ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS

CUARTA PARTE MICROBIOLOGÍA Coordinador: Prof. José Prieto Prieto MANUAL NORMON

CAPITULO 52 52 CAPITULO ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS Prof. José Prieto Prieto Prof. María Luisa Gómez-Lus Centelles Dra. Almudena Calvo Zamorano 1. TOMA DE MUESTRAS Puntos clave/recogida de muestras – Tomar muestras adecuadas: p.e. sangre y LCR en sospecha de meningitis Recoger la muestra en el momento apropiado en la fase aguda de infección – Antes de iniciar el tratamiento. – Recoger muestra suficiente y un número adecuado. – Evitar contaminación por: – flora normal. – equipo no estéril. – Uso de contenedores y medios de transporte apropiados. – Etiquetar las muestras adecuadamente. – Rellenar el formulario de petición. – Hablar con el microbiólogo e informar al laboratorio sobre pruebas específi- cas. – Transporte rápido de la muestra al laboratorio. CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1089

CAPITULO 52 HEMOCULTIVO Muestra – Sangre recogida de venas distintas y alejadas de vías y catéte- res intravenosos. – Antiséptico local (desinfección de piel). Protocolo – Extracción: 15-20 ml sangre (adultos). 1-3 ml (niño). – Inocular en frascos de medio de cultivo (aerobios, anaerobios) – Cuidadosa asepsia y uso de guantes. – Si sospecha de endocarditis o brucelosis: informar al laboratorio (muestras en incubación durante más tiempo: aprox. 21 días). – Mayor recuperación del microorganismo: al menos 3 hemocultivos en 24 h. – No son adecuadas las muestras de catéter. Patógenos – Es significativa la aparición de cualquier aislado en más de un probables hemocultivo. – Se pueden encontrar infecciones polimicrobianas. Son posibles las contaminaciones. CULTIVO DE ANAEROBIOS Muestra – Muestras líquidas (abscesos) y tisulares. Protocolo – Extraer con jeringa (tapón goma) el mayor volumen posible (más de 2 ml). – Sistemas de transporte con atmósfera anaerobia (se pueden conservar varios días). – Enviar rápidamente al laboratorio. Patógenos – Se puede encontrar una amplia gama de patógenos. probables – Los más frecuentes y resistentes a los antimicrobianos: Bacteroides del grupo fragilis. 1090 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 UROCULTIVO Muestra – Micción de primera hora de la mañana (chorro medio). – Orina vesical (aspirado suprapúbico): recuentos bajos o nulos (neonatos, lactantes, cateterización contraindicada...). – Orina de sonda. – Limpiar genitales externos. Protocolo – Desechar primera parte de la micción. – Recoger orina (5-10 ml). – Guardar en nevera si su procesamiento tarda unas 2 h (NUNCA después de 24h). – Recién nacidos y niños pequeños: inserción de bolsa estéril previa limpieza de genitales. Problema: contaminaciones (vigilar bolsa cada 30 min). – Orina vesical (punción suprapúbica): recuentos bajos o nulos (neonatos, lactantes, cateterización contraindicada...) – De anaerobios: obtención de orina por punción suprapúbica. Estudios – Micobacterias: obtención durante 3 días consecutivos (100-150 ml) – Virus u hongos: volumen de orina > 20 ml. – Parásitos: se recogerá orina de 24 h. Patógenos – E. coli, S. saprophyticus, Enterococcus, Klebsiella, probables Pseudomonas, Candida. – Crecimiento significativo: * > 105 μorg/ml o presencia de micobacterias en orina de la mañana. * Presencia de bacterias en orina recogida por sonda o aspirado. Patógenos – Mycobacteria, Leptospira, Schistosoma. importantes CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1091

CAPITULO 52 TRACTO GASTROINTESTINAL Muestra – Heces: Hisopos rectales. – Muestras digestivas altas: * Aspirado: lavado gástrico, aspirado duodenal. * Biopsias y tomas obtenidas por endoscopias: biopsia esofá- gica, gástrica, de intestino delgado, de la mucosa antral. – Muestras digestivas bajas: Biopsia rectal. Protocolo Heces: – Recipientes limpios de boca ancha (no necesario estéril) y cie- rre hermético. – Seleccionar zonas con sangre, moco o pus – Heces pastosas: usar espátula del recipiente (no papel higiéni- co). – Si la muestra no se procesa en 2 h, se mantiene en refrigera- ción sólo hasta 48 h. Hisopo rectal: – Introducir sobrepasando un poco el esfínter anal. – Introducir en medio de transporte (Stuart, Cary-Blair) y enviar al laboratorio. Aspirados: – Introducir el tubo a través de la boca hasta el duodeno y aspi- rar. – G. intestinalis: llegar a 3ª porción del duodeno (recoger mín. 3 ml) – Transportar en recipiente estéril de boca ancha o fijado en PVA o formalina al 5% si se demora su procesamiento. Biopsias: – Recogida de una pequeña porción de la base como de los cua- drantes del margen de la ulcera – Enteropatógenos: obtención de muestra antes de la administra- Estudios ción de antimicrobianos o antidiarreicos. – Si se detectan: enviar 2 tomas adicionales de los siguientes días. – Parasitológicos: antes del uso de antiácidos y laxantes oleosos. Se deben enviar 3 muestras de distintos días. 1092 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 Patógenos Heces: probables – Salmonella, Shigella, bacilos tuberculosos..., es preciso que se encuentren en grandes cantidades y se hallen en varios exáme- nes – Protozoos: Ameba histolítica (valor diagnóstico). Ameba coli, lamblias, tricomonas...(parasitosis). – Cestodos y nematodos: interés la investigación de huevos. Hisopo rectal: – Neisseria gonorrhoeae, Campylobacter y Shigella spp. – C. difficile, especialmente en hospital. – Virus herpes simple (VHS). – S.pyogenes, en portadores anales. Aspirados: – Lavado gástrico: micobacterias. – Aspirado duodenal: Giardia intestinalis, Strongyloides sterco- laris, Ascaris lumbricoides. Biopsias: – Biopsia esofágica: candidiasis o infecciones por Citomegalovirus y VHS. – Biopsia gástrica: Helicobacter pylori. – Biopsia de intestino delgado: G. intestinalis, Cryptosporidium o Microsporidium. – Biopsia de la mucosa antral: H. pylori. – Biopsia rectal: Entamoeba histolytica, VHS, Balantidium coli, – Sigmoidoscopia: E. histolytica, micobacterias, y C. difficile. Patógenos – Campylobacter, – E. coli productor de verotoxina, no habituales – Yersinia enterocolitica, – Clostridium perfringens, – Vibrio cholerae, – Patógenos demostrados microscópicamente (huevos, quistes, helmintos parásitos, Entamoeba histolytica, trofozoitos o quistes de Giardia lamblia, rotavirus y otros determinados virus). CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1093

CAPITULO 52 TRACTO RESPIRATORIO Muestra Tracto respiratorio superior: – Faringo-amigdalino: Torunda faríngea. – Nasofaringe: torunda pernasal y punción-aspiración. – Cavidad oral: torunda (diagnóstico “Angina de Vincent”). Tracto respiratorio inferior: – Esputo: muestra no representativa, pero rápida y fácil de obtener. – Jugo gástrico: niños pequeños o pacientes que no expectoren. – Aspirado traqueobronquial simple: * enfermos graves que no expectoren o el esputo no es bueno. * no aconsejable en: EPOC ni enfermos con larga hospitali- zación. * contraindicado en hipoxia grave y trastornos de coagulación. * posibles complicaciones: enfisema o hemoptisis. – Fibrobroncoscopia: muestras contaminadas por la flora. – Líquido pleural: toracocentesis. Protocolos Faringo-amigdalino: – Ayudado del depresor lingual frotar criptas tonsilares y farin- ge posterior. – No tocar: lengua, mucosa oral o úvula. – Sospecha de difteria: tomar porción de membrana, torunda faríngea y nasofaríngea por vía pernasal Nasofaringe: – Pasar torunda a través de nariz suavemente hasta nasofaringe. – Mantener torunda cerca del septum y suelo de la fosa. – Rotar la torunda y extraerla. – Necesario: buen transporte y conservación de la muestra. – Punción-aspiración: especialista ORL o personal especializado. Cavidad oral: – Enjuague de la boca – Frotar o raspar lesiones con espátula o torunda. – Extensión sobre porta. – 2ª toma: sólo cuando se investiga C. albicans. 1094 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 Esputo: – Enjuagar la boca con agua destilada estéril o solución salina. – Obtener esputo tras expectoración profunda, matinal. – Se puede inducir el esputo con nebulizaciones de suero fisio- lógico estéril (15 ml, 10 min) – No útil en anaerobios. – Necesario esputo:>25 PMN y 10 células epiteliales/campo de 100x Jugo gástrico: – Aspiración gástrica después de 8 h de ayuno. – Válido para bacterias que resisten pH gástrico: micobacterias. Aspirado traqueobronquial simple: – De valor análogo al esputo. – Útil: diagnóstico de anaerobios. Fibrobroncoscopia: – Recoger 3 esputos en días consecutivos tras la broncoscopia. – Broncoaspirados (BAS): menor contaminación que esputo – Cepillado bronquial con catéter telescopado (CBCT) – Lavado broncoaleolar (LAB): procesos pulmonares intersticiales. – Biopsia transbronquial (BTB) Líquido pleural: – Toracocentesis: facilita diagnóstico diferencial de la patología causante (determina si es exudado, trasudado o empiema). – Colocación de tubo de drenaje en derrames paraneumónicos cuando hay: empiema, tinción de Gram, niveles de glucosa < 40mg/dl o/y pH < 7,0. Patógenos Faringo-amigdalino: probables – Estreptococo betahemolítico del grupo A (S. pypogenes). Nasofaringe: – B. pertussis, M. pneumoniae, C. diphteriae. – S. aureus, N. meningitidis: portadores. Esputo: Actinomyces, Aspergillus, Candida. Jugo gástrico: – Válido para bacterias que resisten pH gástrico: micobacterias. – S. agalactiae (causante de sepsis neonatal). Aspirado traqueobronquial simple: – Anaerobios. CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1095

CAPITULO 52 Líquido pleural: – Infecciones polimicrobianas, como más frecuentes. – Bacterias anaerobias: Bacteroides, Fusobacterium nucleatun, Peptostreptococcus. – Bacterias aerobias: No se suelen aislar actualmente neumoco- cos ni S. pyogenes o S. aureus. – Bacilos gramnegativos: postoracotomía y neumonías nosoco- miales. – S. aureus: empiema esafilocócico en niños. Patógenos – Anaerobios, micobacterias, L. pneumophila – M. pneumoniae, C. pneumoniae, C. psittaci, C. burnetti, no habituales Pneumocystis carinii, Paragonimus westermanii. – Virus (VRS, virus de la gripe...) LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO Muestra – Líquido cefalorraquídeo (LCR). – Se solicitarán simultáneamente hemocultivos. – Punción lumbar (tubo estéril). Protocolo – Enviar de inmediato al laboratorio. – Nunca refrigerar. – Necesario señalar claramente investigaciones solicitadas. Estudios – Es necesario señalar claramente las investigaciones solicitadas: • Bacterias habituales. • Anaerobios. • Micobacterias. • Virus o hongos. Patógenos – N. meningitidis, H. influenzae (nunca refrigerar). probables – S. pneumoniae (se lisan rápidamente). – E. coli y otros bacilos gramnegativos. – S. agalactiae, L. monocytogenes, C. neoformans, M. tuberculosis. Patógenos – Leptospira interrogans, Naegleria no – Virus (virus de la parotiditis, VHS): enviar muestras en hielo habituales 1096 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 2. EXAMEN EN FRESCO. TINCIONES – Obtención de información rápida. – Visualización directa del microorganismo. – Pone de manifiesto las características diferenciales. EXAMEN FRESCO – Visualización de hongos y parásitos. – Cualquier tipo de muestra. – Útil: Tricomonas vaginalis o parásitos intestinales. TINCIONES T. Gram Fundamento: Diferencia bacterias Grampositivas (G+) Gramnegativas (G-). Técnica: - Extensión de la muestra. - Secar a Tª ambiente. - Fijar con calor. - Cristal violeta (1min.). - Lavar con agua. - Lugol (1min.). - Lavar con agua. - Alcohol/cetona 1:Fucsina (decoloración) 20´´. - Safranina o Fucsina fenicada (1min.). - Lavar con agua, secar y observar objetivo de inmersión. Interpretación: . G+: color violeta . G-: color rojo T. Ziehl- Fundamento: Neelsen Diferencia bacterias ácido-alcohol resistentes (AAR). Técnica: - Extensión de la muestra. - Secar a Tª ambiente. - Fijar con calor. - Fucsina fenicada Zielhl-Neelsen a emisión de calor (10´). - Lavar con agua. - Decolorar con alcohol clorhídrico 20-30´´. - Lavar, secar y observar con objetivo de inmersión. Interpretación: . Bacterias AAR: color rojo (micobacterias). . Bacterias no AAR: color azul. CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1097

CAPITULO 52 T. Kinyoun Fundamento: Visualización rápida de bacilos ácido-resistentes (BAR) en esputo. Técnica: - Extensión de la muestra. - Secar a Tª ambiente. - Fijar con calor. - Fucsina fenicada Kinyoun (3-5 min) a Tª ambiente. - Lavar con agua. - Azul de metileno 20-30´´. - Lavar, secar y observar con objetivo de inmersión. Interpretación: Bacterias BAR: color rojo brillante, ligeramente curvos y pleomórficos (micobacterias). T. Tinta Fundamento: china Facilita la visualización de Cryptococcus neoformans. Muestras: LCR centrifugado, orina y exudados. Técnica: - Extensión de la muestra. - Secar a Tª ambiente. - Gota de tinta china. - Observar con objetivo de 40x. Interpretación: sobre fondo negro se observan las bacterias. T. Azul de Fundamento: metileno Observar bacterias intestinales. Muestras: Heces. Técnica: - Extensión de la muestra. - 2 gotas de azul de metileno. - esperar 2 min. y observar con objetivo de 40x. Interpretación: si aparecen leucocitos: infección bacteriana que invade la pared intestinal, colitis ulcerosa y enfermedad de Crohn o diarrea 2aria a antibióticos. 1098 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 3. SIEMBRA DE MUESTRAS Medios de Aíslan y facilitan la identificación de bacterias. cultivo: Medios de uso común: - Medios enriquecidos: • Agar sangre. • Agar chocolate. - Medios selectivos: • Agar MacConkey. • Medio con císteina y lactosa deficiente en electrólitos (CLED). • Agar con citrato desoxicolato. • Azul de metileno eosina. - Medios para aislamiento de anaerobios: • Medio con carne cocida de Robertson. • Caldo de Wilkins y Chalgren. Medios especiales: • Agar dextrosa Sabouraud. • Agar Lowenstein Jensen... Material - Asas de siembra. empleado - Pipetas Pasteur estériles, tijeras, pinzas. Incubación - Aerobia. de las - Anaerobia. muestras - CO2: aire enriquecido con CO2 al 7-10%. Hemocultivo Medios: Agar sangre (AS). MacConkey (Mac). Agar de Wilkins Chalgren (WC): anaerobios. Incubación: AS: medio enriquecido, 24-48 h a 35-37ºC Mac: medio aerobio, “ WC: medio anaerobio, “ Cultivo de Medios: Agar sangre, anaerobios Agar sangre con suplementos para anaerobios. Medio líquido enriquecido (tioglicolato). Agar de Wilkins Chalgren (WC). Urocultivo Medios: Agar sangre, MacConkey, CLED, Sabouraud (levaduras). Incubación: medio aerobio, 18 h a 35-37ºC. CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1099

CAPITULO 52 Coprocultivo Medios: MacConkey. Agar deoxicolato citrato. Agar con sulfito de bismuto. Caldo selenito F. Incubación: medio aerobio, 18- 48 h a 35-37ºC. Cultivos Medios: Agar sangre (AS): sospecha de C. diptheriae. respiratorios Agar chocolate (ACh). Agar MacConkey: torundas faríngeas. Bordet- Gengou o AS con carbón: sospecha B. pertussis. AS o ACh: detectar portadores de N. meningitidis. Incubación: AS: medio anaerobio, durante 18-48h a 35-37ºC. ACh: medio enriquecido con CO2 al 7-10%, “ Esputo: AS, ACh, medio enriquecido “, 24-48h “ Cultivo Medios: Agar sangre, Agar chocolate, Medio líquido enriquecido. LCR Agar Sabouraud: sospecha de Cryptococcus. Lowenstein-Jensen: micobacterias. Incubación: AS medio anaerobio, 18-48 h a 35-37ºC. AS, ACh: medio enriquecido CO2, “ Sabouraud: medio aerobio, 18-48h 30ºC. Medio líquido enriquecido: cultivar en agar sangre. Lowenstein-Jensen: medio aerobio, 6 semanas 37ºC. 1100 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 LCR y otros líquidos: - Determina meningitis bacteriana. - 2.000-3.000 rpm durante 10 min. - Exámenes en fresco y tinción Gram. - Sembrar: agar sangre, agar chocolate, caldo tioglicolato. Incubación: CO2 Orina: - Tinción Gram: gota de orina sin centrifugar. Observación de uno o más microorganismos (>105 bact/ml). - Sembrar: agar sangre y CLED, con asa calibrada de 0.01 ml. Exudados: - Tinción Gram: diluir muestra con suero salino si lo requiere. Procesamiento - Sembrar: AS, ACh, Thayer-Martín y, tioglicolato. Incubar de las muestras en estufa de CO2. - Sospecha de anaerobios: medios ASA, ASBA, PEA..., e incubar en campana de anaerobios. Material de biopsia: Frotis para tinciones: - Biopsia pulmonar: detección de Pneumocystis carinii. Varias improntas en distintos portas, secar a Tª ambiente, y tinción de metenamina de plata. - Biopsia gástrica: detección de Helicobacter pylori. Tinción de Gram. La muestra se arrastrará por distintas placas de cultivo y se introducirá en un tubo que permite la detec- ción de la producción de urea. CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1101

CAPITULO 52 4. SEROLOGÍA 4.1. Bacterias Microorganismo Técnicas serológicas S. pneumoniae Aglutinación (LCR) Inmunocromatografía (Orina) S. pyogenes Inmunocromatografía (Exudado faríngeo) N. meningitidis Aglutinación (LCR) Haemophilus influenzae Aglutinación (LCR) L . pneumophila Inmunofluerescencia (Exudado respiratorio) Enzimoinmunoensayo (orina) Inmunocromatografía (orina) Brucella Aglutinación (sangre) INFECCIÓN ESTREPTOCÓCICA (GRUPO A) Antígenos Estreptolisina O, DNAsa B. Pruebas Neutralización (ASO), neutralización (anti-DNAsa B). Interpreta- Niños con faringitis y frotis faríngeos positivos para Streptococcus hemolítico del grupo A (S. pyogenes): ción . 45%: elevación al cuádruple en el título de ASO y/o antiDNAsa B. . 10%: elevación al cuádruple en el título de ASO, pero no de antiDNAsa B o viceversa. SALMONELOSIS Antígenos Antígenos O y H de Salmonella typhi, S. enteritidis, bioser paraty- phi A-C Pruebas Aglutinación Interpreta- Títulos elevados: reacción cruzada (infección pasada con ción Salmonella del grupo A, C o no tifoidea D) o resultado de inmuni- zación con vacuna tifoidea-paratifoidea. Tratamiento antibiótico: impide el ↑ título de Ac 1102 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 LEGIONELOSIS Antígenos Legionella pneumophila y otras especies. Pruebas Inmunofluorescencia (IF). Suero en fase aguda y convalecencia (4-8 semanas). Muestra Interpreta- Título 1:128 (cuadruple): infección reciente. ción Un solo título de 1:256 o más, con clínica compatible: evidencia presuntiva de infección reciente. BRUCELOSIS Antígenos Brucella abortus. Pruebas Aglutinación en porta (Rosa de Bengala), seroaglutinación. Interpreta- Rosa de Bengala: Alto valor predictivo. Positiva en 99% de enfermos o con contacto previo. ción Detecta mismos anticuerpos que seroaglutinación (correlación absoluta). Seroaglutinación: – títulos<1:80, no permiten diagnóstico de enfermedad aguda (simple contacto con bacteria). – títulos>1:160, 1:320, infección activa, pudiéndose demostrar una reducción significativa entre el 4º-5º mes. Reacciones cruzadas: pacientes inmunizados o infectados con Francisella, Yersinia o Vibrio, dando falsos positivos FIEBRE Q (Coxiella Burnetii) Antígenos Específico de grupo. Pruebas Inmunofluorescencia indirecta (IFI). Interpreta- • Forma aguda: aumento al cuádruple o un título de anticuerpos ción (Ac)>1:200 (IgG) y 1:50 (IgM) frente a antígeno (Ag) de fase II. • Forma crónica: determinar títulos de IgG, IgM e IgA frente a Ag de fase I y fase II. Título de IgG >1:800 frente a Ag fase I (indica infección crónica). Diagnóstico: Técnica ELISA: sensibilidad y especificidad similar a IFI, son útiles para estudios de seroprevalencia (permite automa- tización de la técnica). CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1103

CAPITULO 52 FIEBRE BOTONOSA (Rickettsia conorii) Antígenos Específico de grupo. Pruebas Detección de anticuerpos contra antígenos de rickettsia (IFI). Interpreta- Aparición de seroconversión o aumento de 4 veces el título de 2 sueros recogidos (momento febril y a las 3 semanas). ción Resultados dudosos: deben confirmarse con técnicas más sensibles y específicas (ejemplo: inmunoblot). MYCOPLASMA Antígenos Eritrocitos O humanos. o hapteneo Pruebas Crioglutininas (anticuerpos inespecíficos). Interpreta- Sólo se elevan los títulos en un 50% de los casos. ción Aumentan con anemia hemolítica o hepatopatías. SÍFILIS (Treponema pallidum) Antígenos Cardiolipina o hapteneo Pruebas No treponémicas (VDRL, RPR). Treponémicas (TPHA, FTA, MHA-Tp) Interpreta- Prueba no treponémica positiva: confirmar prueba específica treponémica. ción - son inespecíficas. - viriasis agudas, enfermedades vasculares del colágeno, drogadicción intravenosa, lepra...: falsos positivos. - diagnóstica: títulos 1:8 o ↑: raros entre falsamente positivos. - títulos 1:256 o ↑: Frecuentes en sífilis 2aria Prueba treponémica - más sensibles y específicas. - especialmente en sífilis 1ª muy precoz y formas tardías. - en casos previos solicitarlas, aunque las pruebas no trepo- némicas sean negativas. - Tipos: • FTA-ABS: test de absorción de Ac fluorescentes • MHA-Tp: test de hemaglutinación para Ac anti-treponema pallidum 1104 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 4.2. Virus Virus Técnicas serológicas Adenovirus Inmunocromatografía (Heces, muestras respiratorias) Aglutinación (Heces) Inmunofluorescencia (Muestras respiratorias) Citomegalovirus Inmunofluorescencia (Sangre/muestras respiratorias/orina) Rotavirus Inmunocromatografía (Heces) Aglutinación Virus de la inmunodeficiencia Inmunocromatografía, enzimoinmunoensayo humana (Sangre) Virus Epstein Barr Aglutinación (Sangre) Virus Herpes simplex Inmunofluorescencia (Muestras de lesiones cutáneas) Virus influenza Inmunocromatografía, Inmunofluorescencia (Muestras respiratorias) Virus parainfluenza Inmunofluorescencia (Muestras respiratorias) Virus respiratorio sincitial Inmunocromatografía, Inmunofluorescencia (Muestras respiratorias) Virus Varicella zoster Inmunofluorescencia (Muestras de lesiones cutáneas/ respiratorias) MONONUCLEOSIS INFECCIOSA Antígenos Eritrocitos de oveja. o hapteneo Pruebas Aglutinación heterófila. Interpreta- Negativa en el 10% de los casos. ción Determinación de Ac para Ag de cápside viral (ACV) ayudan al diagnóstico. CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1105

CAPITULO 52 RUBÉOLA Pruebas Determinación de Ac totales o IgG específica en muestra de suero. Interpreta- Infección aguda: IgM especifica o aumento 4 veces más del título ción de Ac para rubéola en 2 muestras de suero pareadas. Rubéola congénita: IgM en suero de neonato: infección transpla- centaria (medir Ac en sueros de madre y niño). HERPES SIMPLEX Pruebas Técnicas de serología (infecciones primarias por VHS). Interpreta- Medición de Ac IgM para HVS: diagnóstico de infección neonatal. ción Aparecen en primeras semanas de vida y persisten meses. En personas mayores: no útil para diferenciar infecciones primarias de recurrentes. HEPATITIS A, B, C, D: (marcadores serológicos) Hepatitis Antígenos Ac clase IgM Ac globales (IgM e IgG) A Ig M anti-VHA anti-VHA Infección actual Infección pasada o reciente (inmunidad) (convalecencia) B AgHBs IgM anti-HBc Anti-HBs y anti-HBc Infección actual Infección actual o Infección pasada reciente (inmunidad) C Anti-VHC Infección actual (aguda o crónica), o pasada D AgHD IgM anti-HD Anti-VHD Primeros días Infección aguda Infección actual aguda o crónica 1106 CUARTA PARTE: URGENCIAS

CAPITULO 52 4.3. Hongos Hongos Técnicas serológicas Aspergillus spp. Enzimoinmunoensayo (Suero) Cryptococcus neoformans Enzimoinmunoensayo (Suero) Pneumocystis jiroveci Inmunofluorescencia (Muestras respiratorias) 4.4. Parásitos Parásitos Técnicas serológicas Cryptosporidium Tinción de ácido-alcohol resistente (Heces) Entamoeba histolytica Enzimoinmunoensayo (Heces) Giardia + Cryptosporidium Inmunofluorescencia (Heces) Plasmodium Giemsa, Gota gruesa, Inmunocromatografía (Sangre) LEISHMANIA Pruebas IFI, Inmunoblot Interpretación Diagnóstico: títulos mayores de 1:80. Pacientes SIDA: IFI positiva = < 1:80 más clínica compatible. Inmunoblot: leishmaniasis visceral (diagnóstico rápido). CAPITULO 52: ESTUDIOS MICROBIOLOGICOS 1107

CAPITULO 52 5. INTRADERMORREACCIÓN DE MANTOUX – Detección de casos por Mycobacterium tuberculosis – Reacción Ag específica – Administración subcutánea de tuberculina Conferencia de Consenso para el Control de la tuberculosis en España, dosis: 2UI de PPD (protein purified derivate) RT23 con tween 80 ó 5U de PPd-S Medir el diámetro de la induración transversal al eje longitudinal del ante- brazo: – Positiva: .diámetro ≥ 10mm: ha existido o existe infección . diámetro = 6-10mm: infección dudosa Pueden anular o ↓ la respuesta: infección VIH, sarampión, Hodgkin, insu- ficiencia renal crónica, tratamiento inmunosupresor, enfermedades cróni- cas debilitantes, tuberculosis miliar (50%) Ante sospecha de contagio: positiva > 5 mm – Negativa: 15% pacientes con reciente enfermedad pulmonar activa Edad: ↓ la respuesta de la tuberculina Pacientes ancianos: repetir prueba a los 7 ó 10 días – Falsos positivos: zonas con micobacterias no patógenos en el medio ambiente 1108 CUARTA PARTE: URGENCIAS

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by Paco R

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