el
centro de la molécula, donde es “cabeza-cabeza”. Considerando los elementos químicos

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presentes en sus moléculas, los carotenoides pueden dividirse en dos grandes grupos:
carotenos, que son hidrocarburos, y xantofilas, que contienen átomos de oxígeno (Britton,
1992)
Las clorofilas presentan una estructura molecular de gran tamaño de tipo porfirinico,
estando formada en su mayor parte por carbono e hidrógeno; constituyendo un anillo
tetrapirrolico ocupado en el centro por un único átomo de magnesio, rodeado por un grupo
de átomos que contienen nitrógeno. Del anillo parte una larga cadena de 20 átomos de
carbono, denominada fitol que constituye el punto de anclaje de la molécula de clorofila a la
membrana interna del cloroplasto, el orgánulo celular donde tiene lugar la fotosíntesis
(Buchanan et al, 2000)
Las técnicas cromatografías para el análisis y purificación de los productos de
reacción son ampliamente utilizadas en el laboratorio orgánico. Todas las técnicas
cromatografías dependen de la distribución de los componentes de la mezcla entre dos fases
inmiscibles: una fase móvil, llamada también activa, que transporta las sustancias que se
separan y que progresa en relación con la otra, denominada fase estacionaria. La fase móvil
puede ser un líquido o un gas y la estacionaria puede ser un sólido o un líquido (Villarreal F.
et al, 1991)
Cromatografía de adsorción. Dentro de esta técnica pueden diferenciarse dos tipos
de cromatografías de adsorción denominadas cromatografía cromatografía de columna y de
capa fina. Para la técnica de cromatografía de adsorción en columna se emplean columnas
verticales de vidrio cerrada en su parte inferior con una llave que permita la regulación del
flujo de la fase móvil. Las columnas se rellenan con un adsorbente, como alúmina o gel de
sílice (fase estacionaria), mojado con el disolvente que se vaya a emplear en el proceso
cromatográfico (Villarreal et al, 1991).
Método de identificación. Uno de los métodos más sencillos, accesibles, útiles y
utilizados es la espectroscopía, en general, y la espectroscopía ultravioleta-visible, en
particular. Se pueden identificar y cuantificar biomoléculas en solución y en muestras

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biológicas, con el empleo de reactivos específicos que reaccionan con el compuesto a analizar
y forman un producto coloreado que permite detectarlo en muestras complejas. Se basa en
que las moléculas absorben las radiaciones electromagnéticas y a su vez que la cantidad de
luz absorbida depende de forma lineal de la concentración. Para hacer este tipo de medidas
se emplea un espectrofotómetro, en el que se puede seleccionar la longitud de onda de la luz
que pasa por una solución y medir la cantidad de luz absorbida por la misma. El espectro de
absorción del β-caroteno muestra dos picos de absorbancia entre los 400 nm y 500 nm.
OBJETIVO
General
 Separar e identificar los pigmentos presentes en las hojas de espinaca.
Específicos
 Usar la cromatografía de absorción en columna para la extracción de pigmentos.
 Identificar el pigmento extraído por medio de espectrometría UV-Visible.
METODOLOGIA
Materia prima
La materia prima que se utilizó para la extracción cromatografíca fue espinaca de una
marca comercial adquirida en uno de los formatos de supermercado Aurrera en la Ciudad de
Celaya, Gto.
Preparación de la muestra
Se pesaron alrededor de 40 g de hojas de espinaca sin tallos para después ser
triturados en un mortero con 10 gr de sulfato de sodio anhidro obteniendo un tipo de polvo

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verde, posteriormente se transfiere la mezcla a un tubo Falcón de 50 ml añadiendo cantidad
suficiente de hexano para la obtención de la muestra, se agito alrededor de 5 minutos para
obtener una solución de color verde donde se encontraran los pigmentos a extraer, se llevó a
la centrifuga por 10 minutos a 2000 rpm. Por último se decanta la mezcla hasta obtener la
solución de hexano color verde que servirá como muestra a separar.
Método de separación
Cromatografía de absorción en columna
Para la separación de los pigmentos presentes en las hojas de espinaca se utilizó como
método de separación la cromatografía de absorción en columna colocando un tapón de
algodón en el extremo de la columna enseguida de medio centímetro de arena limpia
empacando con silica gel que servirá como fase estacionaria quedando alrededor de 20 cm
de altura y por último se añadió nuevamente medio centímetro de arena limpia dejando
alrededor de 5 cm de la columna donde quedara la muestra a separar, como fase móvil se
utilizó un solvente de polaridad baja que fue el hexano que nos ayudara a separar los
compuestos coloreados de la espinaca.
 Acondicionamiento de la columna
Se empaco la columna de cromatografía con silica gel dejando circular hexano por
alrededor de 15 minutos hasta que fuera totalmente homogénea el gel.
 Elución de la muestra
Introducir cuidadosamente la muestra en la parte superior de la columna dejando que
empiece a bajar por efecto de la gravedad. No dejar secar la columna con ayuda del hexano
que nos servirá como fase móvil para la separación de los compuestos. Los pigmentos
extraídos se colectaran en fracciones, la circulación de hexano se detendrá hasta que el color
amarillo allá salido de la columna cromatografica.

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Método de identificación
Espectrometría UV-Visible
Para la identificación del pigmento extraído se utilizó como método la espectrometría
UV-Visible en el laboratorio de investigación donde se realizó un barrido de una longitud de
onda de 200 a 800 nm utilizando celdas de plástico y como blanco el hexano que fue el
solvente utilizado para la extracción.
RESULTADOS Y DISCUSION
Mediante la separación cromatografía se obtuvo una fracción de 100 ml de color
amarillo recolectada en un matraz Erlenmeyer después de un tiempo de elución de
aproximadamente 3 horas y media, la cual se analizó para ver el tipo de pigmento mediante
espectrometría UV-Visible; se realizando un barrido desde los 200 a 800 nm dando un
espectro como se muestra en la Figura 1.
Con lo reportado por Medina y Carreño en 2015 como se muestra en la Figura 2 el
espectro obtenido en una separación cromatografica con silica gel se obtuvieron 2 picos
máximos en una longitud de onda de 448 nm y 473 nm, con la semejanza que muestra el
espectro de la Figura 1 de la fracción obtenida de las hojas de espinaca donde se obtuvo 2
picos máximos a una longitud de 460 nm y 475 nm, afirmando que el espectro pertenece a
los carotenos presentes en dichas hojas.

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Comparando con los resultados obtenidos por Gutiérrez en 1997 observados en la
Figura 3, el estándar 1 muestra un espectro similar al de la fracción amarilla obtenida en este
estudio sugiriendo que pertenece a la β-Criptoxantina. Duran y Moreno (2000) reportan que
las hojas de espinaca tienen en su composición los pigmentos tales como la clorofila a y b, el
α y β caroteno estando el β caroteno en mayor proporción así como las xantofilas quedando
descartado que sea β-Criptoxantina; retomando el espectro de los estándares de carotenoides
el espectro de la Figura 1 comparado con el estándar 3 y 4 de la Figura 3 se especula que
perteneciera al α o β caroteno.

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Con lo reportado por Hernández y Carreño en 1977 los espectros mostrados en la figura 4
pertenecen al del β-Caroteno encontrados en la pulpa del melón fresco extraído con diferentes
solventes como el CS2, Hexano y Éter de petróleo llegando a afirmar que el pigmento
extraído en este estudio pertenece al β-caroteno no importando el tipo de solvente utilizado
ya que su espectro de absorción va desde los 400 a los 500 nm.
CONCLUSION
En base a los resultados obtenidos y las comparaciones realizadas con artículos y
estudios similares quedamos de acuerdo a que la extracción e identificación realizada
pertenece a los β-Carotenos por sus similitudes con los espectros referenciados así como las
longitudes de onda parecidas pertenecientes a los picos más altos, y para que sea más certero
este resultado se recomienda hacer replicas en la separación cromatografica, así como usar
diferentes solventes por ejemplo éter de petróleo, acetona o sus combinaciones para la
obtención de las demás fracciones y quedar con un resultado más exacto del compuesto
estudiado.
Figura4: Espectrosde absorciónde β caroteno con
diferentes solventes

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En cuanto al método de separación se recomienda usar una columna cromatografica
de un diámetro mayor al utilizado ya que el tiempo de elución fue muy largo pudiendo
reducirlo y acelerara el estudio, además de dar un buen tratamiento a la muestra para que no
haya ningún inconveniente a la hora de la extracción.
REFERENCIAS
 Azcón-Bieto, M. Talón (eds.). Fundamentos de Fisiología Vegetal. Madrid: McGraw
Hill/Interamericana, Edicions Universitat de Barcelona, 2000
 Blanco Prieto F. Manual del Laboratorio de Química. Gráficas Cervantes. Salamanca,
1983
 B.B. Buchanan, W. Gruissem, R. Jones. Biochemistry and Molecular Biology of
plants.Rockville (USA): American Society of Plant Physiologists, 2000.
 M. G. Durán & M. J. Moreno Alvarez (2000) EVALUACIÓN DE ALGUNAS
MEZCLAS DE SOLVENTES EN LA EXTRACCIÓN DE CAROTENOIDES DEL
PERICARPIO DETAMARILLO: (Cyphomandra betacea Sendt). Venezuela. 2000.
 Hernández N. R. y Carreño D. R. CARACTERIZACION DE LOS CAROTENOS
DEL MELON (Cucumis melo L.) Venezuela 1977
 Gutiérrez, M. L. Determinación cuantitativa de carotenoides en hojas de cinco
especies del genero Leucaena. Universidad Autónoma de Nuevo León. 1997
 J. Dennis AND D.H. Turpin (eds). Plant metabolism. Plant physiology, Biochemistry,
and Molecular Biology. Orlando, USA: Academic Press, 1998.
 Myrna L. Medina B. y Rafael J. Carreño D. EVACUACIÓN DEL MATERIAL
FOLIAR DE RAYO DE SOL COMO POSIBLE FUENTE DE XANTOFILAS.
Venezuela. 2015
 Villarreal F. et al. Experimentos de Química. Ed. Trillas. Mexico, 1991
 http://blafar.blogia.com/2007/040901-lospigmentos-vegetales.php