Manual química biológica espetacular

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Manual química biológica espetacular

  1. 1. Química Biológica EspetacularVerão em ProjetoProf. Dr. Joaquim C. G. Esteves da SilvaDr.ª Sónia de Jesus RochaFaculdade de CiênciasUniversidade do Porto | Junho 2012
  2. 2. Química Biológica Espetacular 2012 ÍndiceIntrodução ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 2Parte I – MICROSCÓPIO ÓPTICO -------------------------------------------------------------------------------- 3Parte II – ATIVIDADES EXPERIMENTAIS --------------------------------------------------------------------- 61 – Células da epiderme do bolbo da cebola ------------------------------------------------------------------------ 72 – Observação de bactérias de iogurte ------------------------------------------------------------------------------ 93 – Osmose ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 114 – Simulação da desinfeção da água -------------------------------------------------------------------------------- 135 – Observação à lupa de Daphnia magna Straus. ---------------------------------------------------------------- 166 – Catálise enzimática ---------------------------------------------------------------------------------------------------- 207 – Fatores que influenciam a atividade enzimática --------------------------------------------------------------- 258 – Propriedades das enzimas ------------------------------------------------------------------------------------------ 299 – Extração de proteínas ------------------------------------------------------------------------------------------------ 3110 – Identificação de aminoácidos ------------------------------------------------------------------------------------- 3411 – Composição química dos alimentos ----------------------------------------------------------------------------- 3712 – Passagem de substâncias através de uma membrana biológica ---------------------------------------- 4113 – Nutrição e transporte de vertebrados --------------------------------------------------------------------------- 4214 – Extração de ADN ----------------------------------------------------------------------------------------------------- 4715 – Síntese do ácido acetilsalicílico (aspirina) --------------------------------------------------------------------- 5016 – Extração da cafeína ------------------------------------------------------------------------------------------------- 5317 – Isolamento do licopeno --------------------------------------------------------------------------------------------- 5718 – Extração de lípidos e identificação do colesterol ------------------------------------------------------------- 6019 – Extração de pigmentos fotossintéticos ------------------------------------------------------------------------- 66Bibliografia ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 68Anexos ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 70 Anexo A – Blogue ------------------------------------------------------------------------------------------------- 71 Anexo B – Pictogramas de perigo ---------------------------------------------------------------------------- 72 Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 1
  3. 3. Química Biológica Espetacular 2012 Introdução As reações químicas estão na base do funcionamento dos sistemas biológicos (reaçõesbioquímicas) e o seu conhecimento, bem como do efeito que as substâncias químicas têm neles, permiteuma melhor compreensão do seu bom ou mau funcionamento e, portanto, da origem das doenças. Este éum dos objetivos de uma nova área de investigação, a Química Biológica, que está na base dodesenvolvimento de meios de diagnóstico médico, vacinas e terapias inovadoras. Assim, este projeto é uma oportunidade para compreender a interdisciplinaridade entre a química ea biologia. Serão realizadas experiências “espetaculares” de observação e manipulação do funcionamentobiológico das Daphnias, microrganismos e plantas e, do efeito que certas substâncias têm no seufuncionamento. Será também efetuada a extração e síntese de biomoléculas como o ADN, proteínas,colesterol, entre outras, que permitirá aprofundar o conhecimento dos mecanismos biológicos. Ao longo do projeto será construído um blogue (http://quimicabiologicaespetacular.blogspot.com/)que permitirá a divulgação dos resultados obtidos pelos participantes neste projeto (os seus comentários,fotografias, vídeos, desenhos, etc.). Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 2
  4. 4. Química Biológica Espetacular 2012 Parte I Legendar as figuras relativas ao microscópio óptico.Figura 11– 7–2– 8–3– 9–4– 10 –5– 11 –6– Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 3
  5. 5. Química Biológica Espetacular 2012Figura 21– 6–2– 7–3– 8–4– 9–5– 10 –Figura 31– 3–2– 4– Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 4
  6. 6. Química Biológica Espetacular 2012 1 2 3Figura 41– 3–2–Figura 51– 4–2– 5–3– 6– Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 5
  7. 7. Química Biológica Espetacular 2012 Parte II Atividades experimentaisDepartamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 6
  8. 8. Química Biológica Espetacular 20121 – Células da epiderme do bolbo da cebolaNotas introdutóriasUma das técnicas citológicas usadas na obtenção de preparações é a técnica de coloração.A técnica de coloração permite uma maior diferenciação dos constituintes celulares. Podem ser usados osseguintes corantes: solução de Ringer, solução de vermelho neutro, água iodada, solução de azul-de-metileno. Corantes distintos coram estruturas diferentes.Material Microscópio óptico  Tesoura Pinça  Garrafa de esguicho Vidro de relógio  Lâmina Pipeta conta-gotas  LamelaReagentes Bolbo de cebola  Solução aquosa de azul-de-metileno a 1% (m/V) Água desionizada (ℓ)  Solução de Ringer Água iodada ou solução de Lugol  Solução de vermelho neutroTabela 1.1 – Informações sobre azul-de-metileno.Nome Azul-de-metilenoFórmula química C16H18CℓN3S · 3H2OMassa molar 373,90 g/molPictograma de perigo GHS07Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.Tabela 1.2 – Informações sobre vermelho neutro.Nome Vermelho neutroFórmula química C15H17CℓN4Massa molar 288,78 g/mol Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 7
  9. 9. Química Biológica Espetacular 2012Procedimento experimentalA – Preparação da solução aquosa de azul-de-metileno Usar como solvente água desionizada.B – Preparação da solução de Ringer Dissolver cloreto de cálcio no estado sólido, cloreto de potássio no estado sólido, hidrogenocarbonato de sódio no estado sólido e cloreto de sódio no estado sólido em água desionizada.C – Preparação de solução de vermelho neutro Solução de vermelho neutro 1,0 g/L Usar como solvente solução aquosa de ácido acético 2 mL/LD – Preparação de água iodada ou solução de Lugol Dissolver iodeto de potássio (s) e iodo (s) em água desionizada.E – Observação das células da epiderme do bolbo da cebola1. Colocar água desionizada no interior de um vidro de relógio.2. Destacar um fragmento da epiderme da face côncava de uma túnica do bolbo da cebola, usando uma pinça.3. Mergulhar, o mais rapidamente possível, o fragmento da epiderme do bolbo da cebola no vidro de relógio contendo água desionizada. Ter o cuidado de colocar a face externa do fragmento da epiderme do bolbo de cebola virada para cima.4. Com o auxílio de uma tesoura e mantendo o fragmento da epiderme do bolbo de cebola mergulhado em água desionizada, dividir o fragmento em quatro partes.5. Colocar sobre uma lâmina uma gota da solução de Ringer.6. Com o auxílio de uma pinça, transferir uma das porções do fragmento da epiderme inicial do bolbo da cebola, para a lâmina contendo a solução de Ringer. Ter o cuidado de manter a face externa voltada para cima. Colocar a porção distentida sobre o corante que se encontra na lâmina.7. Cobrir a preparação com uma lamela.8. Observar a preparação ao microscópio, inicialmente com uma pequena ampliação.9. Esquematizar uma pequena área e legendar.10. Aumentar, sucessivamente, o valor da ampliação e observar.11. Observar uma só célula e identificar as estruturas observadas.12. Repetir os procedimentos anteriores, mas usando os corantes: água iodada, solução de vermelho neutro e solução de azul-de-metileno. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 8
  10. 10. Química Biológica Espetacular 20122 – Observação de bactérias de iogurteMaterial Microscópio óptico  Lamparina de álcool Agulha de dissecção  Gobelé Garrafa de esguicho  Lâminas de vidro Pipeta conta-gotas  Vareta de vidro Mola de madeiraReagentes Álcool etílico ou etanol (ℓ)  Solução de azul-de-metileno a 1% (m/V) Água desionizada (ℓ)  IogurteTabela 2.1 – Informações sobre azul-de-metileno.Nome Azul-de-metilenoFórmula química C16H18CℓN3S · 3H2OMassa molar 373,90 g/molPictograma de perigo GHS07Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.Tabela 2.2 – Informações sobre etanol.Nome EtanolFórmula química CH3CH2OHMassa molar 46,07 g/molPictograma de perigo GHS02Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não fumar. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 9
  11. 11. Química Biológica Espetacular 2012Procedimento experimental1. Colocar uma gota de água na extremidade de uma lâmina de vidro.2. Com o auxílio de uma agulha de dissecção, juntar uma pequena porção de iogurte e misturá-lo com a água.3. Fazer um esfregaço. [Explicação da técnica de esfregaço: Colocar na extremidade de uma lâmina uma gota do material a observar. Seguidamente, deslocar outra lâmina sobre a anterior, de forma a espalhar bem o material. Depois de seco, o material pode então ser fixado e corado.]4. Secar levemente à chama da lamparina, para fixar.5. Deitar umas gotas de álcool etílico para retirar o excesso de gordura, deixando secar ao ar.6. Corar com a solução de azul-de-metileno durante 3 a 5 minutos.7. Lavar com água desionizada e deixar secar ao ar.8. Observar ao microscópio. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 10
  12. 12. Química Biológica Espetacular 20123 – OsmoseNotas introdutóriasEsta atividade experimental pretende explorar o sentido em que ocorre o fluxo de água na membranacelular.Todas as células encontram-se envolvidas por uma estrutura membranar, designada por membranaplasmática ou membrana celular.A membrana celular delimita a fronteira entre o meio intracelular e o meio extracelular e funciona comobarreira seletiva, permitindo trocas, nos dois sentidos, de substâncias e de energia entre a célula e o meioexterior. Assim, uma das propriedades da membrana plasmática é a permeabilidade seletiva, dado quepermite a passagem de certas substância e dificulta e/ou impede a passagem de outras substâncias.A passagem de substâncias através da membrana celular pode ocorrer através de vários mecanismos.Um dos mecanismos é a osmose.Material Microscópio óptico  Pinça Lâminas  Agulha de dissecção Lamelas  Pipeta conta-gotas Papel de filtro ou papel absorvente  MarcadorReagentes Água desionizada (ℓ)  Pétalas vermelhas de sardinheira, tulipa, violeta- Solução aquosa de cloreto de sódio 12% (m/V) africana, folha de couve-vermelha, rosas, …Tabela 3.1 – Informações sobre cloreto de sódio.Nome Cloreto de sódioFórmula química NaCℓMassa molar 58,44 g/molProcedimento experimental1. Com o auxílio de uma pinça, destacar dois fragmentos da epiderme superficial das pétalas.2. Identificar duas lâminas com as letras A e B, com um marcador.3. Colocar uma gota de água desionizada sobre a lâmina A.4. Colocar sobre a gota de água, um dos fragmentos da epiderme de pétala.5. Cobrir com uma lamela.6. Colocar uma gota de solução aquosa de cloreto de sódio a 12% na lâmina B. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 11
  13. 13. Química Biológica Espetacular 20127. Colocar sobre a gota de solução aquosa de cloreto de sódio a 12% o outro fragmento de epiderme da pétala.8. Cobrir com uma lamela.9. Observar ao microscópio.10. Esquematizar as observações.11. Com uma pipeta conta-gotas, colocar uma gota de água desionizada num dos bordos da lamela da lâmina B.12. Colocar um pedaço de um papel absorvente na extremidade oposta da lamela, de modo a absorver o meio de montagem. Deste modo, pretende-se substituir a solução de cloreto de sódio pela água desionizada.13. Observar novamente a lâmina B ao microscópio.14. Registar as alterações que forem observadas ao longo do tempo.Tópicos de reflexãoAs células da epiderme das pétalas possuem um núcleo, citoplasma, parede celular e um vacúolo. Ovacúolo contém pigmentos dissolvidos em água, que conferem a cor caraterística das pétalas. O que acontece à célula quando é colocada num meio contendo água? Qual é a substância que vai entrar ou sair do vacúolo? O que acontece à concentração dos pigmentos quando a célula é colocada num meio contendo água? Relaciona a coloração da célula com a concentração dos pigmentos. Compara o volume da célula antes e após de esta estar num meio contendo água. Compara o volume do vacúolo antes e após de esta estar num meio contendo água. O que acontece à célula quando é colocada num meio contendo uma solução concentrada de cloreto de sódio? Qual é a substância que vai entrar ou sair do vacúolo? O que acontece à concentração dos pigmentos quando a célula é colocada num meio contendo uma solução concentrada de cloreto de sódio? Relaciona a coloração da célula com a concentração dos pigmentos. Compara o volume da célula antes e após de esta estar num meio contendo solução concentrada de cloreto de sódio. Compara o volume do vacúolo antes e após de esta estar num meio contendo solução concentrada de cloreto de sódio. Nesta experiência, a membrana celular foi permeável a que substância? E foi pouco permeável ou impermeável a que substância? Explica como se faz o fluxo de água, considerando a situação em que há meios com diferentes valores de concentração. O que acontece quando os valores de concentração em ambos os meios são iguais? Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 12
  14. 14. Química Biológica Espetacular 20124 – Simulação da desinfeção da águaPreparação de infusões para observação ao microscópio e desinfeçãoMaterial Gobelé  Placa de aquecimento com agitação magnética Pipeta conta-gotas  Barra magnética Proveta de 100 mL  Matráz Proveta de 10 mL  Papel de filtro Microscópio  Funil Lâminas  Suporte universal Lamelas  Anel adaptado a um funilReagentes Amostra: água da torneira  Solução aquosa de lixívia comercial (20 g/L ou 5%) Amostra: água de rio ou de poço  Palha ou erva Amostra: água desionizada  Grãos de arroz Amostra: água do lago  Grãos de cereaisProcedimento experimentalA – Preparação de infusões para observação ao microscópioAmostra 11. Colocar um pouco de palha ou erva em água não desinfectada (não usar água da torneira).2. Observar ao microscópio óptico um pouco da amostra de água e verificar a presença de microorganismos.Amostra 21. Num gobelé, colocar alguns grãos de cereais e caules herbáceos e água não desinfectada (não usar água da torneira).2. Filtrar, por gravidade, após dois dias.3. Recolher o filtrado.4. Observar ao microscópio uma gota do filtrado. A observação da gota ao microscópio pode ser repetida ao longo da semana. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 13
  15. 15. Química Biológica Espetacular 2012Amostra 31. Recolher água de um lago.Amostra 41. Colocar num gobelé, durante alguns dias, folhas de plantas em água não desinfectada (não usar água da torneira).2. Observar ao microscópio um pouco da amostra de água e verificar a presença de microorganismos.Amostra 51. Colocar alguns grãos de arroz num gobelé com água não desinfectada (não usar água da torneira).2. Aquecer a mistura e deixar ferver durante alguns minutos.3. Guardar a mistura à temperatura ambiente.4. Retirar uma porção da mistura anterior e adicionar água do mar.5. Observar ao microscópio as duas misturas.Usar as amostras de água nas experiências de desinfecção que se seguem e observar o efeito dosagentes desinfetantes nos microorganismos.B – Desinfecção da água com lixívia.A lixívia comercial é uma solução aquosa de hipoclorito de sódio e hidróxido de sódio pelo que o seu valorde pH é maior do que 10. Como se pode observar no seguinte diagrama de equilíbrio ácido-base dosistema ácido hipocloroso/hipoclorito a espécie desinfectante é o anião hipoclorito.Figura 4.1 – Diagrama de equilíbrio ácido-base do sistema ácido hipocloroso/hipoclorito. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 14
  16. 16. Química Biológica Espetacular 2012B.1 – Preparação da solução desinfectante: Colocar num gobelé cerca de 100 mL de água desionizada. Adicionar cerca de 1 mL da solução aquosa de lixívia comercial (20 g/L ou 5%).B.2 – Desinfecção das amostras de água Em 10 mL das amostras de água onde foram detectados microorganismos por observação ao microscópio adicionar 1 gota da solução desinfectante. Comparar as observações ao microscópico da população microbiana antes e após a desinfecção. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 15
  17. 17. Química Biológica Espetacular 20125 – Observação à lupa de Daphnia magna Straus.Estudo do efeito de certas substâncias no seu batimento cardíaco.Material Lupa ou microscópio  Papel absorvente Caixas de Petri  Suporte universal Pipeta conta-gotas  Anel adaptado a um funil Papel de filtro  Funil Gobelé  MatrázReagentes Frasco contendo Dáfnias e água  Álcool etílico 96% Amostras de água para consumo humano  Água da torneira Cigarro  Água desionizada (ℓ) Café com cafeína  Coca-cola com cafeína Café sem cafeína  Coca-cola sem cafeína Saquetas de chá preto  Bebida energéticaTabela 5.1 – Informações sobre etanol.Nome EtanolFórmula química CH3CH2OHMassa molar 46,07 g/molPictograma de perigo GHS02Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não fumar.Procedimento experimentalA – Ensaio de controlo1. Colocar numa caixa de Petri, uma a duas gotas de água do recipiente que contém as Dáfnias.2. Transferir, cuidadosamente, com a mesma pipeta conta-gotas uma dáfnia para a zona da caixa de Petri onde foram colocadas as gotas de água. (Nota: Não exceder as duas gotas de água.) Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 16
  18. 18. Química Biológica Espetacular 20123. Observar à lupa ou ao microscópio o batimento cardíaco da Daphnia magna Straus. (Nota: Se a Dáfnia se deslocar do campo de visão, repetir a preparação colocando alguns fios de algodão no início da preparação para a aprisionar.) a. Colocar a preparação na platina e acender a luz (menor intensidade possível). b. Mover o parafuso macrométrico e, observando através da(s) ocular(es), focar a preparação. c. Utilizando apenas o parafuso micrométrico, corrigir a focagem até obter uma imagem nítida. d. Observar a Dáfnia, prestando particular atenção à localização do coração.4. Fazer a contagem dos batimentos cardíacos, durante 10 segundos. (Nota: Para contar o batimento cardíaco, pode-se usar um lápis, uma folha de papel e um cronómetro. Um aluno faz um ponto com o bico de um lápis numa folha de papel por cada batimento cardíaco que observar, enquanto outro aluno controla o tempo. Se repetir a contagem, ou demorar mais tempo, adicionar mais uma ou duas gotas de água à preparação.)5. Calcular o ritmo cardíaco por minuto (BPM) multiplicando o valor obtido por 6. (Nota: O valor do ritmo cardíaco das Dáfnias deve estar compreendido entre 200 e 300 batimentos cardíacos por minuto. Caso o valor obtido esteja fora deste intervalo repetir a contagem dos batimentos cardíacos.)6. Se optar por realizar três ensaios, preencher a tabela 5.2. (Nota: As contagens devem ser sempre realizadas pela mesma pessoa.)7. Determinar o valor médio do ritmo cardíaco por minuto (BPM). (tabela 5.3)8. Desenhar e legendar a Daphnia magna Straus.9. Desligar a luz do microscópio, caso não esteja a observar a Dáfnia ou a efectuar contagens.10. Selecionar dáfnias com tamanho e idade diferente e comparar o batimento cardíaco.Tabela 5.2 – Ritmo cardíaco por minuto nos ensaios. Ensaio Ritmo cardíaco por 10 segundos Ritmo cardíaco por minuto (BPM) 1 2 3Tabela 5.3 – Ritmo cardíaco por minuto. Média do ritmo cardíaco por minuto (BPM)B – Alterações no batimento cardíaco na presença de amostras de água1. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras de água usada para consumo humano.2. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM).3. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras de água da torneira.4. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM). Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 17
  19. 19. Química Biológica Espetacular 2012Nota: Para substituir a água da preparação, pode-se colocar no lado direito da dáfnia uma a duas gotas daamostra de água e colocar posteriormente papel absorvente ou apel de filtro do lado esquerdo paraabsorver a água que estava inicialmente na preparação. Difundir a amostra de água, para que a dáfniaentre em contacto com ela. Voltar a colocar a preparação no microscópio e observar a Dáfnia com baixaintensidade luminosa.C – Alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas drogasVerificar as alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas substâncias como: nicotina,cafeína, álcool.1. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de uma solução preparada com um café (café expresso, café solúvel com cafeína, café solúvel descafeinado).2. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de chá preto.3. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de refrigerantes (coca-cola com cafeína e coca-cola sem cafeína). (Nota: deixar o recipiente aberto durante a noite para que o gás se liberte.)Nota: As soluções de cafeína apenas têm a duração de 2 a 3 dias.4. Preparar soluções de nicotina.4.1 Macerar o conteúdo de um cigarro em 100 ml de água destilada durante 12h, agitando algumas vezes.4.2 Filtrar por gravidade.4.3 Diluir o filtrado, conforme a concentração de nicotina no cigarro. (Nota: A concentração de nicotina nos cigarros depende da marca e do tipo.)Nota: As soluções de nicotina apenas têm a duração de 2 a 3 dias.5. Preparar soluções aquosas de álcool etílico, para simular bebidas alcoólicas, de acordo com a tabela 5.4.Tabela 5.4 – Preparação de soluções aquosas de álcool etílico. Bebida % Álcool V (álcool etílico 96%) (mL) V (água destilada) (mL) Cerveja sem álcool 0,5% 0,52 99,48 Cerveja 5,6 % 5,83 94,17 Vinho 12 % 12,50 87,50 Vodka 40 % 41,6 58,336. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de determinadas substâncias como: nicotina, cafeína, álcool.7. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM). Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 18
  20. 20. Química Biológica Espetacular 2012Tópicos de reflexão Pesquisar na internet a utilização de Daphnia magna Straus em ensaios toxicológicos. Importância da utilização do controlo. Explicar a vantagem em utilizar três ensaios para a determinação do BPM. Prever, testar e analisar a influência de algumas drogas, como por exemplo: cafeína, nicotina e álcool no ritmo cardíaco da Dáfnia. As previsões e as observações devem conter um dos seguintes registos: (a) grande aumento do ritmo cardíaco, (b) aumento do ritmo cardíaco, (c) pequeno aumento do ritmo cardíaco, (d) ritmo cardíaco sem alteração, (e) pequena diminuição do ritmo cardíaco, (f) diminuição do ritmo cardíaco, (g) grande diminuição do ritmo cardíaco, (h) paragem do coração. Testar uma das drogas, fazendo variar o tempo de exposição às mesmas, por exemplo 1 e 5 minutos. Classificar as drogas em estimulantes ou depressoras, comparando os resultados obtidos do BPM na presença e na ausência de drogas (Nota: Comparar o BPM na presença de drogas com o ensaio de controlo.) Pode-se usar a seguinte expressão matemática para classificar as drogas: Variação BPM = média BPM (solução experimental) – média BPM (controlo)  Valor negativo, significa que ocorreu uma diminuição do ritmo cardíaco  droga depressora  Valor positivo, significa que ocorreu um aumento do ritmo cardíaco  droga estimulante Explicar a necessidade de utilizar soluções diluídas das soluções experimentais testadas (drogas). Refletir sobre o modo como as drogas afetam um organismo vivo e inclusive o ser humano. Pesquisar sobre os possíveis efeitos destas drogas no ser humano. Planear uma experiência que permita avaliar a influência de diferentes concentrações de detergentes domésticos na sobrevivência da dáfnia, usando uma solução de hipoclorito de sódio 0,16%; uma solução de amoníaco a 1% e tripolifosfato de sódio no estado sólido. Explicar a seleção dos reagentes: solução de hipoclorito de sódio 0,16%; solução de amoníaco a 1% e tripolifosfato de sódio no estado sólido. Realizar a atividade experimental planeada. Vantagens em utilizar as dáfnias no estudo.Cada grupo de trabalho faz o ensaio de controlo e estuda o efeito de uma das substânciasno batimento cardíaco nas dáfnias. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 19
  21. 21. Química Biológica Espetacular 20126 – Catálise enzimáticaEfeito da temperatura e de um inibidor sobre a reacção bioquímicaNotas introdutóriasQuestão:A velocidade de uma reacção química catalisada por uma enzima pode ser alterada por acção datemperatura ou de um inibidor?Objecto de ensino• Determinar experimentalmente a variação da velocidade de uma reacção química catalisada por variaçãoda temperatura;• Determinar experimentalmente a variação da velocidade de uma reacção química catalisada por adiçãode um inibidor;Objectivos de aprendizagem• Traçar um gráfico de velocidade da reacção química em função da temperatura;• Traçar um gráfico de velocidade da reacção química em função da quantidade de inibidor;• Interpretar os gráficos obtidos;• Elaborar tabelas para registo de resultados.Material Suporte Universal  Balão redondo Rolha furada  Tubo de vidro dobrado Tina  Bureta de gases Pipetas de 3 e 5 mL  Pompete Placa de aquecimento  Tina de vidro Pipeta conta-gotas  Termómetro Tubos de ensaio  Gobelés CronómetroReagentes Água desionizada (ℓ)  Inibidor: CuSO4 (aq) 0,1 mol dm-3 Batatas  H2O2 3% (10 volumes) ou superior (30%) Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 20
  22. 22. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 6.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.Nome Peróxido de hidrogénioFórmula química  H2O2Massa molar  34,01 g/molPictograma de perigo GHS05, GHS07Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H318 – Provoca lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.Tabela 6.2 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.Nome Sulfato de cobre(II) pentahidratadoFórmula química  CuSO4 · 5H2OMassa molar  249,69 g/molPictograma de perigo HS07, GHS09Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave. H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de resíduos.Procedimento experimentalA – Preparação do extracto de catalase1. Descascar e triturar duas ou três batatas grandes.2. Adicionar 25 a 30 mL de água desionizada às batatas já trituradas.3. Agitar de vez em quando e deixar em repouso durante cerca de 10 minutos.4. Filtrar esta mistura com gaze ou um pano fino, de modo a obter uma solução límpida.Nota: Descasque 1 batata e pese 5 g. Triture a batata e coloque-a dentro do balão. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 21
  23. 23. Química Biológica Espetacular 20121ª Parte: Efeito de temperatura sobre a actividade da catalase1. Preparar a montagem para a recolha de oxigénio.2. Encher completamente com água a bureta de gases.3. Colocar a bureta de gases, tapada com um dedo, invertida sobre a extremidade do tubo de vidro que seencontra imerso na água da tina.4. Retirar o dedo depois de ter a certeza que não existe ar no interior da bureta de gases.5. Colocar, à temperatura ambiente, 5 mL de peróxido de hidrogénio no balão.6. Registar a temperatura ambiente a que a experiência se vai efectuar.7. Adicionar rapidamente, com o auxílio de uma pipeta, 3 mL de solução de catalase ao peróxido dehidrogénio.8. Fechar o balão.9. Registar o tempo necessário para recolher 5 mL de oxigénio na bureta de gases.10. Registar de novo o tempo necessário para recolher mais 5 mL de oxigénio (10 mL no total).11. Repetir sucessivamente o procedimento anterior, até que toda a bureta de gases esteja cheia degases.12. Desmontar a experiência e lave convenientemente o balão e a bureta de gases.13. Preparar a montagem para a recolha de oxigénio.14. Encher completamente com água a bureta de gases.15. Colocar a bureta de gases, tapada com um dedo, invertida sobre a extremidade do tubo de vidro quese encontra imerso na água da tina.16. Retirar o dedo depois de ter a certeza que não existe ar no interior da bureta de gases.17. Colocar, à temperatura ambiente, 5 mL de peróxido de hidrogénio no balão.18. Registar a temperatura ambiente a que a experiência se vai efectuar.19. Repetir os procedimentos de 1. a 6., mas colocando agora o balão numa tina de vidro com água egelo.20. Registar, ao fim de 5 minutos, a temperatura do banho de água e gelo.21. Medir e registar os intervalos de tempo necessários para recolher sucessivamente 5 mL de oxigénio eaté que toda a bureta de gases esteja cheia de gases.22. Desmontar de novo a experiência e repetir os procedimentos de 1. a 11., mas colocando agora o balãonuma tina de vidro com água a cerca de 50ºC.2ª Parte: Efeito de um inibidor sobre a actividade da catalase1. Fazer uma montagem idêntica à das experiências anteriores.2. Deitar 5 mL de peróxido de hidrogénio num tubo de ensaio e 5 mL de solução de catalase com 5 a 10gotas de solução aquosa de sulfato de cobre noutro tubo de ensaio.3. Colocar estes dois tubos de ensaio num gobelé que contenha água a 20ºC, durante 5 minutos. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 22
  24. 24. Química Biológica Espetacular 20124. Deitar ao mesmo tempo o conteúdo dos tubos no balão e fechá-lo.5. Repetir os procedimentos 9. a 11., efectuados na 1ª parte desta actividade.ResultadosTemperatura ambiente = _________________ºCTabela 6.3 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à temperaturaambiente.Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) 0-5 5-10 …Tabela 6.4 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, quando o balão seencontra num banho de água e gelo.Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) 0-5 5-10 …Tabela 6.5 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, a 50ºCVolume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) 0-5 5-10 …Tabela 6.6 – 2ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à qual seadicionaram gotas de solução de sulfato de cobre, à temperatura ambienteVolume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) 0-5 5-10 … Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 23
  25. 25. Química Biológica Espetacular 2012Tratamento dos resultadosCálculo da velocidade média de produção de O2, em mL/sTabela 6.7 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à temperaturaambiente.Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s) 0-5 5-10 …Tabela 6.8 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, quando o balão seencontra num banho de água e gelo.Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s) 0-5 5-10 …Tabela 6.9 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, a 50ºCVolume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s) 0-5 5-10 …Tabela 6.10 – 2ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à qual seadicionaram gotas de solução de sulfato de cobre, à temperatura ambienteVolume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s) 0-5 5-10 …Tópicos de reflexão• Traçar um gráfico, para cada situação de temperatura, com base nos valores registados nas respectivastabelas;• Variação da velocidade de uma reacção em função da temperatura;• Previsão do valor ideal de temperatura para que a velocidade de reacção seja máxima;• Variação da velocidade de uma reacção em função de um inibidor. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 24
  26. 26. Química Biológica Espetacular 20127 – Fatores que influenciam a atividade enzimáticaTemperatura e pHNotas introdutóriasA catalase é uma enzima que é capaz de transformar o peróxido de hidrogénio (H2O2) em oxigénio (O2) eágua (H2O). A ação da catalase pode ser verificada através da libertação do oxigénio. O avivar de umachama permite identificar a formação de oxigénio.Material Tubos tipo Falcon  Almofariz Suporte para tubos de ensaio  Espátula Pipeta graduada 5,00 mL  Bisturi ou faca Pompete  Palitos Termómetro digital  Fósforos Placa de aquecimento  Gobelé Areia  Pipeta conta-gotasReagentes Fígado fresco  Solução aquosa de ácido clorídrico 0,1 mol/dm3 Fígado cozido  Solução aquosa de hidróxido de sódio 0,1 mol/dm3 Fígado congelado  Água desionizada (ℓ) Peróxido de hidrogénio (aq), H2O2 (aq)  Indicador universal em papelTabela 7.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.Nome Peróxido de hidrogénioFórmula química  H2O2Massa molar  34,01 g/molPictograma de perigo GHS05, GHS07Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H318 – Provoca lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 25
  27. 27. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 7.2 – Informações sobre ácido clorídrico concentrado.Nome Ácido clorídrico concentradoFórmula química  HCℓMassa molar  36,46 g/molPictograma de perigo GHS05, GHS07Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis. P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.Tabela 7.3 – Informações sobre hidróxido de sódio.Nome Hidróxido de sódioFórmula química  NaHOMassa molar  40,00 g/molPictograma de perigo GHS05Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.Procedimento experimental1. Identificar 6 tubos tipo Falcon.2. Adicionar a cada um dos tubos 2 mL de peróxido de hidrogénio.3. Rolhar imediatamente cada um dos tubos tipo Falcon.4. Colocar num almofariz uma pequena quantidade de fígado fresco.5. Adicionar areia ao conteúdo do almofariz. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 26
  28. 28. Química Biológica Espetacular 20126. Triturar o fígado fresco.7. Transferir uma pequena quantidade de fígado fresco triturado para o tubo tipo Falcon 2. Tapar imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)8. Adicionar ao tubo tipo Falcon 3 uma pequena quantidade de fígado cozido. Tapar imediatamente o tubo tipo Falcon.9. Adicionar ao tubo tipo Falcon 4 uma pequena quantidade de fígado congelado. Tapar imediatamente o tubo tipo Falcon.10. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4 um palito com a ponta incandescente.11. Observar o que acontece ao palito. (Nota: A formação de oxigénio pode ser visível se a chama do palito se avivar.)12. Colocar os tubos tipo Falcon 3 e 4 em banho-maria, a 37ºC, durante aproximadamente 10 minutos.13. Aproximar, novamente, da extremidade dos tubos tipo Falcon 3 e 4, um palito com a ponta incandescente.14. Observar o que acontece ao palito.15. Colocar uma pequena quantidade de fígado fresco triturado nos tubos tipo Falcon 5 e 6. Tapar imediatamente os tubos tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)16. Adicionar ao tubo tipo Falcon 5 algumas gotas de solução aquosa de ácido clorídrico, de modo a que o valor de pH seja inferior a 4. Verificar o valor de pH com o indicador universal em papel.17. Adicionar ao tubo tipo Falcon 6 algumas gotas de solução aquosa de hidróxido de sódio, de modo a que o valor de pH seja superior a 10. Usar o indicador universal em papel, para verificar o valor de pH.18. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 5 e 6 um palito com a ponta incandescente.19. Observar o que acontece ao palito.20. Comparar a quantidade de oxigénio libertada em cada um dos tubos tipo Falcon.Tópicos de reflexãoCompara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 2, 5 e 6, considerando a informação da tabela 7.4.Tabela 7.4 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 2, 5 e 6. Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 5 Tubo tipo Falcon 6 Fígado fresco Fígado fresco Fígado fresco Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada - Solução aquosa de ácido clorídrico Solução aquosa de hidróxido de sódio Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 27
  29. 29. Química Biológica Espetacular 2012 Indica qual o fator que influenciou a atividade enzimática. Refere para cada um dos tubos tipo Falcon se a enzima, neste caso a catalase, se encontra ativa ou inativa. Valores elevados de acidez torna a catalase ativa ou inativa? Valores elevados de basicidade torna a catalase ativa ou inativa?Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4, considerando a informação da tabela 7.5.Tabela 7.5 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4. Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Tubo tipo Falcon 4 Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Fígado fresco Fígado cozido Fígado congelado Indica qual o fator que influenciou a atividade enzimática. Refere para cada um dos tubos tipo Falcon se a enzima, neste caso a catalase, se encontra ativa ou inativa.Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4, considerando a informação da tabela 7.6.Tabela 7.6 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4. Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Tubo tipo Falcon 4 Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Fígado fresco Fígado cozido Fígado congelado Aquecimento banho-maria Aquecimento banho-maria O que aconteceu quando os tubos tipo Falcon foram colocados em banho-maria? A inativação das enzimas pode ser reversível? Em que condições? Em qual dos tubos tipo Falcon foi possível observar a reversibilidade nos tubos tipo Falcon? Em qual dos tubos tipo Falcon a enzima se tornou permanentemente inativa? Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 28
  30. 30. Química Biológica Espetacular 20128 – Propriedades das enzimasMaterial Areia  Suporte para tubos de ensaio Almofariz  Tubos tipo Falcon Pipeta graduada 2,00 mL  Palitos Pompete  Fósforos Bisturi  EspátulaReagentes Fígado fresco  Água oxigenada (aq), H2O2(aq) 10%  Dióxido de manganésio (s), MnO2(s)Tabela 8.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.Nome Peróxido de hidrogénioFórmula química  H2O2Massa molar  34,01 g/molPictograma de perigo GHS05, GHS07Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H318 – Provoca lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.Tabela 8.2 – Informações sobre dióxido de manganêsNome Óxido de manganês (IV)Fórmula química  MnO2Massa molar  86,94 g/molPictograma de perigo GHS07Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão H332 – Nocivo por inalação. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 29
  31. 31. Química Biológica Espetacular 2012Procedimento experimental1. Colocar num almofariz uma pequena quantidade de fígado fresco.2. Adicionar areia ao conteúdo do almofariz.3. Triturar o fígado fresco.4. Identificar 4 tubos tipo Falcon.5. Adicionar a cada um dos tubos tipo Falcon 2 mL de peróxido de hidrogénio.6. Rolhar imediatamente cada um dos tubos tipo Falcon.7. Adicionar ao tubo tipo Falcon 2, uma pequena quantidade de dióxido de manganésio sólido. Tapar imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)8. Transferir uma pequena quantidade de fígado fresco triturado para o tubo tipo Falcon 3. Tapar imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)9. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3 um palito com a ponta incandescente.10. Observar o que acontece ao palito.11. Quando a reação terminar no tubo tipo Falcon 3, retirar o fígado do tubo de ensaio.12. Transferir o pedaço de fígado do tubo tipo Falcon 3 para o tubo tipo Falcon 4, que contém peróxido de hidrogénio.13. Aproximar da extremidade do tubo tipo Falcon 4 um palito com a ponta incandescente.14. Observar o que acontece ao palito.Tópicos de reflexãoTabela 8.3 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3. Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Dióxido de manganésio Fígado fresco Indica qual a função do tubo tipo Falcon 1. Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3. A presença da catalase afeta a velocidade das reações? Funciona como catalisador ou inibidor? A presença do dióxido de manganésio afeta a velocidade das reações? Funciona como catalisador ou inibidor? Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 3 e 4. A enzima foi consumida durante a reação química? Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 30
  32. 32. Química Biológica Espetacular 20129 – Extração de proteínasExtração da caseína do leiteMaterial Gobelé  Vareta de vidro Espátula  Placa de aquecimento Pipeta conta-gotas  Termómetro digital Caixa de Petri  Papel de filtro Suporte universal  Anel adaptado a um funil Tubo de ensaio  Funil Suporte para tubos de ensaioReagentes Leite em pó magro  Sulfato de cobre(II) pentahidratado (s) Vinagre  Hidróxido de sódio (s) Água desionizada (ℓ)  Tartarato duplo de sódio e potássio (s)Tabela 9.1 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratadoNome Sulfato de cobre(II) pentahidratadoFórmula química  CuSO4 · 5H2OMassa molar  249,69 g/molPictograma de perigo GHS07, GHS09Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave. H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de resíduos. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 31
  33. 33. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 9.2 – Informações sobre hidróxido de sódio.Nome Hidróxido de sódioFórmula química  NaHOMassa molar  40,00 g/molPictograma de perigo GHS05Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.Tabela 9.3 – Informações sobre tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado.Nome Tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratadoFórmula química  KOCOCH(OH)CH(OH)COONa · 4H2OMassa molar  282,22 g/molProcedimento experimentalA – Preparação da solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V) Volume de solução de 300 mL Usar como solvente água desionizadaB – Preparação do reagente do teste do biureto1. Medir 1,5 g de sulfato de cobre pentahidratado.2. Medir 6,0 g de tartarato duplo de sódio e potássio.3. Dissolver em 500 mL de água desionizada.4. Medir 300 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V).5. Adicionar, sob agitação constante, a solução aquosa de hidróxido de sódio.6. Perfazer com água desionizada até um volume de 1 L.7. Guardar o reagente num frasco de vidro. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 32
  34. 34. Química Biológica Espetacular 2012C – Extração de caseína1. Dissolver uma pequena quantidade de leite em pó magro em água desionizada (gobelé 1).2. Aquecer o leite a uma temperatura de 40ºC. (Nota: Não exceder este valor de temperatura.)3. Mantendo o leite à temperatura de 40ºC, adicionar gota a gota vinagre até ao aparecimento de um precipitado. Agitar lentamente ao longo da adição do vinagre. (Nota: Não colocar vinagre em excesso.)4. Remover o precipitado, com auxílio de uma espátula para um gobelé (gobelé 2).5. Deixar repousar o conteúdo do gobelé 2. Se algum líquido se formar, retirá-lo com auxílio de uma pipeta conta-gotas e transferi-lo novamente para o gobelé 1.6. Continuar a adicionar algumas gotas de vinagre, ao gobelé 1, até precipitação completa da caseína.7. Remover o precipitado, com auxílio de uma espátula para o gobelé 2.8. Filtrar por gravidade o conteúdo do gobelé 2.9. Guardar o precipitado numa caixa de Petri.10. Deixar secar à temperatura ambiente.Notas:(1) Opcional – Se usar leite com gordura, pode proceder à lavagem do precipitado com álcool etílico, dado que a caseína é insolúvel em álcool etílico. Este procedimento serve para remover alguma gordura.(2) O vinagre pode ser substituído por uma solução aquosa de ácido acético a 10%.(3) A filtração por gravidade pode ser substituída por uma filtração por vácuo, caso seja difícil secar o precipitado.D – Presença de caseína1. Transferir uma pequena porção de caseína para um tubo de ensaio.2. Testar o conteúdo do tubo de ensaio, com o teste do biureto. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 33
  35. 35. Química Biológica Espetacular 201210 – Identificação de aminoácidos… por teste de solubilidade e reação xantoproteicaMaterial Tubos de ensaio  Mola de madeira Suporte para tubos de ensaio  Balança Espátula  Vidro de relógio Vareta de vidro  Proveta Pipeta graduada 1,00 mL  Espátula Pompete  Placa de aquecimento Pipeta conta-gotasReagentes Aminoácidos: cisteína, glicina, metionina, tirosina, triptofano Hidróxido de sódio (s)  Água desionizada (ℓ) Indicador universal em papel  Ácido nítrico concentrado (ℓ)Tabela 10.1 – Informações sobre hidróxido de sódio.Nome Hidróxido de sódioFórmula química  NaHOMassa molar  40,00 g/molPictograma de perigo GHS05Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 34
  36. 36. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 10.2 – Informações sobre ácido nítrico concentrado.Nome Ácido nítrico concentradoFórmula química  HNO3Massa molar  63,01 g/molPictograma de perigo GHS03, GHS05Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H272 – Pode agravar incêndios; comburente H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.Recomendações de prudência P220 – Manter/guardar afastado de roupa/matérias combustíveis. P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.Procedimento experimentalA – Preparação da solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V) Usar como solvente água desionizadaB – TESTE DE SOLUBILIDADE1. Colocar 2 mL de água desionizada em 5 tubos de ensaio.2. Numerar os tubos de ensaio.3. Adicionar, em seguida, uma pequena quantidade de cada aminoácido nos respetivos tubos de ensaio, de acordo com a tabela 10.3.4. Agitar cada um dos tubos de ensaio.5. Verificar a respetiva solubilidade.Tabela 10.3 – Teste de solubilidade. Tubo de ensaio 1 2 3 4 5 Aminoácido Cisteína Glicina Metionina Tirosina Triptofano Teste de solubilidade * * * * **Nota: solúvel ou não solúvel em água Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 35
  37. 37. Química Biológica Espetacular 2012C – REAÇÃO XANTOPROTEICA, para identificar a tirosina e triptofano1. Medir 5 mg de cada um dos aminoácidos.2. Identificar cinco tubos de ensaio (limpos e secos).3. Transferir cada um dos aminoácidos para o respetivo tubo de ensaio.4. Adicionar a cada um dos tubos de ensaio 1 mL de ácido nítrico concentrado.5. Aquecer no interior da hotte, cuidadosamente, cada um dos tubos de ensaio.6. Deixar arrefecer.7. Observar a cor da solução. (O aparecimento de uma coloração amarela ou a formação de um precipitado é indicador de uma reação positiva).8. Adicionar, gota a gota, uma solução aquosa de hidróxido de sódio, até reação alcalina. Retirar esporadicamente uma gota da amostra e verificar o valor de pH, usando papel indicador universal.9. Observar a cor da solução. (O aparecimento de cor laranja intensa corresponde a uma reação positiva.)Tabela 10.4 – Reação xantoproteica. Gobelé/tubo de ensaio 1 2 3 4 5 Aminoácido Cisteína Glicina Metionina Tirosina Triptofano Reação xantoproteica * * * * ** Nota: reação positiva ou negativa Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 36
  38. 38. Química Biológica Espetacular 201211 – Composição química dos alimentosNotas introdutóriasA presença de proteínas pode ser detetada a partir da reação do biureto, quando ocorre a formação deflocos azuis que precipitam, ficando a solução com um anel violeta.A presença de açúcares redutores pode ser visível a partir do teste de Fehling, quando se forma umprecipitado cor de tijolo. O aparecimento de um precipitado de óxido de cobre(I) (Cu2O) de cor tijolopermite comprovar a presença de glicose.O soluto de Lugol, na presença de amido, toma a cor azul.Material Balança  Almofariz Espátula  Pipeta conta-gotas Tubos de ensaio  Papel de filtro Suporte para tubos de ensaio  Pipeta graduada 5,00 mL Lamparina com álcool  Proveta de plástico de 5 mL Mola de madeira  Pipeta graduada 2,00 mL Funil  Suporte universal Matráz  Anel adaptado a um funilReagentes Hidróxido de sódio (s)  Leite Sulfato de cobre(II) pentahidratado (s)  Azeite Tartarato de sódio e potássio tetrahidratado (s)  Refrigerante Iodeto de potássio (s)  Iogurte líquido magro Iodo (s)  Maçã Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 37
  39. 39. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 11.1 – Informações sobre hidróxido de sódio.Nome Hidróxido de sódioFórmula química  NaHOMassa molar  40,00 g/molPictograma de perigo GHS05Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.Tabela 11.2 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.Nome Sulfato de cobre(II) pentahidratadoFórmula química  CuSO4 · 5H2OMassa molar  249,69 g/molPictograma de perigo GHS07, GHS09Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave. H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de resíduos.Tabela 11.3 – Informações sobre tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado.Nome Tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratadoFórmula química  KOCOCH(OH)CH(OH)COONa · 4H2OMassa molar  282,22 g/mol Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 38
  40. 40. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 11.4 – Informações sobre iodo.Nome IodoFórmula química  I2Massa molar  253,81 g/molPictograma de perigo GHS07, GHS09Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H312 – Nocivo em contacto com a pele. H332 – Nocivo por inalação. H400 – Muito tóxico para os organismos aquáticos.Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente. P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção.Tabela 11.5 – Informações sobre iodeto de potássio.Nome Iodeto de potássioFórmula química KIMassa molar  166,00 g/molPictograma de perigo GHS07Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão H315 – Provoca irritação cutânea H319 – Provoca irritação ocular grave.Recomendações de prudência P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.Procedimento experimentalA – Preparação da solução A de Licor de Fehling1. Dissolver 6,9 g sulfato de cobre(II) pentahidratado em 100 mL de água desionizada.2. Guardar a solução num frasco devidamente identificado.B – Preparação da solução B de Licor de Fehling1. Dissolver cerca de 35 g tartarato de sódio e potássio e 5 g hidróxido de sódio em 100 mL de água desionizada.2. Guardar a solução num frasco de plástico, devidamente identificado.Nota: As soluções de licor de Fehling A e B devem ser guardadas em frascos separados e usadas naproporção de 1:1. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 39
  41. 41. Química Biológica Espetacular 2012C – Preparação de água iodada1. Dissolver iodeto de potássio sólido em água desionizada.2. Adicionar iodo, no estado sólido.3. Agitar a mistura.4. Guardar num frasco de vidro escuro, devidamente identificado.D – Preparação de solução aquosa de hidróxido de sódio a 10% (m/V) Usar como solvente água desionizada.E – Preparação de solução aquosa de sulfato de cobre a 1% (m/V) Usar como solvente água desionizada.F – Análise da composição química dos alimentos1. Selecionar um dos alimentos.2. Se o alimento estiver no estado sólido, macerar o alimento com o auxílio de um almofariz.3. Medir 10 g do alimento selecionado.4. Identificar os quatro tubos de ensaio.5. Colocar no tubo de ensaio A uma pequena quantidade de amostra.6. Retirar do tubo de ensaio, umas gotas de amostra e colocá-las sobre papel de filtro.7. Deixar evaporar à temperatura ambiente o papel de filtro contendo a amostra.8. Observar o papel de filtro seco.9. Colocar no tubo de ensaio B, aproximadamente 2 mL de amostra.10. Adicionar 2 gotas de solução aquosa de sulfato de cobre.11. Adicionar, posteriormente, 4 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio.12. Agitar o conteúdo do tubo de ensaio.13. Observar a cor.14. Transferir cerca de 2 mL de amostra para o tubo de ensaio C.15. Adicionar 1 mL de solução A de licor de Fehling.16. Posteriormente adicionar 1 mL de solução B de licor de Fehling.17. Acender a lamparina.18. Com uma mola de madeira, segurar o tubo de ensaio e aquecer a mistura.19. Observar a mudança de cor e o aparecimento de um precipitado cor de tijolo.20. Apagar a lamparina.21. Colocar o tubo de ensaio no suporte para tubos de ensaio.22. Colocar no tubo de ensaio D a amostra.23. Adicionar 10 gotas de água iodada.24. Observar a cor. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 40
  42. 42. Química Biológica Espetacular 201212 – Passagem de substâncias através de uma membrana biológicaMaterial Pipeta conta-gotas  Pinça GobeléReagentes Ovo  Água desionizada (ℓ) Água iodada  Solução de amidoProcedimento experimentalA – Preparação da solução de amido1. Medir 1,25g de amido.2. Adicionar uma pouco de água fria até formar uma pasta.3. Acrescentar água desionizada quente (sem ter entrado em ebulição) até perfazer um volume de 50 mL.4. Agitar bem.B – Difusão1. Partir o ovo em duas metades.2. Retirar o conteúdo. (Nota: Guardar o conteúdo para outra atividade experimental. Pretende-se usar apenas a casca do ovo.)3. Usar apenas uma das metades do ovo e guardar a outra metade.4. Bater a extremidade da metade do ovo mais afastada dos bordos, ao de leve na bancada de trabalho, de modo a rachar a casca.5. Cuidadosamente, retirar com o auxílio de uma pinça os fragmentos da casca, de modo a não romper a membrana interna e a deixar uma pequena parte desta membrana a nu.6. Verificar que não houve ruptura da membrana, por adição de uma pequena quantidade de água no fundo da casca.7. Colocar a solução de amido previamente preparada num gobelé. O diâmetro do gobelé tem que ser inferior ao diâmetro da casca do ovo.8. Introduzir a metade do ovo no gobelé contendo a solução de amido. A zona onde a membrana ficou exposta (fundo da casca do ovo) deve estar em contacto com a solução de amido.9. Colocar algumas gotas de solução de Lugol ou água iodada dentro da casca do ovo.10. Observar o que acontece. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 41
  43. 43. Química Biológica Espetacular 201213 – Nutrição e transporte de vertebradosMaterial Gobelé  Suporte para tubos de ensaio Fio  Tubos de ensaio Molas  Proveta graduada 20 mL Pompete  Pipeta graduada 5,00 mL Lamparina com álcool corado  Fósforos Mola de madeiraReagentes Tripa de porco ou membrana de diálise (fragmentos de 10 a 15 cm) Água desionizada (ℓ)  Sal duplo de tartarato de sódio e potássio (s) Clara de ovo  Sulfato de cobre pentahidratado (s) Vitamina C /ácido ascórbico (s)  Solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V) Glicose (s)  Solução de indofenol a 1% Amido (s)  Solução A e B de Licor de Fehling Cloreto de sódio (s)  Água iodada  Solução de nitrato de prataTabela 13.1 – Informações sobre indofenol.Nome IndofenolFórmula química  C12H9NO2Massa molar  199,21 g/molPictograma de perigo GHS07Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave. H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 42
  44. 44. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 13.2 – Informações sobre cloreto de sódio.Nome Cloreto de sódioFórmula química  NaCℓMassa molar  58,44 g/molTabela 13.3 – Informações sobre nitrato de prata.Nome Nitrato de prataFórmula química  AgNO3Massa molar  169,87 g/molPictograma de perigo GHS03, GHS05, GHS09Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H272 – Pode agravar incêndios; comburente. H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves. H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.Recomendações de prudência P220 – Manter/guardar afastado de roupa/matérias combustíveis. P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico. P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de resíduos.Tabela 13.4 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.Nome Sulfato de cobre pentahidratadoFórmula química  CuSO4 · 5H2OMassa molar  249,69 g/molPictograma de perigo GHS07, GHS09Palavra-sinal AtençãoAdvertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão. H315 – Provoca irritação cutânea. H319 – Provoca irritação ocular grave. H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de resíduos. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 43
  45. 45. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 13.5 – Informações sobre hidróxido de sódio.Nome Hidróxido de sódioFórmula química  NaHOMassa molar  40,00 g/molPictograma de perigo GHS05Palavra-sinal PerigoAdvertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/ protecção facial. P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar. P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS ou um médico.Tabela 13.6 – Informações sobre ácido ascórbico.Nome Ácido ascórbicoFórmula química C6H8O6Massa molar  176,12 g/molTabela 13.7 – Informações sobre glicose.Nome GlicoseFórmula química  C6H12O6Massa molar  180,16 g/molProcedimento experimentalA – Preparação da solução aquosa de nitrato de prata Usar como solvente água desionizada.B – Preparação do reagente do teste do biureto1. Medir 1,5 g de sulfato de cobre pentahidratado.2. Medir 6,0 g de tartarato duplo de sódio e potássio3. Dissolver em 500 mL de água desionizada.4. Medir 300 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V).5. Adicionar, sob agitação constante, a solução aquosa de hidróxido de sódio.6. Perfazer com água desionizada até um volume de 1 L.7. Guardar o reagente num frasco de vidro. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 44
  46. 46. Química Biológica Espetacular 2012C – Preparação de amostras para posterior identificação de substâncias1. Preparar a solução aquosa de glicose 20%.2. Preparar a solução de amido 1%.3. Preparar a solução diluída de clara de ovo (1:5).4. Preparar a solução aquosa de vitamina C 0,5%.5. Preparar a solução aquosa de cloreto de sódio 5%6. Mergulhar a tripa num gobelé com água desionizada até se tornar maleável.7. Retirar a tripa do gobelé.8. Fechar uma das extremidades a tripla.9. Introduzir no interior da tripa, cerca de 5 ml das soluções, preparadas nos pontos 1, 2, 3 e 4 e 5.10. Fechar a outra extremidade da tripa.11. Mergulhar a tripa em 250 mL água desionizada. Utilizar molas para prender as extremidades da tripa ao gobelé ou um fio para atar cada uma das extremidades da tripa.12. Identificar 5 tubos de ensaio.13. Após 5 minutos, retirar cerca de 5 mL do conteúdo do gobelé, onde se encontra mergulhada a tripa, numa zona próxima da tripa.14. Transferir para o tubo de ensaio 1.15. Após 15 minutos retirar uma nova amostra do conteúdo do gobelé.16. Transferir a amostra para o tubo de ensaio 2.17. Após 25 minutos retirar nova amostra do conteúdo do gobelé.18. Transferir para o tubo de ensaio 3.19. Após 35 minutos retirar a última amostra do conteúdo do gobelé.20. Transferir para o tubo de ensaio 4.21. Após 40 minutos retirar a última amostra do conteúdo do gobelé.22. Transferir para o tubo de ensaio 5.D – Identificação de substâncias1. Identificar as substâncias presentes em cada um dos tubos de ensaio, de acordo com a tabela 13.8. Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 45
  47. 47. Química Biológica Espetacular 2012Tabela 13.8 – Identificação de glicose, proteínas, vitamina C, amido e cloreto de sódio. Amostra Substância a identificar Teste Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto Tubo de ensaio 1 Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto Tubo de ensaio 2 Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto Tubo de ensaio 3 Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto Tubo de ensaio 4 Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto Tubo de ensaio 5 Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prataTópicos de reflexão De entre as substâncias (glicose, proteínas, vitamina C, cloreto de sódio e amido) indicar quais as que conseguiram atravessar a tripa de porco Papel do intestino delgado na digestão Função do intestino Uso da membrana de diálise Esquema representativo do intestino delgado e o sangue Processo de absorção é imediato ou não? Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 46

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