Toma de muestras

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Toma de muestras

  1. 1. Criterios para la obtención de muestras de Laboratorio. Alejandro Samayoa Arias Carlos Iván Cordero Lievano.
  2. 2. 1.Punción venosa  El lugar donde se toma la muestra debe estar iluminado.  El paciente y el operador deben estar cómodos.  Verificar todos los elementos necesarios : Alcohol, vacutainer, agujas, adaptadores mariposa, tubos y etiquetas.  Tranquilizar al paciente.  Seleccionar el sitio a puncionar.  Realizar asepsia antes y después de la extracción.  Una vez obtenida la muestra ponerla en el tubo correspondiente y etiquetarlo.  Enviar la muestra a laboratorio o almacén.
  3. 3. 2.Punción capilar  Sitio de punción: pulpejo del dedo, talón, lóbulo.  Entibiar o golpetear la zona a puncionar  Desinfectar la zona  Usar una lanceta nueva estéril.  Presionar el sitio de punción con un algodón seco hasta parar el sangrado.
  4. 4. 3.Tiempo de sangría método Duke  Materiales : lanceta estéril, cronometro, papel filtro, torunda yodada  Procedimiento:  Graduar el papel filtro cada 30 segundos.  Limpiar el lóbulo de la oreja con un algodón yodado (sin frotar).  Cada 30 segundos se seca la gota.  El tiempo de sangría es el tiempo en que se seco la gota por ultima vez
  5. 5. 4.Punción Arterial  Realizar el procedimiento entre dos personas.  Lavado de manos según la técnica.  Colocarse guantes de procedimiento  Reunir el material a usar  Localizar la arteria mediante el manual de palpación.  Fijar el antebrazo del niño con la muñeca en extensión  Limpiar con alcohol al 70%  Puncionar en un ángulo de 30 a 45 grados  Comprimir el sitio de la punción durante 5 minutos  Identificar la muestra y llevarla a laboratorio en una caja con hielos  Anotar los datos en la orden de examen
  6. 6. 5. Hemocultivo  Se deben obtener muestras para inocular dos matraces con un período entre toma de 30 mins a 1 hora  Adultos: recolecte de 10 a 15 ml  Niños : recolecte de 1 a 5 ml  Recuerde que el volumen de sangre es critico en el rendimiento de hemocultivo ya que la concentración de microorganismos en la sangre generalmente es baja especialmente en adultos  Realizar punción venosa
  7. 7. 6. Test de tolerancia a la glucosa  El paciente debe cumplir un ayuno estricto de mínimo 6 horas  Se deben identificar los 3 tubos fluoruro con el nombre del paciente y enumerarlos del 1 al 3  Tubo 1: control basal  Tubo 2: control 60 mins  Tubo 3: control 120 mins  Tomar muestra de sangre para control basal y realizar hemoglucotest  Si el valor de este ultimo diera sobre 120 mg/dl no podra realizarse la prueba al paciente y se entregara al medico solo el valor del resultado basal
  8. 8.  Dar al paciente dosis de glucosa según el siguiente sistema  Adulto: 75 gr de glucosa  Niño: <50 kilos: 50 gr de glucosa (si lo supera dosis de adulto.  La glucosa debe ser disuelta en 250cc de agua y se agrega acido cítrico  El paciente debe estar en reposo y sin ingerir alimentos o agua durante todo el examen.
  9. 9. 7.Glucosa post prandial y post carga  Si el médico indica glucosa basal y post prandial, deberá tomarse la primera muestra al paciente y luego deberá indicar que tome su desayuno de costumbre. Terminado este deberá anotar la hora, transcurridas 2 horas tomar la muestra glucosa post prandial. Recordar numerar los tubos y poner cada tubo etiquetas.  Si el medico indica glucosa post carga , el paciente deberá reemplazar el desayuno por una sobrecarga de glucosa de 75 gr. Igualmente transcurridas 2 horas se deberá tomar la muestra de sangre correspondiente  En todos los casos el paciente deberá cumplir un ayuno de 8- 12 horas.
  10. 10. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA
  11. 11. 1.Orina completa y Urocultivo  Se debe preferir la orina de la mañana, por ser de mayor concentración y la segunda micción para evitar contracción externa  La primera muestra se debe obtenerse de forma aséptica en un tubo estéril después de un aseo del área genital enjuague con abundante agua  Si la paciente es mujer en menstruación colocar un tampón vaginal de algodón para impedir la contaminación de la muestra  Si el envío al laboratorio demora mas de una hora mantenga la muestra refrigerada
  12. 12. 2. Recolección orina 24 horas  Empezar con la primera orina de la mañana , orinando a fondo y eliminándola  Juntar toda la orina del resto del día y noche  Durante la recolección mantener la orina en un lugar fresco  Rotular los frascos con el nombre del paciente peso y talla  Durante el periodo de recolección ingerir liquido de forma NORMAL  Enviar la totalidad de la orina a laboratorio
  13. 13. 3. Orina de lactantes menores de 3 años  Se deben utilizar recolectores, los que se instalan luego de un aseo cuidadoso con agua limpia  La utilización de recolector no excederá un tiempo de 30 mins (por riesgos de contaminación de la muestra) si sucede debe cambiarse por otro  Se puede utilizar máximo 3 recolectores en el día ya que el adhesivo puede causar daños en la piel  Si no se obtiene la muestra se debe citar al lactante o al niño el día siguiente
  14. 14. OBTENCIÓN DE MUESTRAS BATERIOLÓGICAS
  15. 15.  Las muestras deben venir acompañadas de su respectiva hoja de pedido donde deben llenarse todos los datos solicitados por el laboratorio.  En todos los casos es imprescindible: 1) nombre completo, 2) Nº de Cédula de Identidad o Nº de registro, 3) edad, 4) sexo, 5) servicio, policlínica o internación ( piso, sala, cama) 5) tipo de muestra : urocultivo, exudado de herida quirúrgica de tórax, pus de colección intrabdominal, etc. 6) consignar si el paciente recibió antibióticos en los últimos 7 días, si es así anotar nombre del ATB , dosis y vías de administración. OBTENCIÓN DE MUESTRAS BATERIOLÓGICAS
  16. 16. 1.Abscesos fístulas y heridas  Limpie la superficie del absceso o herida con una solución salina estéril o alcohol etílico al 70%  Si el absceso es cerrado preferiblemente aspire con aguja la muestra de la base o de la pared de la lesión  En caso de absceso abierto, fístula o herida introduzca un hisopo profundamente en la base bordes activos de la lesión sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la muestra bacterias que están colonizando la superficie y no están envueltas en el proceso infeccioso  La muestra debe ser refrigerada 1 hora  No obtener solo pus ya que ésta no es representativa de la lesión
  17. 17. 2. Quemaduras  Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de proceder a coleccionar la muestra  Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada  Realizar cultivo aerobio solamente
  18. 18. 3. Catéter  Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70 %  Asépticamente remueva le catéter y corte 5 cm. de la punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de cultivo  Trasporte inmediatamente al laboratorio para prevenir desecación
  19. 19. 4. Úlcera de decúbito  Limpie la superficie con solución salina  Tome una muestra biopsia del tejido o un aspirado con jeringuilla de la lesión  Un hisopo no es la mejor elección para colectar la muestra sin embargo cuando no es posible de otra forma presione vigorosamente la tórula en la base y bordes activos de la lesión
  20. 20. 5.- Oído  La timpanocentesis está reservada para casos complicados  El espécimen de escogencia es un aspirado del tímpano  El hisopo no es recomendado para la colección de muestras para diagnosticar otitis media, ya que pueden contaminarse con la flora externa.
  21. 21. 6.- ojos  Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando el algodón por la superficie de la conjuntiva.  No se debe utilizar el término “ojo” u “ocular” para identificar la muestra. Sea más específico al describirla: secreción conjuntival, secreción corneal, secreción acuosa o vítrea.
  22. 22. 7.- Nasal  Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril alrededor de 2 cm dentro de la fosa nasal  No refrigere la muestra  Realizar solo cultivo aerobio.
  23. 23. 8.- Nasofaríngeo  La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con la flora nasal u oral  Rote lentamente el hisopo para absorber la secreción  El cultivo rutinario de la nasofaringe no es recomendado
  24. 24. 9.- Faringe  Utilizando un depresor, presione la lengua hacia abajo para observar el fondo de la faringe y el área tonsilar para localizar el área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado  Utilizando un hisopo (alginato de calcio o de Dacrón), rote el mismo sobre el área de exudado, amígdalas y faringe posterior. 
  25. 25. 10.- Esputo por expectoración  El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son mas seguros.
  26. 26. 11.- Esputo inducido  Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale 25 ml de solución salina estéril al 3-10%.  Colecte el esputo inducido en un envase estéril. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección, los datos del paciente.
  27. 27. 12.- Aspirado traqueal  Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo endotraqueal.  Envíe al laboratorio rápidamente o coordine para su pronta entrega.  No refrigere la muestra.
  28. 28. 14.- Orina por cateterización  Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la orina dentro de la jeringuilla.  Transfiera la orina a un envase estéril.  Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario refrigerar la orina por no más de cuatro horas.
  29. 29. 15.- Orina por aspiración suprapubica  Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis y el ombligo.  Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina asépticamente a un envase estéril.
  30. 30. OBTENCIÒN MUESTRAS DE DEPOSICIONES
  31. 31.  La muestra debe tomarse lo antes posible, en la fase aguda de la enfermedad y antes de comenzar el tratamiento antibiótico  En la toma de muestra de pacientes ambulatorios lo ideal es la deposición fresca recién emitida, si es sólida en una cantidad de 1 a 2 gramos y si se trata de deposición líquida 3 a 4 ml suficientes.
  32. 32. 1.- Leucocitos fecales  Se debe tomar una muestra de deposición en un frasco de boca ancha estéril o limpio  No sirve la muestra tomada con torula  Debe ser procesada lo antes posible (2 horas), sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio. (el mismo procedimiento se sigue con el rotavirus, ph y azucares y coprocultivo.
  33. 33. Hemorragias ocultas  Toma de muestra:  Con una paleta tome una porción de deposición de dos diferentes aéreas, póngala en el frasco entregado por el laboratorio y llévelo a la brevedad a la toma de muestra (durante el día).  Repetir la operación según el numero de muestras solicitadas, tomando una cada día.
  34. 34. OBTENCION DE MUESTRAS PARASITOLOGICAS.
  35. 35. 1.- parasicológico directo (diagnostico de parasito directo en deposiciones)  Poner en frasco con liquido una porción de deposición recién emitida del tamaño de una aceituna si es consistente, o de una cucharada sopera si es liquida, mezclar bien y guardar en lugar fresco y seco.  Si se observan parásitos (gusanos), colocarlos en frasco aparte con agua y llevarlo al laboratorio junto al frasco de examen.
  36. 36. 2.- parasicológico seriado de deposiciones.  Poner en uno de los frascos con liquido una porción de deposición recién emitida, del tamaño de una aceituna, si es consistente, o de una cucharada sopera si es liquida, mezclar bien y guardar en lugar fresco y seco. Repetir el procedimiento los otros días de recolección.  Si se observan parásitos (gusanos) colocarlos en frasco aparte con agua y llevarlo al laboratorio junto a los frascos de examen.
  37. 37. OBTENCION DE MUESTRAS DE SECRECION VAGINAL Y URETRAL.  En la mujer la muestra debe ser obtenida utilizando una torula la cual debe ser rotada en fondo saco cervical, previa colocación de un especulo lubricado solamente con suero fisiológico tibio.
  38. 38. TRANSPORTE DE MUESTRAS  Luego de ser obtenida la muestra de sangre, debe colocarse en un recipiente seguro (gradillas facilitadas por laboratorio campus).  Antes del transporte al laboratorio, estas muestras deben colocarse en un recipiente secundario a prueba de filtraciones, para el caso de ruptura accidental del recipiente primario.
  39. 39. LOS ERRORES PREANALITICOS CONSTITUYEN CERCA DEL 30 % DE LA CAUSA DE ERROR EN LOS RESULTADOS DE EXAMENES.  Tiempo: la demora en el traslado es critica para algunas muestras, tales como, líquidos orgánicos que coagulan rápidamente, muestras para cultivo bacteriológicos por el crecimiento bacteriano, muestras de sangre por alteraciones bioquímicas, etc.  Luz: altera las determinaciones de algunos parámetros como bilirrubina, falseando los resultados.
  40. 40. CRITERIOS PARA EL RECHAZO DE MUESTRAS  Algunas muestras no reúne los requisitos para ser analizadas en el laboratorio. Considerando el axioma “ Un examen no puede ser mejor que la muestra”.
  41. 41. CARACTERÍSTICAS FÍSICAS DEL MATERIAL ENTREGADO A CADA TOMA DE MUESTRAS TUBOS Y FRASCOS:  TAPA LILA: Contiene EDTA como anticoagulante, el cual se llena al vacío con tres mililitros de sangre mezclando suavemente.  TAPA AMARILLA: Es un tubo que contiene un gel que permite la separación de la muestra especialmente utilizando para muestras de bicarbonato.  TAPA ROJA: Este tubo no contiene anticoagulante, por lo tanto sirve para las determinaciones bioquímicas de rutina: creatinina, transaminasas, etc.  TAPA GRIS: Este tubo posee como anticoagulante Fluoruro de Sodio, el cual es específico para ala determinación de glicemia evitando que se altere su medición.
  42. 42.  TAPA CELESTE: Este tubo contiene citrato como anticoagulante, el cual se utiliza para pruebas de coagulación, cabe señalar que solo es necesario un tubo con dos mililitros para medir tiempo de protrombina.  TAPA DE GOMA CAFÉ: Es un tubo sin anticoagulante, estéril de diez mililitros que permite el transporte para calculo de KTV, exámenes líquido peritoneal, dializado nocturno, etc.  TORULA TAPA AZUL: Es un medio de transporte llamado Stuart, el cual ayuda al traslado demuestras tomadas de heridas para ser cultivadas bactereológicante, brindando las condiciones adecuadas para la viabilidad del posible patógeno que se requiere buscar.  TORULA TAPA ROJA: Es también un medio de transporte y se utiliza solamente para muestras de coprocultivo.  FRASCOS DE ORINA TAPA ROJA: Son tubos estériles boca ancha de cincuenta mililitros que se utiliza principalmente para urocultivos y también microalbuminuria.
  43. 43. SISTEMA VACUTAINER  HOL DER O SOSTENEDOR: Contenedor plástico amarillo o transparente en donde se ensambla la aguja y que en su parte inferior posee una capucha en donde se insertan los tubos para la toma de muestra.  AGUJAS: Están dentro de cápsulas verdes y tienen dos partes, una cubierta de goma en donde se insertan los tubos, y la aguja que es con la cual se punciona al paciente solo una vez.  ADAPTADOR MARIPOSA: Este permite adaptar el sistema vacutainer para uso de mariposas, en pacientes de difícil acceso venoso o en lactantes y niños.  DESCARTADOR CORTOPUNZANTE: Son contenedores plásticos que en su extremo superior poseen un dispositivo que permite el descarte rápido y efectivo de las agujas.

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