1. ARAZA
(Eugenia stipitata)
CULTIVO Y UTILIZACION
MANUAL TECNICO
La preparación y
publicación de este
documento contó con la
colaboración de:
DGIS
S ecretaría
P ro Te m pore
TRATADO Ven ezu ela
DE COOPERACION
MINISTERIO DE
AMAZONICA
COOPERACION TECNICA DEL
REINO DE LOS PAISES BAJOS
SECRETARIA PRO TEMPORE
1
2. PREFACIO DE LOS AUTORES
La fruticultura es todavía una actividad agrícola de limitada expresión económica en la
Amazonia, principalmente en el segmento de las especies frutícolas nativas.
Tradicionalmente, la mayor parte de las frutas que llegan a los mercados y ferias
locales provienen de la extracción de árboles silvestres y de pequeños huertos de baja
productividad, desprovistos en general de técnicas que posibiliten un mejor
rendimiento. En la región, los mercados municipales de dos ciudades se destacan por la
diversidad y cantidad de frutos autóctonos comercializados: Belém (Pará, Brasil) e
Iquitos (Loreto, Perú). En los demás centros urbanos de la Amazonia, la oferta de estos
productos es reducida y cuando se encuentran a la venta los precios son elevados.
Muchas veces, debido a la constancia de la oferta y buen precio, es más fácil encontrar
y adquirir frutos importados de regiones subtropicales y temperadas que de las nativas.
Entre los factores que conllevan a esta situación, podemos destacar la falta de
información sobre el manejo y aprovechamiento de las especies locales, así como la
inexistencia de infra-estructura que facilite el ingreso de los productos en el mercado
consumidor.
En este libro, se reunieron los conocimientos existentes sobre el arazá (Eugenia
stipitata), a fin de facilitar el acceso a la información de aquellos que se interesen por
esta especie. Está basado en una amplia revisión bibliográfica, con trabajos realizados
principalmente en la Amazonia peruana, y en las experiencias de campo de los autores
(datos no publicados), que a través de esta obra tienen la oportunidad de traspasarla a
las generaciones futuras.
Nos gustaría expresar nuestros más sinceros agradecimientos a todos los que, de
alguma forma, contribuyeron en la preparación de este libro y, en especial, al Dr.
Charles Roland Clement, investigador del Instituto Nacional de Pesquisas da
Amazônia (Manaus, Brasil), por la revisión del texto y por sus valiosas contribuciones
que ayudaron a mejorar la calidad de este trabajo.
2
3. PRESENTACION
Las dimensiones continentales de la Cuenca Amazónica, la exuberancia de su biodiversidad,
su baja densidad de población y las necesidades de subsistencia, se enfrentan al desenfreno de
las actividades económicas promovidas por grupos nacionales e internacionales, que han
acarreado abusos ecológicos cuyos efectos acumulados se comienzan a sentir regional y
globalmente.
En ese escenario, existe un importante número de recursos fitogenéticos disponibles, especies
con ventajas alimentarias reales desde el punto de vista nutricional o en conexión con la
seguridad alimentaria, que pueden optimizar el ingreso y el empleo a nivel local. Este es el
caso del arazá (Eugenia stipita) de restringida difusión y cultivo, pero que cuenta con un
importante conjunto de alternativas de domesticación y producción.
El arazá presenta cualidades organolépticas, nutricionales y agronómicas que lo hacen una
buena opción para el desarrollo de una fruticultura sostenible y, a su vez, una alternativa
económica dentro de la cadena agroalimentaria e industrial que se visualiza como una de las
soluciones a los problemas del desarrollo y de la utilización de los recursos de la Amazonia.
Al presentar esta obra, deseamos destacar el trabajo del Instituto Nacional de Pesquisa da
Amazônia (INPA-CPCA), Manaos, Brasil, en la recopilación y consolidación del Manual
Técnico "Arazá (Eugenia stipitata): Cultivo y Utilización". Esta obra continúa el extenso
trabajo de cooperación del Subprograma Producción Vegetal de la Oficina Regional de la FAO
para América Latina y el Caribe con la Secretaría Pro Tempore (SPT) del Tratado de
Cooperación Amazónica (TCA). La iniciativa y el financiamiento de esta actividad estuvieron
a cargo del Proyecto FAO GCP/RLA/128/NET, de apoyo a la SPT-TCA.
La Secretaría Pro Tempore y la FAO se complacen en poner este Manual Técnico a
disposición de la comunidad técnica y científica, agricultores e inversionistas privados de los
Países Parte del Tratado, como una nueva contribución al desarrollo sostenible de la
Amazonia.
Caracas, Venezuela, julio de 1999 Santiago de Chile, julio de 1999
Víctor R. Carazo Gustavo Gordillo de Anda
Embajador Subdirector General
Secretario Pro Tempore Representante Regional de la FAO
Tratado de Cooperación Amazónica para América Latina y el Caribe
3
5. INDICE
1.
2. PRESENTACION 1
3.
4. PREFACIO DE LOS AUTORES 3
5. INTRODUCCION 5
6. ASPECTOS BOTANICOS 9
2.1. Morfología 10
2.1.1. Eugenia stipitata subsp. Stipitata 10
2.1.2. Eugenia stipitata subsp. Sororia 11
2.2. Origen y distribución geográfica 14
2.3. Variabilidad genética, poblaciones y familia 16
2.4. Desarrollo vegetativo, floración y fructificación 18
2.5. Composición de los frutos 21
3. ASPECTOS ECOLOGICOS 24
3.1. Clima 25
3.2. Suelos 26
4. ASPECTOS AGRONOMICOS 28
4.1. Variedades 29
4.2. Propagación y manejo en el vivero 30
4.2.1. Propagación por semillas 31
4.2.1.1. Procesamiento de las semillas 31
4.2.1.2. Almacenamiento de las semillas 35
4.2.1.3. Tratamientos pre-germinativos 35
4.2.1.4. Siembra 36
4.2.1.5. Repicado 36
4.2.2. Propagación asexuada 37
4.2.3. Instalaciones y manejo del vivero 37
4.3. Preparación del terreno y transplante 39
4.4. Densidad de la plantación 40
4.5. Cultivo consorciado 40
4.6. Manejo de la plantación 42
4.6.1. Fertilización 42
4.6.2. Limpieza del área 44
4.6.3. Poda 44
4.7. Plagas, enfermedades y daños fisiológicos 47
4.7.1. Plagas 47
4.7.2. Enfermedades 54
4.7.3. Daños fisiológicos 55
5
6. 4.8. Rendimiento 56
4.9. Costos de producción 57
5. COSECHA, TRANSPORTE Y CONSERVACION DE LOS FRUTOS 58
5.1. Epoca y métodos de cosecha 59
5.2. Embalaje, transporte y conservación de los frutos 61
6. USOS Y PERSPECTIVAS 63
6.1. Formas de uso 64
6.2. Mercado actual y potencial 64
7. INDUSTRIALIZACION 66
7.1. Descripción de los procesos de obtención de la
pulpa y otros productos 67
7.1.1. Procesos de elaboración de la pulpa 67
7.1.2. Procesos de obtención del néctar 73
7.1.2.1. Preparación artesanal de néctar de arazá 73
7.1.2.2. Preparación industrial del néctar de arazá 75
7.1.3. Proceso de la obtención de la jalea de arazá 75
7.1.4. Procesos de obtención de dulce 76
7.1.4.1. Preparación artesanal del dulce de arazá 76
7.1.4.2. Preparación industrial del dulce de arazá 78
7.1.5. Procesos de obtención de frutos deshidratados 79
7.1.5.1. Proceso de obtención de la pasa de arazá 79
7.1.5.2. Proceso de obtención del arazá glaceado 79
7.2. Unidad de Procesamiento de Frutos para la obtención de pulpa 81
7.2.1. Necesidades de personal 81
7.2.2. Maquinaria y equipos 81
7.2.3. Instalaciones 82
8. SUSTENTABILIDAD DEL CULTIVO 83
9. LITERATURA CONSULTADA 85
6
8. En la Amazonia existe una enorme variedad de especies frutícolas nativas de gran
potencial que, si se explotan racionalmente, podrían contribuir al desarrollo local
(Clement & Arkcoll, 1979; Cavalcante, 1991). Entre las frutícolas regionales, el arazá
(Eugenia stipitata) despierta cierto interés por las cualidades organolépticas del fruto y
por el índice de producción de la planta.
Su fruto suculento posee un aroma y sabor agradable, pudiendo ser consumido en
forma de refresco, dulce, néctar, jalea, licor, yoghurt, etc. (Calzada, 1980; Picon, 1989;
Araújo & Ribeiro, 1996; Andrade et al., 1997). Otra forma de aprovechamiento para la
industria de procesamiento de frutas es por medio de la deshidratación (Villachica et
al., 1996; Flores, 1997). En función del aroma, sabor y, principalmente del alto
rendimiento en pulpa, Villachica et al. (1996) lo consideran ideal para componer jugos
con otras frutas. Además de esto, debido al aroma distinto que el fruto presenta, Swift
& Prentice (1983), Clement (1990) e Villachica et al. (1996) relatan la posibilidad de
su utilización en la industria de perfumes.
El arazá es una especie adaptada a suelos de baja fertilidad, así como a las variaciones
climáticas del trópico húmedo amazónico. En función de la precocidad, frecuencia y
gran volumen de producción de la planta, asociados al sabor característico y agradable
de la pulpa del fruto, el arazá destaca como una de las especies nativas de la Amazonia
de gran potencial, con perspectivas al desarrollo agroindustrial (Gentil & Clement,
1997). La planta produce durante prácticamente el año entero (Pinedo et al., 1981;
Falcão et al., 1988) y con esto, dependiendo del manejo de la plantación, se vislumbra
la posibilidad de generar trabajo y renta continuamente en el campo, sin el problema de
estacionalidad, común en diversos cultivos.
A pesar de las posibilidades de buenos negocios que presenta, el arazá todavía se
caracteriza como una planta de pequeños huertos, poco plantada comercialmente, lo
que restringe la oferta de frutos y productos. Fuera de los ya citados, existen otros
factores que también han limitado el desarrollo de esta especie como cultivo, pudiendo
destacarse el desconocimiento sobre el aprovechamiento de los frutos y el manejo más
adecuado de la planta en el campo.
Damos crédito que el arazá posee un potencial cualitativo y productivo que puede
transformarse en un agronegocio rentable en algunas zonas de la Amazonia y de los
trópicos húmedos americanos y mundiales, sin embargo, la oportunidad de desarrollar
una empresa deberá ser evaluada con cuidado y siempre en base a un análisis de
mercado. La información contenida en este libro es el estado del arte sobre el cultivo,
pero es evidente que existen lagunas que deben ser evaluadas por los productores y
empresarios antes de iniciar un proyecto. En este punto, el sector privado también tiene
el papel de apoyar e incentivar las instituciones de investigación y enseñanza para
completar estas lagunas, dando respuestas directas al sector productivo. Esta deseada
asociación ciertamente generará la información necesaria para viabilizar el arazá como
un cultivo rentable en la Amazonia.
8
10. 2.1 Morfología
La especie Eugenia stipitata fue clasificada en 1956 por R. McVaugh, quien tuvo algunas dudas
en cuanto a la posición sistemática de la especie dentro del género. En base a las
características de dos diferentes sub-categorías, el ovario tetralocular y la disposición alineada
de los óvulos en cada lóculo, sugerían la sub-categoría Pimentinae. Considerando que las
semillas poseían una estructura eugenoide, sin embargo, eran relativamente más numerosas
de lo que comúnmente se encuentra en la sub-categoría Eugeniinae. La clasificación botánica
establecida fue la siguiente: Reino Plantae; División Magnoliophyta (Angiospermae); Clase
Magnoliopsida (Dicotyledoneae); Subclase Rosidae (Archichlamydeae); Orden Myrtales
(Myrtiflorae); Familia Myrtaceae; Género Eugenia; Especie E. stipitata.
Al hacer la clasificación, McVaugh (1956) verificó también la existencia de dos poblaciones de
Eugenia stipitata que se podrían describir como especies independientes, en caso de estar
aisladas geográficamente. Estas poblaciones distintas, que presentaban muchas características
cualitativas en común, se consideraron entonces como subespecies: Eugenia stipitata subsp.
stipitata e E. stipitata subsp. sororia.
2.1.1. Eugenia stipitata subsp. stipitata
Es un árbol de 12-15 m de altura y follaje disperso. La floración y las ramas nuevas presentan
abundante pubosidad, distribuida uniformemente, la cara inferior de las hojas presenta pelos
duros de 0,5 mm de largo (McVaugh, 1958; Villachica et al., 1996).
La hoja es simple, entera, opuesta, subsesil y peninervada; la lámina es ovalada o elíptica, mide entre
3,5-9,5 cm de ancho y 8-18 cm de largo; el pecíolo mide 3 mm de largo; la base es atenuada, obtusa o
subcordada; el ápice es acuminado; las dos caras poseen glándulas; los 6-10 pares de nervaduras
secundarias son evidentes en las dos caras (McVaugh, 1958).
La floración es un pequeño racimo axilar, que contiene 1-10 flores pediceladas, pero sin flor terminal; la
flor es diperiantada, heteroclamídea, hermafrodita y polistémone; el pedúnculo mide de 10-20 mm de
largo, presentando dos bracteólas lineales de 1-2 mm de largo en la parte media o debajo; el disco es
cuadrangular, piloso, mide 4 mm de ancho; los sépalos son redondeados, miden de 4-6 mm de ancho y
4-5 mm de largo; los pétalos son ovalados, blancos, miden 4 mm de ancho y 10 mm de largo; el número
de estambres es de 100-150; el gineceo es tetracarpelar y sincárpico; el estilete es glabro de 7-8,5 mm de
largo; el ovario es inferior, tetralocular, con 5-8 óvulos anátropos en cada lóculo, organizados en dos
hileras verticales; la placentación es axial (McVaugh, 1956; 1958; Quevedo, 1995).
El fruto es una baya esférica achatada, que mide 3-5 cm de largo y 4-7 cm de diámetro, pesa
entre 20-50 g; el epicarpio es áspero y pubescente; la pulpa es poco aromática y ácida. Las
semillas son numerosas (Pinedo et al., 1981; Clement, 1989; Villachica et al., 1996).
10
11. 2.1.2. Eugenia stipitata subsp. sororia
Es un arbusto o árbol pequeño de 1,5-5 m de altura, follaje denso y copa redondeada (Foto
1). Las ramas y hojas nuevas son rojizas (Foto 2), en tanto que las ramas maduras y el resto
del tronco presentan cáscara exfoliante de color pardo a pardo-violeáceo. Por no poseer
dominancia apical presenta ramificaciones abundantes, a partir de los 10-30 cm del suelo. Las
inflorescencias y las ramas nuevas presentan pelos de 0,3 mm de largo; las hojas nuevas
poseen pelos duros, marrón-pardos, de 0,1 mm de largo, principalmente en las nervaduras,
que se van perdiendo con la edad. Las ramas maduras son glabras, lisas y presentan sección
circular (McVaugh, 1956; 1958; Cavalcante, 1991; Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Chávez
& Clement, 1984; FAO, 1987; Falcão et al., 1988; Villachica et al., 1996; Demattê, 1997).
Foto 1. Planta de Eugenia stipitata subsp. sororia.
11
12. La hoja es simple, entera, opuesta, subsésil y peninervada (Foto 2); la lámina es flácida,
elíptica o elíptico-ovalada, mide entre 2,5-4,5 cm de ancho y 6,5-13 cm de largo; el pecíolo
mide 3-5 mm de largo y 1 mm de espesor; la base es cuneiforme, obtusa o, frecuentemente,
subcordada; el ápice es acuminado y, esporádicamente, agudo o falciforme; los 6-10 pares de
nervaduras secundarias son evidentes en la cara superior, prominentes en la cara inferior; la
cara superior es de color verde obscuro y la inferior verde claro (McVaugh, 1956; 1958;
Cavalcante, 1991; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; FAO, 1987).
Foto 2. Rama con hojas de Eugenia stipitata subsp. sororia.
La inflorescencia es un pequeño racimo axilar, que contiene 1-10 flores pediceladas (Foto 3), pero sin
flor terminal; la flor es diperiantada, heteroclamídea, hermafrodita y polistémone; el pedicelo mide de
10-20 mm de largo, presentando dos bracteolas lineales de 1-2 mm de largo, que se localizan a 3-5 mm
debajo del punto de inserción de los sépalos; el disco es cuadrangular, piloso, mide 3 mm de diámetro;
los sépalos son redondeados, verde-amarillentos, en un número de cuatro, marcescentes, miden 3 mm de
ancho y 2,5-3,5 mm de largo; los pétalos son ovalados o conchiformes, blancos, en un número de
cuatro, caducos, miden 4 mm de ancho y 7 mm de largo; tiene 75 estambres, miden 6 mm de largo; las
anteras miden 0,6 mm de largo; el gineceo es tetracarpelar y sincárpico; el estilete mide 5-8 mm de
largo y presenta pilosidad en la base; el ovario es inferior, tetralocular, con 5-8 óvulos anátropos en cada
lóculo, organizados en dos hileras verticales; la placentación es axial (McVaugh, 1956; 1958;
Cavalcante, 1991; Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; Falcão et al., 1988;
Quevedo, 1995).
12
13. Foto 3. Rama con inflorescencias de Eugenia stipitata subsp. sororia.
El fruto es una baya globosa-cóncava o esférica (Foto 4), mide de 2-12 cm de largo y 1,5-15
cm de diámetro, pesa alrededor de 30-420 g, pudiendo llegar a 800 g; el
Foto 4. Rama con frutos de Eugenia stipitata subsp. sororia.
13
14. epicarpio es delgado (menos de 1 mm de espesor), presenta pubescencia fina y color verde-claro, que se
torna amarillento o anaranjado en la madurez; el mesocarpio o pulpa es espesa (1 a 4 cm), jugosa,
amarillenta, aromática y agridulce (McVaugh, 1956; Cavalcante, 1991; Chávez & Clement, 1984; FAO,
1987; Falcão et al., 1988).
El número de semillas es de 3 a 22, ocupando la cavidad interior del fruto de 1 a 6 cm de diámetro. Son
monoembriónicas, exalbuminosas, reniformes u oblongas, levemente comprimidas lateralmente (Foto
5), con un ancho de 0,3-1,5 cm, largo de 0,3-2,5 cm y peso de 0,1-4,3 g; el tegumento es delgado,
coriáceo, maleable, permeable y absorbente, su coloración externa es marrón-obscura; los cotiledones
están parcialmente fusionados lateralmente, constituye un embrión pseudomonocotiledonar; el embrión,
sin eje diferenciado, presenta una zona meristemática, a partir de la cual se desarrollará la raíz primaria
y el epicótilo (McVaugh, 1956; 1958; Cavalcante, 1991; Chávez & Clement, 1984; Ferreira, 1992;
Villachica et al., 1996; Anjos, 1998).
Foto 5. Semillas de Eugenia stipitata subsp. sororia.
Las diferencias entre las subespecies consisten en: hábito de crecimiento (la subsp. stipitata es más alta,
posee dominancia apical, copa menos densa y follaje menos abundante), número de estambres (la subsp.
stipitata cuenta con 75 vs la subsp. sororia que tiene entre 100 a 150), tamaño del fruto (la subsp.
stipitata con frutos que pesan de 20 a 50 g, vs la subsp. sororia con frutos que pesan entre 30 a 420 g,
raramente alcanzan los 800 g) y sistema reproductor (stipitata con semillas pequeñas y numerosas vs
sororia con semillas más grandes y en menor cantidad). Se supone que la subespecie sororia es más
productiva, teniendo en cuenta que posee un follaje más abundante y reparte menos fotoasimilados con
su estructura leñosa, permitiendo así movilizar más los frutos. Todas estas diferencias son similares a las
que se producen en otras especies que también han sido seleccionadas y propagadas por el hombre, o
sea, que entraron en el proceso de domesticación.
2.2 Origen y distribución geográfica
El sudoeste de la Amazonia es la región de mayor diversidad genética de Eugenia
stipitata, siendo considerada como el probable centro de origen de la especie. Abarca
14
15. el Estado de Acre (Brasil) y el Departamento de Loreto (Perú), donde se ha verificado
la existencia de grandes poblaciones espontáneas en el valle del río Ucayali (Pinedo et
al., 1981; Chávez, 1988).
En estado silvestre, la especie se encuentra solamente en la Amazonia Occidental (Figura 2.1).
Se registró la presencia de la subespecie stipitata en el municipio de Humaitá (Estado de
Amazonas, Brasil) y en el río Itaya (Departamento de Loreto, Perú). La subespecie sororia fue
encontrada en el alto río Huallaga (Departamento de San Martín, Perú), en la confluencia de
los ríos Beni y Madre de Dios (Departamento de Beni, Bolivia), Villavicencio (Departamento de
Meta, Colombia) y en el río Envira (Estado de Amazonas, Brasil) (McVaugh, 1956;1958).
Figura 2.1. Áreas de ocurrencia de Eugenia stipitata subsp. stipitata (1), subsp.
sororia (2) y raza (3) (Clement, 1989).
Los amerindios semi-domesticaron y mejoraron muchas especies vegetales en la Amazonia,
dentro de las cuales posiblemente se encuentre la Eugenia stipitata (Clement, 1983 e 1989).
La selección inicial se realizó probablemente en algún lugar del área de ocurrencia de la
subespecie stipitata, y a partir de ejemplares semi-domesticados se difundieron a otras zonas
de la Amazonia Occidental (Chávez & Clement, 1984; Cavalcante, 1991).
De acuerdo a Clement (1990) y Clement & Silva Filho (1994), la subespecie stipitata no fue
domesticada y podría ser el ancestro de la subespecie semi-domesticada sororia. Algunas de
las características morfológicas y fenológicas sugieren que hubo algún grado de domesticación
(Tabla 2.1), buscando posiblemente: a) obtener frutos más aromáticos y menos ácidos; b)
facilitar la cosecha de los frutos, por la reducción del tamaño de la planta y eliminación de la
pilosidad de las hojas; c) aumentar el rendimiento de la planta, a través del aumento del
tamaño, peso y rendimiento en pulpa de los frutos y disminución del tiempo de inicio de la
fase productiva. Consecuentemente, otras características relacionadas con la reproducción de
las especies sufrieron también modificaciones, como ser la disminución del tamaño de las
flores y del número de estambres. En todo caso, esto aún no ha sido investigado
suficientemente como para confirmar la suposición de domesticación (Chávez & Clement,
1984).
15
16. Tabla 2.1. Diferencias morfológicas y fenológica existentes entre las dos
subespecies de Eugenia stipitata.
Característica Subespecie
Stipitata sororia
Altura de la planta (m) 12-15 1.5-5
Follaje Disperso Dens
Tamaño de las hojas (cm) 8-18 x 3.5-9.5 6.5-13 x 2.5-4.5
Nervaduras laterales en la cara superior de Conspicuas Raramente evidentes
las hojas
Pilosidad en la cara inferior de las hojas Presente Ausente
Tamaño de las flores Mayores Menores
Número de estambres 100-150 75
Pilosidad en la base del estilete Ausente Presente
Pilosidad del epicarpio Pubescente Poco pubescente
Superficie del epicarpio Áspera Lisa
Aroma del fruto Débil Fuerte
Sabor del fruto Ácido Agridulce
Tamaño de los frutos (cm) 3-5 x 4-7 2-12 x 1.5-15
Peso de los frutos (g) 20-50 30-800
Rendimiento en pulpa (%) 20-40 40-90
Inicio de la fase productiva (años) 5 2
Fuentes: (McVaugh, 1956 e 1958); Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; FAO, 1987;
Falcão et al., 1988; Clement, 1989; Ferreira, 1992; Quevedo & Zuluaga, 1995; Villachica et al., 1996; Demattê,
1997).
La subespecie sororia ha sido más difundida que la subespecie stipitata, siendo cultivada
desde hace mucho tiempo en el Perú, Brasil, Ecuador, Colombia, Bolivia y, recientemente, en
Costa Rica (Chávez & Clement, 1984; Kanten, 1994). El cultivo de la subespecie stipitata
permanece restringida al Perú (Charles Peters - NYBG, com. pes., 1988). La subespecie sororia
se cultiva en el Perú, en los Departamentos de Loreto y Ucayali; en Brasil, en los municipios de
Benjamin Constant, Fonte Boa, Tefé, Manaus y Belém (Chávez & Clement, 1984); en el
Ecuador, en El Charqui; en Colombia, en los Departamentos de Caquetá, Guaviare, Amazonas,
Meta, Cundinamarca, Antioquia y Putumayo; en Bolivia, en el Departamento de Beni
(Quevedo, 1995).La mayor parte de los cultivos se realiza en huertos domésticos, pero existen
pequeñas plantaciones a escala comercial en Perú y en Ecuador (Gentil & Clement, 1997).
2.3 Variabilidad genética, poblaciones y raza
La diversidad genética de Eugenia stipitata está confirmada por la colección de germoplasma
existente en la Amazonia peruana (Villachica et al., 1996). Giacometti & Lleras (1992)
sugieren que, debido al hecho de que la planta es alógama facultativa, existe un alto grado de
heterocigosis en Eugenia stipitata, lo que podría esperarse para la mayoría de las especies de
la región. Clement (1989) relata de la existencia de una raza en la Amazonia Occidental, que
se presenta en la región del alto río Solimões, dentro del área de distribución geográfica de la
subespecie sororia (Figura 2.1).
La especie Eugenia stipitata se encuentra amenazada de erosión genética en muchas áreas de
la Amazonia, en donde el proceso de colonización es intenso (Clement et al., 1982). Para
reducir la pérdida del valioso material genético, Chávez & Clement (1984) sugiere la formación
de colecciones que representen una parte razonable de la diversidad genética de las dos
16
17. subespecies. Sin embargo, las colecciones de germoplasma existentes actualmente en el
mundo son pocas y pequeñas (Tabla 2.2).
Tabla 2.2. Situación actual de las colecciones de germoplasma de Eugenia stipitata en diferentes instituciones.
Institución Ciudad, País Número de
accesos
Instituto Nacional de Investigación Agraria Iquitos, Perú 20
Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza Turrialba, C. Rica 2
Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia Manaos, Brasil 9
Embrapa – CPATU Belém, Brasil 1
Universidade Estadual Paulista – FCAV Jaboticabal, Brasil 1
Fuente: (Clement et al., 1982; Bettencourt et al., 1992; M. H. Pinedo P. - INIA, com. pes.,
1993).
En la Amazonia peruana, la colección de germoplasma realizada por el Instituto Nacional de
Investigación Agraria – INIA se está perdiendo lentamente (Villachica et al., 1996), pero se
tiene el registro de las áreas en donde pueden encontrarse poblaciones silvestres y
domesticadas (Bello, 1989). Existen colecciones parciales en algunas estaciones
experimentales del INIA, pero ellas están compuestas principalmente de germoplasma
domesticado (Villachica et al., 1996).
En Brasil, la colección de germoplasma del Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia –
INPA, se constituyó a partir de material originario del INIA (Perú), en tanto que la colección de
la Universidade Estadual Paulista – UNESP se formó con material proveniente del INPA.
Las colecciones de germoplasma de Costa Rica, Ecuador y Colombia sólo tienen pocos accesos
(Bettencourt et al., 1992; Gentil & Clement, 1997), siendo que en este último país la colección
se estableció a partir de semillas provenientes del INIA (Perú) e INPA (Brasil).
Teniendo en cuenta la precocidad de la especie, Villachica et al. (1996) encuentran que el
mejoramiento de la especie puede tener resultados en plazos relativamente cortos. Ellos
sugieren que se debería enfocar la selección a clones tolerantes a las principales plagas,
especialmente mosca de la fruta, y con características específicas para la industria, mayor
contenido de aceites esenciales, mayor contenido de azúcar, etc.
17
18. Foto 6. Plántula de Eugenia stipitata subsp. sororia, a
los dos meses de la emergencia del epicótilo.
2.4 Desarrollo vegetativo, floración y fructificación
La germinación de las semillas de Eugenia stipitata subsp. sororia es lenta y no uniforme. Un
lote de semillas puede demorar de uno y medio a tres meses en iniciar la germinación y de
seis a nueve meses en terminar el proceso, con un porcentaje final del 80 al 90% (Chávez &
Clement, 1984). La germinación es hipogea y criptocotiledonar (Flores & Rivera, 1989),
inicialmente se produce una expansión en la zona meristemática, formando una pequeña
protuberancia en la semilla. En seguida, se produce el rompimiento del tegumento y desarrollo
acentuado de la raíz primaria (Anjos, 1998), indicando un posible dormimiento de la yema
apical (Ferreira, 1989). Posteriormente surge el epicótilo, a partir de la misma protuberancia
(Anjos, 1998). A los dos o tres meses de la emergencia del epicótilo (Foto 6), las plantas
presentan cerca de 7-16 cm de altura y 6-22 hojas (Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement,
1984; Anjos, 1998).
18
19. El desarrollo inicial de las plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia es lento. A los
ocho/doce meses de edad, las plantas alcanzan alrededor de los 25 cm de altura
(Chávez & Clement, 1984), y a los dieciocho meses de edad (doce meses de plantados
en el lugar definitivo) presentan 25-75 cm de altura y 25-100 cm de diámetro de copa
(Pinedo et al., 1981). A continuación, el crecimiento se acelera sensiblemente, pero
con mucha variación entre individuos (Chávez & Clement, 1984). Alfaia et al. (1988
b) compararon el desarrollo vegetativo de plantas en Manaos (Brasil), entre el segundo
y quinto año de plantados en el lugar definitivo (Tabla 2.3). Los valores de crecimiento
obtenidos en el quinto año por los referidos autores, se situaron en las mismas franjas
de valores de altura de la planta (2,2-2,9 m) y diámetro de la copa (2,6-3,2 m) descritos
por Pinedo et al. (1981), en una evaluación realizada en Iquitos (Perú).
Tabla 2.3. Crecimiento medio de plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia, en Manaos, Brasil.
Característica Años después de la plantación en el lugar definitivo
2 3 4 5
Altura de la planta (m) 1.1 1.4 1.8 2.1
Diámetro de la copa (m) 1.3 1.9 2.2 2.3
Diámetro del tronco (cm) 4.5 5.8 6.4 7.5
Fuente: (adaptado de Alfaia et al., 1988b).
Las informaciones sobre la estabilización del crecimiento de la planta de Eugenia
stipitata subsp. sororia hasta el momento, son contradictorias. Pinedo et al. (1981)
afirman que ello ocurre aproximadamente a los cinco años de plantados en el lugar
definitivo, pero Alfaia et al. (1988b) confirman que a esta edad aún se produce un
crecimiento de las plantas. De cualquier manera, las plantas adultas presentan tamaño
variable, con alturas de 1,5 a 5 m y diámetro de copa de 2,5 a 5 m (Pinedo et al., 1981;
Chávez & Clement, 1984; Demattê, 1997).
La floración se inicia a los 24-36 meses de edad, o sea, a los 12-24 meses de plantados
en el lugar definitivo (Calzada, 1985; Chávez, 1988). La diferenciación de las yemas
florales es probablemente estimulada por las lluvias, que se presentan entre uno a dos
meses antes que los botones florales sean visibles (Falcão et al., 1988). De este modo,
en las localidades con menores períodos secos, como en Iquitos (Perú), la floración
ocurre durante todo el año, con ciclos cada dos meses, siendo mínima a comienzos del
invierno (junio) y máxima a comienzos de la primavera (septiembre) (Pinedo et al.,
1981). En Manaos, Brasil, la floración máxima ocurre en el período lluvioso, entre
noviembre y junio (FAO, 1987; Falcão et al., 1988).
Los botones florales se desarrollan rápidamente. El período que va desde su aparición
hasta la florescencia es de aproximadamente 15 a 20 días (Falcão et al., 1988;
Villachica et al., 1996). Las flores abren al amanecer, entre las 4:00 y 9:00 horas, pero
apenas el 25 % de las flores emitidas forman frutos que llegan a la madurez. Las flores
fecundadas pierden los pétalos y luego se marchitan, a partir del tercer día; las no
fecundadas caen a partir del segundo día (Falcão et al., 1988).
De acuerdo a Falcão et al. (1988), la tasa de autopolinización natural es baja, alrededor
del 2 %. Los autores consideraron al arazá como una especie alógama, sugiriendo que
19
20. a polinización es efectuada por abejas, como Apis mellifera, Eulaema bombiformis, E.
mocsaru, Megalopta sp., Melipona lateralis y M. pseudocentris. Sousa et al. (1995)
verificaron también que las abejas de la familia Apidae fueron las que se encontraron
con más frecuencia en plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia, sugiriendo con ello
que estos insectos desempeñan un papel importante en el mecanismo de polinización
de la especie.
La fructificación ocurre prácticamente durante el año entero, con períodos de
producción moderada seguidos de períodos de menor producción, siendo más intensa
en la época lluviosa (Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Falcão et al., 1988). En
Iquitos (Perú), la cosecha se realiza cada dos meses, siendo mínima en invierno (julio)
y máxima entre los meses de octubre y abril (Calzada, 1980; 1985; Pinedo et al.,
1981). En Manaos (Brasil), se realiza cada tres meses, llegando al grado máximo de
producción entre los meses de noviembre y junio (FAO, 1987; Chávez, 1988; Falcão
et al., 1988).
El período entre la fecundación del óvulo y la maduración del fruto de Eugenia
stipitata subsp. sororia es de aproximadamente 60-80 días (Galvis & Hernández,
1993a; Kanten, 1994). El fruto aumenta rápidamente de peso fresco y seco, largo y
diámetro durante los primeros 32 días de desarrollo y más lentamente a partir de los 32
días, a excepción del peso seco que tiene un aumento positivo entre los 60 y 80 días
(Tabla 2.4) (Galvis & Hernández, 1993a). Los frutos maduros presentan una variación
en el peso fresco, largo y diámetro, debido a factores genéticos y ambientales, entre los
cuales se puede destacar la fertilidad y la humedad del suelo (Ferreira, 1992).
La firmeza presenta una disminución constante durante el desarrollo del fruto,
variando de 8,1 kg/cm2 (a los 32 días) hasta 4,7 kg/cm2 (a los 80 días), como
consecuencia de la hidrólisis de las substancias pépticas que aseguran las uniones entre
las paredes celulares y, con ello, mantienen la cohesión de las células (Galvis &
Hernández, 1993a). De este modo, los frutos maduros se dañan fácilmente por la
manipulación, lo que dificulta la cosecha, acondicionamiento y transporte de los
mismos.
Tabla 2.4. Modificaciones en el peso fresco, peso seco, largo y diámetro, durante
el desarrollo del fruto de Eugenia stipitata subsp. Sororia.
Edad Peso fresco Peso seco Largo Diámetro Firmeza
(días) (g) (g) (cm) (cm) (kg/cm)
8 0,6 0,33 0,8 1,0 -
16 1,9 0,44 1,3 1,5 -
24 4,3 0,64 1,8 2,0 -
32 24,6 3,44 3,5 4,0 8,06
40 48,5 5,10 4,0 4,9 7,04
48 54,5 7,30 5,1 5,0 6,31
60 93,8 11,18 5,7 6,1 6,38
72 157,9 19,80 6,6 7,0 5,50
80 204,5 45,98 7,3 8,3 4,67
Fuente: Galvis & Hernández, 1993a.
20
21. El cambio de coloración puede notarse a partir de 48 días del desarrollo del fruto,
pasando de un color verde intenso a verde claro, pero se acentúa a partir de los 60 días
y termina con el amarillamiento total del fruto, al cabo de 80 días (Foto 7). El cambio
de coloración, que está asociada a la degradación de la clorofila y síntesis de otros
pigmentos, como los carotenos, y un indicador del inicio de la maduración del fruto,
juntamente con el aumento del peso seco a partir de los 60 días de desarrollo (Galvis &
Hernández, 1993a).
Foto 7. Frutos de Eugenia stipitata subsp. sororia en diferentes estados de maduración.
Después de la fructificación se produce la caída de las hojas más viejas. La aparición
de las hojas nuevas (Foto 2) acontece cuando la planta tiene un número mínimo de
frutos, lo que sugiere que la distribución de fotoasimilados favorece tanto el
crecimiento vegetativo como desarrollo reproductivo (Falcão et al., 1988).
2.5 Composición de los frutos
El fruto maduro de Eugenia stipitata subsp. sororia ejerce gran atracción sobre el
consumidor, debido al alto rendimiento en pulpa, y representa una fuente potencial de
materia prima para la agroindustria. La pulpa constituye la parte carnosa y comestible
del fruto. La relación entre pulpa y residuos (cáscara y semillas), en peso, es una
característica importante para la agroindustria, ya que una elevada relación pulpa/
residuos implica un mayor rendimiento en el procesamiento agroindustrial, teniendo
en cuenta la elaboración de productos provenientes del despulpamiento del fruto.
Durante su desarrollo, ocurre un aumento constante de los porcentajes de pulpa y
semillas, con una diminución del porcentaje de cáscara, a partir de los 32 días (Tabla
21
22. 2.5). Al final del período, hay una gran diferencia entre los porcentajes de pulpa,
semillas y cáscara (Galvis & Hernández, 1993a); sin embargo, el rendimiento en pulpa
del fruto maduro varía según la planta, condiciones edafoclimáticas del lugar de
cultivo, tratamientos del cultivo y fitosanitarios, además de las condiciones de cosecha
y manejo pos-cosecha (Tabla 2.6).
Tabla 2.5. Cambio en los porcentajes de rendimiento de pulpa, cáscara y semillas
durante el desarrollo del fruto de Eugenia stipitata subsp. Sororia.
Componente Desarrollo de los frutos (días)
(%) 32 40 48 60 72 80
Pulpa 42 51 54 59 66 70
Cáscara 22 17 16 14 11 11
Semilla 19 20 20 21 24 25
Fuente: Galvis & Hernández, 1993 a.
Tabla 2.6. Composición física y rendimiento en pulpa del fruto maduro de Eugenia stipitata subsp.
sororia.
Pinedo et al. Andrade et al. Ferreira Donadio
(1981)1 (1989)2 (1989)2 (1997)3
Peso del fruto (g) 159.5 158.9 161.5 126.2
Peso de las semillas (g) 37.2 13.3 33.6 42.2
Peso de la cáscara (g) 12.3 9.4 25.6 22.7
Peso de la pulpa (g) 110.0 136.2 102.3 61.3
Rendimiento en pulpa 69 86 63 49
(%)
(1) Iquitos, Peru; (2) Manaus, Brasil; (3) Jaboticabal, Brasil.
La pulpa del fruto presenta excelentes propiedades organolépticas, que le confieren un sabor y aroma
característicos. Además, tiene un alto contenido de agua, proteína, carbohidratos y fibras, y un
considerable contenido de vitaminas y sales minerales (Tabla 2.7), destacándose los elevados
contenidos de nitrógeno y potasio. El elevado contenido de agua del fruto favorece la elaboración de
jugos (Andrade et al., 1989), pero causa el debilitamiento del mesocarpio y epicarpio, dejándolo más
sujeto al deterioro.
La cantidad de vitamina A en 100 g de pulpa, según Aguiar (1983), puede suplir las necesidades diarias
de una persona adulta. La cantidad de vitamina C no es constante en la pulpa de los frutos (Tabla 2.7) y
depende de la planta, condiciones edafoclimáticas predominantes en el ciclo del cultivo, manejo del
cultivo y estado de maduración de los frutos. En Manaos, Brasil, frutos en estado de maduración
comercial contenían 101,1 mg de vitamina C por 100 g de pulpa (Andrade et al., 1989).
Tabla 2.7. Composición química y nutricional en 100 g de pulpa del fruto maduro de Eugenia
stipitata subsp. sororia, según diferentes autores.
Componente Pinedo et al. Aguiar Pezo & Pezo Andrade et al.
(1981) (1983) (1984) (1989)
Agua (g) 90,0 90,0 94,3 93,7
Proteína (g) 1,0 0,6 0,6 -
Extracto etéreo (g) 0,3 0,2 0,03 -
Carbohidratos (g) 7,0 8,9 4,6 -
Fibra (g) 0,6 - 0,4 -
Ceniza (g) - 0,3 0,1 -
Nitrógeno (mg) 152,7 - - -
Fósforo (mg) 9,0 - - -
Potasio (mg) 215,3 - - -
22
25. 3.1. Clima
La planicie amazónica peruana, también conocida como Selva Baja, es la región de
mayor densidad del arazá silvestre, considerándose por ello como el hábitat natural de
la especie. La mayor parte de su superficie se encuentra debajo de los 350-400 m de
altura, pero existen áreas que poseen cotas de hasta 600-650 m. La temperatura media
anual es de 25-28°C y el total pluviométrico anual varía de 1700 a 3200 mm (Pinedo
et al., 1981). El arazá, por lo tanto, es una especie de clima tropical, adaptada a las
zonas calientes y húmedas, sin embargo, se ha adaptado en diversas regiones de Brasil,
como en Jaboticabal (São Paulo), con un total pluviométrico anual de 1431 mm,
temperatura media de 22 ºC, altitud de 575 m y localización aproximada de 48º E y
21º S (Donadio, 1997).
El clima es probablemente el factor más importante para el cultivo del arazá. La planta
se desarrolla adecuadamente en áreas con temperatura media mensual mínima de
18°C y máxima de 30°C, a partir de la desaparición de las heladas (Villachica et al.,
1996). La influencia de la temperatura en su desarrollo no se ha estudiado aún
detalladamente, pero se ha observado que la floración es mínima en el mes de menor
temperatura media en la Amazonia peruana (Pinedo et al., 1981).
En relación a la pluviosidad, Flores (1997) menciona un nivel mínimo tolerable de 936
mm/año, pero la franja adecuada para un buen desarrollo de la planta se sitúa entre los
1500 y 4000 mm/año (Villachica et al., 1996). A pesar de resistir períodos de 3-4
meses de sequía moderada (Calzada, 1980), se ha verificado también que la floración y
fructificación son mínimas en la época de menor pluviosidad y máximas en la época
de mayor pluviosidad en la Amazonia Continental (Pinedo et al., 1981; Chavéz, 1988;
Falcão et al., 1988). La diferenciación de las yemas florales es posiblemente
estimulada por las lluvias, que ocurren entre uno y dos meses antes que los botones
florales sean visibles (Falcão et al., 1988).
En Manaos (Brasil), donde el total pluviométrico anual es de aproximadamente 2500
mm, la cosecha se realiza cada tres meses, y la floración y fructificación máxima
ocurren en el período lluvioso, entre noviembre y junio (FAO, 1987; Chavéz, 1988;
Falcão et al., 1988). En Iquitos (Perú), donde el total pluviométrico anual se encuentra
alrededor de los 2900 mm, la floración y fructificación ocurren prácticamente durante
todo el año, con cosechas cada dos meses (Calzada, 1980; 1985; Pinedo et al., 1981).
Es probable que la diferencia entre las dos localidades, en cuanto a intensidad de
floración y fructificación durante el año y, consecuentemente, al número de
cosechas/año, esté relacionada con la mayor o menor diferencia en la distribución de
las lluvias entre el período lluvioso y el de sequía. En Manaos (Brasil), el total
pluviométrico mensual en el período de sequía queda bajo los 100 mm, en tanto que en
Iquitos (Perú) permanece generalmente sobre este valor. Sin embargo, hasta el
momento, se desconocen las necesidades hídricas del cultivo.
El arazá es una especie que se desarrolla normalmente en lugares cuya duración del día
sea inferior a 12 horas (Quevedo, 1995). Durante la formación de la plántula, el
ambiente debe presentar un 25 a 50% de luminosidad hasta pocos meses antes del
transplante, cuando debe aumentarse gradualmente hasta alcanzar el 100%. En el
25
26. campo, la luminosidad ejerce influencia tanto en el desarrollo vegetativo como en la
producción de frutos de arazá. El crecimiento de la planta a pleno sol es lento, por ello
presenta más ramificaciones y copa más densa que en ambiente sombreado (Tabla 3.1)
(Quevedo, 1995). Además, el sombreado provoca un retraso en el inicio de la
producción de frutos y una disminución en el rendimiento de la planta (Tabla 3.2)
(Arévalo et al., 1993; Picón & Ramírez, 1993; Quevedo, 1995). Picón & Ramírez
(1993) atribuyen al sombreado causado por el pijuayo (“pupunha”), en cultivo
intercalado, la reducción en la producción de frutos de arazá.
Tabla 3.1. Crecimiento de plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia en
monocultivo y cultivo intercalado con Bactris gasipaes, después de cuatro años de
la plantación, en Loreto, Perú.
Sistema de cultivo Altura (m) Diámetro (m)
Monocultivo 1.93 1.75
Intercalado 2.72 2.24
Fuente: (adaptada de Picón & Ramírez, 1993).
Tabla 3.2. Rendimiento de Eugenia stipitata subsp. sororia en monocultivo y
cultivo intercalado con Bactris gasipaes, Loreto, Perú.
Sistema de cultivo Rendimiento (kg/ha/año)
3° año 4° año
Monocultivo 325 3224
Intercalado 149 615
Fuente: (adaptada de Picón & Ramírez, 1993).
3.2. Suelos
Los suelos de la Selva Baja peruana son esencialmente Alfisoles, Ultisoles y Oxisoles,
caracterizados por un elevado contenido de arcilla, buena estructura y drenaje, baja
fertilidad y pH alrededor del 4-4.5 (Pinedo et al., 1981). Debido a ello, el arazá se
desarrolla perfectamente en suelos con bajos niveles de fertilidad, principalmente en
fósforo, calcio y magnesio, elevada saturación de aluminio (80%) y acidez (Quevedo,
1995; Villachica et al., 1996). Además de ello, la planta crece fácilmente en cualquier
tipo de suelo de la tierra firme de la Amazonia (Cavalcante, 1991) y soporta
inundaciones periódicas y cortas (Pinedo, 1981; Quevedo, 1995; Flores, 1997).
En plantaciones comerciales, sin embargo, las características de los suelos deben ser
cuidadosamente analizadas, buscando el mayor rendimiento de la planta. Se
recomiendan los suelos profundos, bien estructurados, bien drenados y de buena
fertilidad (FAO, 1987; Pinedo et al., 1981). En cuanto a la textura, deben ser de
preferencia suelos arcillosos, pues poseen mayor poder de retención de agua y
nutrientes, que se reflejan directamente en la producción de frutos (Tabla 3.3) (Arévalo
et al., 1993). El declive del terreno debe ser suave (inferior al 2.5%), a causa de la
erosión y percolación de los nutrientes del suelo (Pinedo, 1981; Quevedo, 1995).
Debido a su rápido crecimiento y rusticidad, Calzada (1980) menciona que el arazá se
26
27. puede usar para controlar ciertos tipos de erosión, principalmente si se intercala con el
cultivo de caupí (Vigna sp) en los dos primeros años después de la plantación.
Tabla 3.3. Rendimiento medio de Eugenia stipitata subsp. sororia bajo sistema de
multiestrato, en relación al contenido de arcilla de la parte superficial del suelo
(0-15 cm), en Yurimaguas, Perú.
Arcilla (%) Rendimiento (kg/ha/año)
2° año 3° año 4° año
7 900 1870 2640
17 1540 2320 4310
Fuente: (adaptada de Arévalo et al., 1993).
27
29. 4.1 Variedades
En el sentido estricto de la palabra, no existen variedades cultivadas de arazá. Para la
especie Eugenia stipitata se han descrito dos subespecies (ver item 2.1), la E. stipitata
subsp. sororia ha sido considerada del tipo cultivado, pero se han encontrado también
variaciones considerables en cuanto a los atributos de la planta y del fruto (Clement,
1989; Villachica et al. 1996).
Tomando en cuenta la inexistencia de variedades o tipos más adecuados para hacer
plantaciones, se sugiere el uso de plantas matrices aptas que podrían proveer semillas,
injertos o estacas para la formación de nuevas plántulas. En tal caso, deben observarse
determinadas características agronómicas y sanitarias en su selección, tales como:
hábito de crecimiento arbustivo; producción sobre los 30 kg/planta/año; precocidad,
que el comienzo de la producción económica sea a partir del tercer año de su
plantación, vigor; en cuanto al desarrollo vegetativo y producción; sanidad de las
plantas y frutos, utilizando aquellas exentas de plagas e enfermedades, principalmente
mosca de la fruta (Anastrepha obliqua); fruto con un peso promedio superior a 150 g,
sabor típico, cáscara firme y lisa, perfume acentuado y cantidad de sólidos solubles
superior a 6 ºBrix. Además de las ya citadas, se pueden considerar otras características
que se juzguen importantes, relacionadas con cada lugar de cultivo o destino de la
producción.
Un procedimiento interesante que ayudaría en la mejoría del material a ser utilizado,
sería la práctica de la selección masal estratificada, que podría ser realizada por
instituciones públicas de investigación, extensión o fomento de cada lugar, o también,
por agricultores debidamente orientados.
La selección masal estratificada se inicia con la identificación de las plantas de arazá
disponibles en la comunidad rural. Las plantas pueden estar aisladas en los huertos
domésticos de vecinos, en pequeñas plantaciones homogéneas, e incluso en una
plantación homogénea mayor. Todas estas plantas deben ser consideradas cuando se
comienza la selección.
Una vez identificadas, las plantas se deben agrupar en estratos, para diferenciados tipos
de suelo, pendiente, grado de sombreado y procedencia (en el caso de que las plantas
tengan distintos orígenes). Por ejemplo, en una comunidad rural es común encontrar
algunas casas en una pendiente con un tipo de suelo y otras en una bajada con otro tipo
de suelo; en este caso se diferenciarán dos estratos, el primero en la pendiente con
suelo más arcilloso y el segundo en la bajada con suelo más arenoso. Otra situación
sería de una plantación homogénea, en donde los suelos generalmente varían de un
área a otra, siendo posible diferenciarlos en dos o más estratos conforme a los tipos
encontrados, incluso por la observación del mejor o peor crecimiento de las plantas.
¿Por qué identificar los estratos? Dentro de los estratos los ambientes son más
homogéneos que entre los estratos. El arazá tiende a crecer en forma distinta en cada
ambiente, de manera que si comparamos plantas en un mismo estrato estaremos
comparando tipos genéticos (que interesan a nuestra selección) en lugar de una
29
30. combinación de genética y ambiente (donde no se puede saber si el ambiente es más
importante que la genética).
En cada estrato, se seleccionan las mejores plantas conforme a los criterios
mencionados anteriormente. Puede que sea necesario seleccionar dos o más plantas en
cada estrato, dependiendo de la cantidad de plántulas necesarias para la nueva
plantación.
¿Por qué hacer una selección? Usted como productor desea vender solamente los
mejores frutos para que sus consumidores lo lleguen a conocer como un productor de
calidad. Para obtener la calidad, usted precisa seleccionar. Además, al dirigirse a una
frutería importante, con muchos productores que venden en un solo mercado, el precio
del fruto de arazá tenderá a caer debido a la abundante oferta. Cuando esto sucede,
solamente los productores de buena calidad y buena productividad tienen oportunidad
en el mercado. Por lo tanto, el productor que practica la selección tendrá mayor
probabilidad de ser uno de los pocos que tendrá éxito.
Después de cosechar los frutos de las plantas seleccionadas (ahora llamadas plantas
matrices), las semillas deberán ser mezcladas, sembradas, repicadas y preparadas para
otro ciclo de selección masal estratificada, esta vez en el vivero. El vivero también
puede ser dividido en estratos: un lado recibe más sombra que otro, una hilera de sacos
ha sido preparada con un lote de tierra y otra hilera con otro lote de tierra, etc. En cada
estrato se selecciona las mejores plantas para llevar a la plantación definitiva, pero
antes de plantarlas es importante mezclarlas nuevamente, la última parte del proceso de
selecciónmasal.
Esta secuencia de dos estratificaciones, dos selecciones y dos masificaciones permitirá
al productor llevar las mejores plántulas disponibles en su comunidad a su nueva
plantación. Dependiendo del número de plantas inicialmente presentes en su
comunidad, la mejoría puede ser muy grande o apenas razonable, pues cuanto mayor
es el número de plantas utilizadas al inicio del proceso y más rigurosa fue la selección,
mejor será el resultado.
4.2 Propagación y manejo en el vivero
La propagación de arazá se hace normalmente por medio de semillas. A pesar de ello, existen
algunas experiencias que demuestran la posibilidad de la propagación asexuada (Picón, 1985;
Flores, 1997). Debido a la ausencia de material mejorado, el arazá debe ser propagado a
partir de plantas matrices seleccionadas tomando en cuenta las sugerencias mencionadas
anteriormente, a fin de lograr un mejor resultado con el cultivo de esta especie.
30
31. 4.2.1 Propagación por semillas
4.2.1.1 Procesamiento de las semillas
Los frutos destinados a la extracción de semillas deben estar maduros, lo que se
verifica por medio del color amarillo y uniforme de la cáscara, ya que es el estado en
que las semillas presentan el mayor poder germinativo (Picón, 1989; Villachica et al.,
1996). Después de la cosecha manual de los frutos, las semillas pueden ser extraídas
inmediatamente o mantenidas en el proprio fruto, a medio ambiente por hasta 5 días
sin que pierdan su poder germinativo (Pinedo et al., 1981).
La extracción de las semillas de arazá puede ser manual o mecánica. El primer método
es recomendable en los casos en que hay pequeñas cantidades de frutos. Para grandes
cantidades de frutos, donde se pretenda aprovechar comercialmente tanto las semillas
como la pulpa, es aconsejable utilizar el método mecánico, lo que justificaría la
adquisición de una despulpadora (Gentil & Ferreira, 1997).
El tiempo requerido para la extracción de semillas por los métodos manual y mecánico
es prácticamente el mismo. Sin embargo, Gentil & Ferreira (1997) constataron que el
método mecánico es el más eficiente debido a la menor cantidad de residuos adherido
a las semillas y al mayor rendimiento en pulpa de los frutos que éste proporciona.
Las semillas extraídas manualmente quedan con muchos residuos de pulpa y tejido
placentario adheridos al tegumento. Por ello, deben ser sometidas a limpieza por medio
de fricción manual con aserrín tamizado (1:1/v:v, o sea, para un determinado volumen
de semillas, igual cantidad de aserrín), arena+aserrín tamizados (1:0,5:0,5/v:v:v), cal
hidratada (5,5:1/v:v) o solamente en tamiz. Las semillas extraídas por la despulpadora
poseen menos residuos de pulpa y tejido placentario, pero quedan mezcladas con las
cáscaras (epicarpio) de los frutos. La limpieza en este caso consiste en la separación
manual de los restos de cáscara y tejido placentario (sin fricción). Posteriormente, en
cualquiera de los dos tratamientos adoptados, las semillas deben ser lavadas bajo agua
corriente con presión sobre el tamiz (Gentil & Ferreira, 1997).
El tiempo requerido para la limpieza de las semillas en los diferentes tratamientos
citados anteriormente es diferente (Tabla 4.1). El tratamiento “fricción con cal
hidratada” es el menos trabajoso y el más eficiente, ya que el producto degrada rápida
y completamente los residuos adheridos al tegumento de las semillas (Gentil &
Ferreira, 1997). Requiere, sin embargo, el uso de tamices apropiados.
Tabla 4.1. Tiempo medio requerido en la limpieza de 1 kg de semillas de arazá
(Eugenia stipitata).
Tratamiento Minutos
Sin fricción 16,2
Fricción con aserrín 7,9
Fricción en tamiz 7,5
Fricción con arena + aserrín 7,1
Fricción con cal hidratada 5,1
Fuente: Adaptada de Gentil & Ferreira, 1997
31
32. Gentil & Ferreira (1997) no constataron ningún efecto inmediato de daños sobre la
calidad fisiológica de las semillas procesadas por los tratamientos antes mencionados
(Tabla 4.2), a pesar de haber verificado el oscurecimiento del tegumento de las
semillas sometidas a “fricción con cal hidratada” y a la presencia de pequeñas escaras
en las sometidas a la “fricción en tamiz”. Sin embargo, cuando sea necesario
almacenar las semillas, es recomendable adoptar los métodos de extracción manual y
de limpieza por “fricción con aserrín” o “arena+aserrín”, hasta que se haya
comprobado si después de la aplicación de los tratamientos “fricción con cal
hidratada”, “en tamiz” y “sin fricción” (despulpamiento mecánico), pueden presentarse
efectos latentes, los cuales se tornan aparentes después de distintos períodos de
almacenamiento (Gentil & Ferreira, 1997).
Tabla 4.2. Emergencia (%) e índice de velocidad de emergencia de plántulas
(IVE), en semillas de arazá (Eugenia stipitata) sometidas a diferentes métodos de
extracción y limpieza.
Tratamiento Emergencia (%) IVE
Fricción con cal hidratada 98 a1 0,99 a1
Fricción con aserrín 96 ab 0,85 ab
Fricción en tamiz 92 ab 0,80 bc
Fricción con arena+aserrín 92 ab 0,75 bc
Sin fricción2 91 ab 0,78 bc
Fricción con arena 89 b 0,66 c
CV (%) 7 10
1 - Los promedios seguidos de la misma letra no difieren entre sí por la
prueba de Tukey, al nivel de 5 % de probabilidad.
2 – En el tratamiento “Sin fricción” las semillas fueron extraídas mecánicamente,
en los demás, manualmente.
Fuente: Gentil & Ferreira, 1997
La “fricción con arena” no es eficiente en el proceso de limpieza (Tabla 4.2). Los
residuos que quedan adheridos al tegumento de las semillas después del tratamiento,
influencian negativamente su calidad fisiológica (Gentil & Ferreira, 1997).
En caso de aplazamiento de la limpieza o para facilitar el proceso, las semillas pueden
quedar inmersas en agua hasta por 7 días, con cambio diario de agua, antes de ser
sometidas a fricción y lavado, sin comprometer su calidad fisiológica (Tablas 4.3 y
4.4). La permanencia de las semillas en la misma agua por más de un día provoca una
reducción en el porcentaje de emergencia del almácigo y en el vigor (Gentil &
Ferreira, 1997), posiblemente debido a la fermentación.
La gran variabilidad de las semillas de arazá puede perjudicar el proceso posterior de
secado, principalmente en cuanto a uniformidad, además de influir en la calidad del
almácigo producido. De este modo, luego después de la limpieza, las semillas de
menor tamaño y/o peso deben ser eliminadas (Pinedo, 1981; Ferreira, 1989). El peso
de 1.000 semillas, con un 50% de humedad, es de aproximadamente 2.835 g
(Villachica et al., 1996).
32
33. Tabla 4.3. Emergencia (%) de plántulas en semillas de arazá (Eugenia stipitata)
sometidas a limpieza por fermentación natural, con y sin cambio diario de agua,
en diferentes períodos .
Período de Cambio diario de agua Promedio
fermentación (días) Con Sin
1 96 A 98 a A 97 a
2 99 A 86 b B 92 ab
3 94 A 93 abA 94 ab
4 95 A 88 b A 92 ab
7 92 A 88 b A 90 b
Promedio 95 A 91 B
CV (%)= 9,46 Testigo 80
1 – Los promedios seguidos de la misma letra minúscula en las columnas y
de la misma letra mayúscula en las líneas no difieren entre sí por la prueba
de Tukey, al nivel de 5% de probabilidad.
Fuente: Gentil & Ferreira, 1997
Tabla 4.4. Indice de velocidad de emergencia de plántulas en semillas de arazá
(Eugenia stipitata) sometidas a limpieza por fermentación natural, con y sin
cambio diario del agua, en diferentes períodos .
Período de Cambio diario del agua Promedios
fermentación (días) Con Sin
1 0,84 0,74 0,79 a
2 0,81 0,73 0,77 a
3 0,81 0,79 0,80 a
4 0,85 0,83 0,84 a
7 0,80 0,77 0,78 a
Promedio 0,82 A 0,77 B
CV (%)=9,45 Testigo 0,53
1- Los promedios seguidos de la misma letra minúscula en la columna y de la
misma letra mayúscula en la línea no difieren entre sí por la prueba de Tukey, al nivel
de 5% de probabilidad.
Fuente: Gentil & Ferreira,1997
Las semillas de arazá presentan un grado elevado de humedad (Tabla 4.5), con
variaciones debidas a factores genéticos, edáficos, climáticos y morfológicos (tamaño
de las semillas) (Anjos, 1998). Por ello, es recomendable realizar un secado parcial a la
sombra, sobre papel absorbente, por un período máximo de 24 horas (Pinedo et al.,
1981). El secado de las semillas debe realizarse con cuidado, pues la desecación
excesiva, por debajo del nivel crítico de humedad situado entre el 59% e 47%, provoca
perjuicios en la calidad fisiológica (Figura 4.1 y Tabla 4.6). La desecación de las
semillas a niveles iguales o inferiores al 26% de agua es letal en arazá. (Gentil &
Ferreira, 1999).
33
34. Tabla 4.5. Grado de humedad de semillas individuales de arazá (Eugenia
stipitata), obtenido en diferentes cosechas en Manaos, Brasil.
Procedencia Fecha de Nº de Grado de humedad (%)
Cosecha Semillas Media Máx. Mín.
INPA (V8) Nov/95 20 59,0 68,7 48,4
BR 174 (Km 14) Mar/96 100 65,9 78,7 52,4
Univ. do Amazonas Jun/96 225 62,0 73,1 50,9
Fuente: Adaptada de Anjos, 1998
Figura 4.1. Relación entre el grado de humedad de las semillas y emergencia de
las plántulas de arazá (Eugenia stipitata).
100
80
Emergencia (%)
60
40
20
0
0 10 20 30 40 50 60 70
Contenido de humedad (% )
Fuente: Gentil & Ferreira, 1999
Tabla 4.6. Indice de velocidad de emergencia (IVE), altura de plántulas, diámetro
del tallo, número de hojas y materia seca de plántulas obtenidas de semillas de
arazá (Eugenia stipitata) con diferentes grados de humedad, después del secado
natural en laboratorio .
Grado de IVE Altura Diámetro del Número de Peso de materia
humedad (%) (cm) tallo (mm) hojas seca (g)
58,8 0,60 a 12,9 a 1,2 a 24,1 a 0,15 a
47,1 0,38 b 11,6 a 1,1 a 19,2 a 0,12 a
35,2 0,12 c 5,9 b 0,6 b 9,6 b 0,07 b
25,8 0,01 d 0,7 c 0,1 c 1,2 c 0,01 c
18,5 0,00 d 0,0 c 0,0 c 0,0 d 0,00 c
16,4 0,00 d 0,0 c 0,0 c 0,0 d 0,00 c
CV (%) 21,7 16,3 11,5 17,4 29,3
Los promedios seguidos de la misma letra no difieren entre sí por la prueba de Tukey, al
nivel de 5 % de probabilidad.
Fuente: Gentil & Ferreira, 1999
34
35. 4.2.1.2 Almacenamiento de las semillas
Las semillas de arazá se clasifican dentro del grupo de las llamadas semillas
recalcitrantes, o sea, pierden rápidamente la viabilidad si el contenido de agua decrece
en pequeñas cantidades (Pinedo 1981 e 1984; Picón, 1989; Gentil & Ferreira, 1999).
Debido a ello, la conservación del poder germinativo de las semillas, a ejemplo de
otras especies de este mismo grupo, se torna difícil, aunque sea por pequeños períodos.
El fruto del arazá, una vez cosechado, puede ser guardado por hasta cinco días, bajo
condiciones de medio ambiente, sin que las semillas pierdan su poder germinativo. A
partir de las 24 horas de extraídas, la semillas comienza a perder su viabilidad,
reduciendo al 70 % su poder germinativo después de un período de cinco días (Pinedo
et al., 1981). Las semillas mantenidas sumergidas en agua corriente o manantiales
naturales, o incluso en agua detenida, cambiándola cada 2 o 3 días, pueden ser
conservadas por hasta dos meses, con una pequeña reducción en la tasa de germinación
(Pinedo, 1981 e 1984; Picón, 1989; Quevedo, 1995). Manteniéndolas en refrigerador,
después de cuarenta días pierden más del 70% de su poder germinativo (Giacometti &
Lleras, 1992).
En el INPA, en Manaos (AM, Brasil), se ha tenido un éxito relativo con el
almacenamiento de las semillas a 20ºC, durante 3 a 5 meses (datos no publicados). En
este caso, inicialmente las semillas se limpian y después son tratadas con hipoclorito
de sodio al 0,5%, por diez minutos. En seguida, se secan a la sombra por más o menos
24 horas, apenas el tiempo necesario para perder el exceso superficial de agua y
adquirir el aspecto de secas. De preferencia el procedimiento anterior debe efectuarse
en un área libre de polvo y del tránsito de personas o animales a fin de minimizar la
acción de los contaminantes. Posteriormente, son tratadas con Thiram, polvo seco, a
base de 300 g del producto comercial por 100 kg de semillas, y luego acondicionadas
en sacos doble de plásticos y almacenadas en cámara a 20ºC. Periódicamente, es
necesario revisar los envases, de modo de identificar con tiempo la aparición de
hongos, lo que requeriría un nuevo tratamiento de las semillas, o el descarte de las
mismas.
4.2.1.3. Tratamientos pre-germinativos
La germinación de las semillas de arazá es lenta y no uniforme, pudiendo tardar entre 45-90
días para iniciar y 180-270 días para terminar el proceso (Chávez & Clement, 1984), indicando
la presencia de mecanismos de dormencia.
Una de las causas de la dormencia de las semillas es la resistencia mecánica del tegumento a
la expansión del embrión (Pinedo et al., 1981; Gentil & Ferreira, 1999). Anjos (1998) verificó
que la destegumentación, con el auxilio de una hoja de afeitar, solamente de la zona
meristemática es suficiente para acelerar la emergencia de las plántulas (Tabla 4.7), ya que la
remoción total del tegumento es bastante trabajosa y onerosa (Gentil & Ferreira, 1999). Sin
embargo, a pesar de la reducción del tiempo de emergencia del almácigo, con inicio a los 40
días y término a los 150 días, es evidente la existencia de otra(s) causa(s) de la dormancia de
las semillas.
35
36. Tabla 4.7. Emergencia del epicótilo evaluados en semillas de arazá (Eugenia stipitata),
sometidas a diferentes tratamientos pre-germinativos
Tratamiento Emergencia Tiempo de emergencia (días)
(%) Inicial Final Promedio
Semillas intactas 68 a 60 a 232 ab 112 a
Cortadas al medio 89 a 50 a 260 a 103 a
Cortadas en el meristema 77 a 61 a 204 ab 96 a
Destegumentada en el 83 a 40 a 150 b 69 b
meristema
Destegumentada totalmente 93 a 35 a 132 b 58 b
CV (%) 14,7 10,5 23,5 9,6
1 - Los promedios seguidos de la misma letra no difiere entre sí por la prueba de Tukey, al
nivel de 5 % de probabilidad.
Fuente: Adaptada de Anjos, 1998
El tiempo promedio de emergencia de la raíz primaria y del epicótilo puede ser
reducido asociando la destegumentación en la zona meristemática con la
temperatura ideal de germinación de las semillas. Las temperaturas mínima,
óptima y máxima para emergencia de la raíz primaria son 15°, 30° y <35°C y
para emergencia del epicótilo 20°, 30° y <35°C, respectivamente. La temperatura
de 35°C parece ser letal para las semillas de arazá (Anjos, 1998). Gazel Filho et al.
(1996) recomiendan que, antes de la siembra, las semillas de arazá sean colocadas
a 5oC, durante 5 días, lo que proporciona una mayor tasa de germinación en
menor tiempo.
4.2.1.4. Siembra
La siembra debe efectuarse en surcos de 2 cm de profundidad, con espaciamiento de 4
cm entre surcos y de 2 cm entre semillas. Otra manera es colocar las semillas en un
saco plástico sin substrato o con carbón molido, lo que proporciona una germinación
más rápida (Chávez & Clement, 1984; Picón, 1989; Quevedo, 1995). En este sistema,
las semillas deben ser retiradas del saco luego después de la emergencia y,
considerando que fueron transferidas directamente al vivero presentan un lento
desarrollo inicial, colocadas en una caja con una mezcla de arena y aserrín (Quevedo,
1995).
4.2.1.5. Repicado
El repicado consiste en transferir las plántulas de la sementera a los sacos
plásticos. Esto puede hacerse a los 2-3 meses después de la germinación o cuando
las plantas presentan 7 a 10 cm de altura e 6-10 hojas (Pinedo et al., 1981; Chávez
& Clement, 1984; Quevedo, 1995). Segun Ydrogo et al. (1996), las plántulas de
arazá presentan asociación con hongos micorríticos, lo que aumenta su capacidad
de absorber nutrientes de lenta difusión como fósforo, zinc y cobre.
Las plantas permanecen en el vivero por 6-9 meses, cuando tienen una altura de más o
menos 25 cm, o hasta 12 meses, alcanzando los 35-50 cm. En la primera mitad de este
período deben permanecer bajo sombreado intenso (50-75%), posteriormente se someterán a
36
37. un sombreado ralo (15-25%) (Pinedo, 1981; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984).
Un mes antes del transplante al campo, la sombra debe ser eliminada, dejando los almácigos
a pleno sol para su aclimatación.
4.2.2. Propagación asexuada
En fruticultura es común la propagación asexuada como forma de garantizar la
clonación de caracteres deseables, encontrados en una determinada planta “elite”.
Existen pocas experiencias de propagación vegetativa con arazá, fuera de que los
resultados alcanzados son pocos expresivos.
Entre los métodos de injerto ensayados por Picón (1985), la implantación con lengüeta
fue el que presentó mejores resultados (71 %), superior a los demás (injerto lateral,
inglés simple e inglés con lengüeta). Flores (1997) sugiere la propagación por injerto
del tipo “púa terminal”.
En la propagación por estacas, Picón (1985) no obtuvo resultados favorables con los
tratamientos aplicados; apenas consiguió la formación de callos en estacas con
diámetro variando entre 1,8 a 2,3 cm. Incluso el uso de ácido indolbutírico, en las
concentraciones de 0,1 y 0,3 %, no proporcionaron resultados satisfactorios.
Considerando que normalmente las plantas de semillas no reproducen las
características deseadas de un determinado material, la investigación sobre la
propagación asexuada de arazá es de gran importancia para el desarrollo del cultivo de
esta especie. La posibilidad de multiplicar el arazá vegetativamente (in vitro o in vivo)
puede significar obtener ganancias mucho más rápido en cuanto a precocidad,
productividad y calidad de los frutos. De este modo, se deben estimular las
investigaciones sobre métodos de propagación asexuada, procurando identificar el
mejor tipo de propágulo (injerto o estaca), como asimismo las condiciones ideales para
que se desarrolle (humedad, temperatura, luminosidad, concentración de hormonas de
crecimiento, etc.).
4.2.3. Instalaciones y manejo del vivero
Las instalaciones destinadas a los almácigos de arazá deben estar ubicadas en terreno
plano o ligeramente inclinado, asoleado, con buen drenaje y regado con agua de buena
calidad. Asimismo, debe ser de fácil acceso, pero fuera del de tránsito de personas o
animales. El vivero puede ser provisorio o definitivo.
En el primer caso, generalmente está construido con materiales menos resistentes,
como bambú o madera (menos durable) y cubierto con hojas de palmera. El vivero
permanente está normalmente construido con materiales más resistentes, como
albañilería o madera de buena calidad y cubierto con tela para sombra y, por lo tanto,
puede ser usado por un período mayor de tiempo. La selección de uno u otro tipo de
vivero depende de la necesidad (cantidad y frecuencia) de plántulas a ser producidas,
como también de los recursos financieros y de la disponibilidad de los materiales en la
región.
37
38. El control ambiental del vivero consiste en controlar la luminosidad. En la fase de
germinación y desarrollo de las plántulas de los almácigos, el sombreado debe ser de
50-75 %; mientras que en la fase de aclimatación, antes del transplante debe ser de 15-
25 % (Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984). En el vivero provisorio el
aumento de la luminosidad puede lograrse por la eliminación gradual de las hojas de
palmera. Por otro lado, en el permanente, el área puede dividirse en dos conforme a la
necesidad de luz de los almácigos, y de esta forma recibir la cobertura por medio de
una tela adecuada para dar sombra.
La altura de la cubierta debe ser de 1,8 a 2,0 m del nivel del suelo y el espaciamiento
entre los postes (2,5 m de largo y 0,16 m de diámetro) de 3,2 x 3,2 m o 3,6 x 3,6 m. La
protección lateral del vivero es necesaria a fin de evitar el acceso de animales y el
exceso de exposición al sol de los almácigos, para ello puede usarse el mismo tipo de
material empleado en la cubierta.
Es recomendable que en el vivero haya un área destinada al almacenamiento de
materiales (substratos, abonos, defensas, recipientes y herramientas) y equipos
(pulverizadores), que deben ser protegidos del sol y de las lluvias. Otra área debe estar
reservada para el procesamiento de las semillas, la que estará compuesta por un
estanque con agua corriente para el lavado, y un mesón (85-90 cm de alto, 100 cm de
ancho y largo variable) para el secado y manipulación de las semillas.
La almaciguera puede estar hecha en un cajón o caja de madera. El cajón está hecho en
madera, a nivel del suelo, con una altura de 20-30 cm, 100-120 cm de ancho y largo
variable, de acuerdo con el número de almácigos a ser producidos. La caja de madera
(40-60 cm de ancho, 50-70 cm de largo, 15-25 cm de profundidad, usando tablas de 2
cm de espesor) debe quedar suspendida sobre una banca de madera (85-90 cm de alto,
100-140 cm de ancho y largo variable).
En la almaciguera se pueden usar diferentes tipos de substratos, tales como el
aserrín tamizado parcialmente decompuesto, cáscara de arroz, mezcla de arena y
aserrín, u otro material que retenga la humedad y facilite el trabajo de repicado
sin dañar las raíces (Pinedo et al., 1981; Picón, 1989). Por otro lado, Ferreira
(1989) constató que el uso de aserrín como substrato favorece la germinación de
las semillas y la emergencia de las plántulas. El substrato debe colocarse de 1 a 5
cm bajo el borde superior de la caja o del cajón.
Al efectuarse el repicado, los almácigos son transferidos a bolsas de polietileno de 2 kg, que
contienen como substrato una mezcla de humus y estiércol de gallina curtido, en la proporción
de 5:1 (v:v) (Picón, 1989). Se pueden emplear otros substratos, dependiendo de la
disponibilidad de los componentes de la mezcla en cada lugar.
Las bolsas deben apilarse en canteros de 100-120 cm de ancho y 10-20 m de largo, dejando
libres los corredores laterales (40-60 cm de ancho) y el corredor central para el manejo y
transporte de los almácigos. Estos canteros deben tener una protección lateral para evitar que
las bolsas se den vuelta, lo que puede hacerse con estacas de madera y alambre galvanizado.
Los principales cuidados en el vivero son el riego, el control de malezas y control de plagas y
enfermedades. La irrigación debe realizarse diariamente en las primeras horas de la mañana
y/o al final de la tarde, de acuerdo a las condiciones climáticas locales. La eliminación de las
38
39. malezas es manual debe efectuarse periódicamente en las bolsas de los almácigos y en los
corredores del vivero. Se deben realizar inspecciones periódicas para observar la presencia de
plagas y enfermedades, tomando las providencias del caso cuando sea necesario a fin de
evitar que el problema se agrave.
4.3 Preparación del terreno y transplante
Antes del transplante a campo, es necesario realizar las siguientes actividades: 1) preparación del
terreno, que consiste en la limpieza del área; 2) marcación de los hoyos, conforme al espaciamiento
escogido; y 3) preparación de los hoyos. Una vez terminado el transplante, se realiza la siembra del
cultivo de cobertura, a fin de proteger el suelo y también disminuir los costos de limpieza del área
(Quevedo, 1995).
La preparación del terreno es una actividad que debe iniciarse, por lo menos, durante el
período final de formación de las plántulas para que cuando ya estén listas, puedan ser
llevadas al campo en el momento exacto. Aún teniendo en cuenta que el arazá no es
una planta muy exigente, se debe dar preferencia a las áreas planas o con poco declive,
con suelos profundos y bien drenados (Picón, 1989). Se debe evitar el uso de áreas de
bosques, ya que éstas no siempre ofrecen de inmediato condiciones adecuadas para la
agricultura, además del costo ambiental que puede representar. Se debe priorizar el uso
de matorrales, áreas de malos cultivos o pastizales abandonados. Está claro que cada
una de estas áreas tienen sus peculiaridades y que debido a ello requieren ajustes en los
procedimentos de preparación del terreno. Cualquiera que sea la opción del área, el
terreno debe ser preparado con antelación.
Utilizando un matorral de aproximadamente 10 años, en el cual el tamaño de la
vegetación varía conforme a la edad, la limpia se realiza (eliminación de los bejucos y
arbustos), al final del período lluvioso. Pasado un mes, y si es absolutamente
necesario, se procede a talar los árboles de mayor tamaño los que deben secarse por
dos meses, para luego ser quemados. En la Amazonia, el uso de máquinas agrícolas
para la preparación del suelo es poco frequente. Muchas veces, este procedimiento
lleva a problemas de compactación del suelo dando origen a la necesidad de intervenir
con otros equipos, lo que hace bastante oneroso el costo de plantación del cultivo.
Cuando los almácigos de arazá alcanzan entre 25 a 50 cm de altura, dentro de seis meses a un año
después del repicado, están listos para su transplante al lugar definitivo (Picón, 1989). Las plantas de
menor tamaño o edad deben evitarse pues tienen dificultad para establecerse y encarecen los costos de
mantención (Pinedo, 1981). Con el terreno limpio y los almácigos listos, se hacen los hoyos cuyas
dimensiones (ancho, largo y profundidad) pueden variar de 30 a 50 cm (Pinedo, 1981; Pinedo et al.,
1981; Chávez & Clement, 1984); mientras más grandes sean, ofrecerán mejores condiciones para que
las plantas se establezcan en el campo. Sin embargo, los hoyos muy grandes encarecen los costos de
plantación del cultivo, siendo necesario encontrar para cada agricultor y/o lugar, el punto de equilíbrio
entre los beneficios y los gastos.
Depués de aclimatadas, las plántulas de los almácigos deben ser seleccionadas por
vigor y sanidad (Chávez & Ferreira Filho, s. d.). El transplante debe realizarse de
preferencia en el período lluvioso (Picón, 1989). Antes de la plantación definitiva,
los hoyos pueden ser fertilizados con 10 a 15 litros de estiércol de corral o 3 kg de
estiércol de gallina curtido (Chávez & Clement, 1984). Al momento del
transplante, se debe rasgar y eliminar la bolsa de polietileno, teniendo la
39
40. precaución de no dañar las raíces. La planta se coloca en el hoyo de modo que el
tallo coincida con el nivel del terreno (Pinedo et al., 1981).
4.4 Densidad de la plantación
El espaciamiento adecuado de cualquier especie depende, entre otros factores, del
tamaño y arquitectura de la planta, así como de la fertilidad del suelo en donde
ésta se establecerá. En general, en suelos más pobres se pueden adoptar
espaciamientos menores, en tanto que en suelos de buena fertilidad, en donde hay
un mayor desarrollo vegetativo, las plantas requieren un mayor distanciamiento a
fin de expresar mejor todo su potencial productivo.
Existe poca información que relacione el espaciamiento entre las plantas de arazá
y la producción de frutos. En general, los datos sobre este asunto son relatos de
experiencias con una determinada densidad, sin haber comparación con otras.
Varios autores (Pinedo, 1981; Picón, 1989; Giacometti & Lleras, 1992) sugieren
un espaciamiento de 3 x 3 m, lo que no es efectivo para otros. Swift & Prentice
(1983) sugieren 5 a 6 m entre líneas por 3 entre plantas. Alfaia et al. (1988 a y b)
no obtuvieron resultados favorables con el uso de espaciamientos reducidos (2 x 2,
3 x 2, y 2,5 x 2,5 m); de modo que sugieren como más adecuados los de 3 x 4 y 4 x
4 m (Alfaia et al., 1988 a). Picón & Ramírez (1993) alcanzaron una producción
elevada, bajo monocultivo, con un espaciamiento de 4 x 4 m, sin embargo decayó
drásticamente al intercalarse con pupunha, lo que se atribuyó al sombreado
causado por esta palmera. Kanten (1994) observó que el espaciamiento de 3 x 3
m, sin poda, fué demasiado pequeño, recomendando también un distanciamiento
de 4 x 4 m. Villachica et al. (1996) sugieren que el espaciamiento puede ser de 3 x
3 m hasta los 8 a 10 años, cuando se elimina una línea en forma alterna y la
plantación queda con un espaciamiento de 6 x 3 m; luego de algunos años, se debe
eliminar una planta alternadamente, dejando el espaciamiento definitivo en 6 x 6
m.
4.5 Cultivo consociado
Durante los dos primeros años en el campo, el arazá puede ser asociado con
cultivos temporales, lo que permite un ingreso extra de productos, o renta,
ayudando a compensar los costos de implantación del cultivo (Pinedo et al., 1981;
Picón, 1989; Acosta et al., 1993; Picón & Ramirez, 1993; Villachica et al., 1996).
Además este procedimiento protege el suelo contra el impacto directo de las
lluvias, que pueden causar erosión, como también reduce el número de limpias, lo
que disminuye el costo de mantención del área. Entre las especies temporales
asociadas al cultivo del arazá, la mandioca (Manihot esculenta) se destaca como la
de mayor volumen de producción, entre 11,9 a 24,5 ton/ha/año (Pinedo et al.,
1981; Picón, 1989). Otras especies, a pesar de presentar un menor rendimiento, se
muestran promisorias, como por ejemplo la cocona (Solanum sessiliflorum), 10,1
ton/ha/año; guabiraba (Campomanesia lineatifolia), 4,5 ton/ha/ano y el arroz
(Oryza sativa), 1,0 ton/ha/ano (Picón, 1989). Es destacable que es importante tener
en cuenta los requerimientos básicos de cada especie temporal, espaciamiento,
40
41. fertilización y distanciamiento relativo al arazá, de modo que ninguna de las dos
especies vea perjudicado su desarrollo.
Los intervalos entre las plantas de arazá pueden ocuparse también con especies
de leguminosas de hábito rastrero. Estas, además de proteger y mejorar la
estructura del suelo, fijan normalmente el nitrógeno atmosférico, aprovechándolo
posteriormente para el cultivo y favoreciendo su desarrollo. En Yurimaguas, en el
Perú (Perez, 1991), la cobertura del suelo con kudzu (Pueraria phaseoloides)
proporcionó mejores resultados en la producción de frutos de arazá, que cuando
se hizo con centrosema (Centrosema macrocarpum). Tomando en cuenta el
manejo en el campo, Quevedo (1995) sugiere la plantación de desmodium
(Desmodium ovalifolium), toda vez que esta especie no cubre la planta de arazá,
llevándola a su muerte, como puede suceder con el kudzu, si no se maneja bien.
Flores (1997) previene en cuanto a la necesidad de un manejo cuidadoso para
prevenir la incidencia de insectos que se hospedan en las leguminosas desmodium
y centrosema. La habichuela caupi (Vigna spp), a pesar de presentar un bajo
rendimiento de granos (entre 150 a 457 kg/ha/ano; Pinedo et al., 1981; Picón,
1989), también se puede considerar una especie de cobertura importante, ya que
se trata de una leguminosa con facilidad para fijar nitrógeno en el suelo.
La asociación de arazá con cultivos perennes es algo que se debe realizar con
cautela. En primer lugar, es necesario tener muy bien definido cuál(es) son el(los)
producto(s) de mayor importancia a ser obtenido(s) en el área a ser plantada, y si
esta importancia cambia con el tiempo. Otra consideración importante que debe
tomarse encuenta es que el arazá es una planta de tamaño pequeño y que necesita
estar a pleno sol, a fin de expresar el máximo de su producción. La plantación
intercalada con pupunha (Bactris gasipaes) diminuye drásticamente la producción
de arazá, lo que se atribuye a la sombra proporcionada por la pupunha (Picón &
Ramirez, 1993). La pupunha ha perjudicado también la producción del copoasú
(Theobroma grandiflorum), cuando ha estado en consorcio, lo que según S. S.
Alfaia (com. pess.), se debe a la mayor eficiencia del sistema radicular de la
pupunha en explorar la capa superficial del suelo.
En el caso de elegirse más de un producto o especie con la misma importancia,
produciendo en una misma época y por tiempo indeterminado, las especies a ser
asociadas deben tener por lo menos un tamaño semejante al del arazá. En este
caso, a modo de sugerencia, se podría probar con un cultivo mixto de arazá con
camu-camu (Myrciaria dubia) o con acerola (Malpighia glabra), o incluso las tres
especies a la vez. En cualquiera de las situaciones, el espaciamiento mínimo a ser
adoptado debería ser de 4 x 4 m.
Por otro lado, si la importancia del arazá fuere temporal, tomando en cuenta su
precocidad productiva, entonces sí sería viable su asociación con especies de
mayor tamaño. En este caso, el arazá deberá ser eliminado al momento de
disminuir su producción o cuando comience a interferir en el desarrollo de la otra
especie, cuando la otra especie comience a producir económicamente, o de
acuerdo a la conveniencia del productor/mercado. Como el arazá será eliminado
y la otra especie es de mayor tamañp, obligatoriamente el espaciamiento deberá
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