Araza

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Araza

  1. 1. ARAZA (Eugenia stipitata) CULTIVO Y UTILIZACION MANUAL TECNICO La preparación y publicación de este documento contó con la colaboración de: DGIS S ecretaría P ro Te m pore TRATADO Ven ezu ela DE COOPERACION MINISTERIO DE AMAZONICA COOPERACION TECNICA DEL REINO DE LOS PAISES BAJOS SECRETARIA PRO TEMPORE 1
  2. 2. PREFACIO DE LOS AUTORES La fruticultura es todavía una actividad agrícola de limitada expresión económica en la Amazonia, principalmente en el segmento de las especies frutícolas nativas. Tradicionalmente, la mayor parte de las frutas que llegan a los mercados y ferias locales provienen de la extracción de árboles silvestres y de pequeños huertos de baja productividad, desprovistos en general de técnicas que posibiliten un mejor rendimiento. En la región, los mercados municipales de dos ciudades se destacan por la diversidad y cantidad de frutos autóctonos comercializados: Belém (Pará, Brasil) e Iquitos (Loreto, Perú). En los demás centros urbanos de la Amazonia, la oferta de estos productos es reducida y cuando se encuentran a la venta los precios son elevados. Muchas veces, debido a la constancia de la oferta y buen precio, es más fácil encontrar y adquirir frutos importados de regiones subtropicales y temperadas que de las nativas. Entre los factores que conllevan a esta situación, podemos destacar la falta de información sobre el manejo y aprovechamiento de las especies locales, así como la inexistencia de infra-estructura que facilite el ingreso de los productos en el mercado consumidor. En este libro, se reunieron los conocimientos existentes sobre el arazá (Eugenia stipitata), a fin de facilitar el acceso a la información de aquellos que se interesen por esta especie. Está basado en una amplia revisión bibliográfica, con trabajos realizados principalmente en la Amazonia peruana, y en las experiencias de campo de los autores (datos no publicados), que a través de esta obra tienen la oportunidad de traspasarla a las generaciones futuras. Nos gustaría expresar nuestros más sinceros agradecimientos a todos los que, de alguma forma, contribuyeron en la preparación de este libro y, en especial, al Dr. Charles Roland Clement, investigador del Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (Manaus, Brasil), por la revisión del texto y por sus valiosas contribuciones que ayudaron a mejorar la calidad de este trabajo. 2
  3. 3. PRESENTACION Las dimensiones continentales de la Cuenca Amazónica, la exuberancia de su biodiversidad, su baja densidad de población y las necesidades de subsistencia, se enfrentan al desenfreno de las actividades económicas promovidas por grupos nacionales e internacionales, que han acarreado abusos ecológicos cuyos efectos acumulados se comienzan a sentir regional y globalmente. En ese escenario, existe un importante número de recursos fitogenéticos disponibles, especies con ventajas alimentarias reales desde el punto de vista nutricional o en conexión con la seguridad alimentaria, que pueden optimizar el ingreso y el empleo a nivel local. Este es el caso del arazá (Eugenia stipita) de restringida difusión y cultivo, pero que cuenta con un importante conjunto de alternativas de domesticación y producción. El arazá presenta cualidades organolépticas, nutricionales y agronómicas que lo hacen una buena opción para el desarrollo de una fruticultura sostenible y, a su vez, una alternativa económica dentro de la cadena agroalimentaria e industrial que se visualiza como una de las soluciones a los problemas del desarrollo y de la utilización de los recursos de la Amazonia. Al presentar esta obra, deseamos destacar el trabajo del Instituto Nacional de Pesquisa da Amazônia (INPA-CPCA), Manaos, Brasil, en la recopilación y consolidación del Manual Técnico "Arazá (Eugenia stipitata): Cultivo y Utilización". Esta obra continúa el extenso trabajo de cooperación del Subprograma Producción Vegetal de la Oficina Regional de la FAO para América Latina y el Caribe con la Secretaría Pro Tempore (SPT) del Tratado de Cooperación Amazónica (TCA). La iniciativa y el financiamiento de esta actividad estuvieron a cargo del Proyecto FAO GCP/RLA/128/NET, de apoyo a la SPT-TCA. La Secretaría Pro Tempore y la FAO se complacen en poner este Manual Técnico a disposición de la comunidad técnica y científica, agricultores e inversionistas privados de los Países Parte del Tratado, como una nueva contribución al desarrollo sostenible de la Amazonia. Caracas, Venezuela, julio de 1999 Santiago de Chile, julio de 1999 Víctor R. Carazo Gustavo Gordillo de Anda Embajador Subdirector General Secretario Pro Tempore Representante Regional de la FAO Tratado de Cooperación Amazónica para América Latina y el Caribe 3
  4. 4. 4
  5. 5. INDICE 1. 2. PRESENTACION 1 3. 4. PREFACIO DE LOS AUTORES 3 5. INTRODUCCION 5 6. ASPECTOS BOTANICOS 9 2.1. Morfología 10 2.1.1. Eugenia stipitata subsp. Stipitata 10 2.1.2. Eugenia stipitata subsp. Sororia 11 2.2. Origen y distribución geográfica 14 2.3. Variabilidad genética, poblaciones y familia 16 2.4. Desarrollo vegetativo, floración y fructificación 18 2.5. Composición de los frutos 21 3. ASPECTOS ECOLOGICOS 24 3.1. Clima 25 3.2. Suelos 26 4. ASPECTOS AGRONOMICOS 28 4.1. Variedades 29 4.2. Propagación y manejo en el vivero 30 4.2.1. Propagación por semillas 31 4.2.1.1. Procesamiento de las semillas 31 4.2.1.2. Almacenamiento de las semillas 35 4.2.1.3. Tratamientos pre-germinativos 35 4.2.1.4. Siembra 36 4.2.1.5. Repicado 36 4.2.2. Propagación asexuada 37 4.2.3. Instalaciones y manejo del vivero 37 4.3. Preparación del terreno y transplante 39 4.4. Densidad de la plantación 40 4.5. Cultivo consorciado 40 4.6. Manejo de la plantación 42 4.6.1. Fertilización 42 4.6.2. Limpieza del área 44 4.6.3. Poda 44 4.7. Plagas, enfermedades y daños fisiológicos 47 4.7.1. Plagas 47 4.7.2. Enfermedades 54 4.7.3. Daños fisiológicos 55 5
  6. 6. 4.8. Rendimiento 56 4.9. Costos de producción 57 5. COSECHA, TRANSPORTE Y CONSERVACION DE LOS FRUTOS 58 5.1. Epoca y métodos de cosecha 59 5.2. Embalaje, transporte y conservación de los frutos 61 6. USOS Y PERSPECTIVAS 63 6.1. Formas de uso 64 6.2. Mercado actual y potencial 64 7. INDUSTRIALIZACION 66 7.1. Descripción de los procesos de obtención de la pulpa y otros productos 67 7.1.1. Procesos de elaboración de la pulpa 67 7.1.2. Procesos de obtención del néctar 73 7.1.2.1. Preparación artesanal de néctar de arazá 73 7.1.2.2. Preparación industrial del néctar de arazá 75 7.1.3. Proceso de la obtención de la jalea de arazá 75 7.1.4. Procesos de obtención de dulce 76 7.1.4.1. Preparación artesanal del dulce de arazá 76 7.1.4.2. Preparación industrial del dulce de arazá 78 7.1.5. Procesos de obtención de frutos deshidratados 79 7.1.5.1. Proceso de obtención de la pasa de arazá 79 7.1.5.2. Proceso de obtención del arazá glaceado 79 7.2. Unidad de Procesamiento de Frutos para la obtención de pulpa 81 7.2.1. Necesidades de personal 81 7.2.2. Maquinaria y equipos 81 7.2.3. Instalaciones 82 8. SUSTENTABILIDAD DEL CULTIVO 83 9. LITERATURA CONSULTADA 85 6
  7. 7. 1.0 INTRODUCCION 7
  8. 8. En la Amazonia existe una enorme variedad de especies frutícolas nativas de gran potencial que, si se explotan racionalmente, podrían contribuir al desarrollo local (Clement & Arkcoll, 1979; Cavalcante, 1991). Entre las frutícolas regionales, el arazá (Eugenia stipitata) despierta cierto interés por las cualidades organolépticas del fruto y por el índice de producción de la planta. Su fruto suculento posee un aroma y sabor agradable, pudiendo ser consumido en forma de refresco, dulce, néctar, jalea, licor, yoghurt, etc. (Calzada, 1980; Picon, 1989; Araújo & Ribeiro, 1996; Andrade et al., 1997). Otra forma de aprovechamiento para la industria de procesamiento de frutas es por medio de la deshidratación (Villachica et al., 1996; Flores, 1997). En función del aroma, sabor y, principalmente del alto rendimiento en pulpa, Villachica et al. (1996) lo consideran ideal para componer jugos con otras frutas. Además de esto, debido al aroma distinto que el fruto presenta, Swift & Prentice (1983), Clement (1990) e Villachica et al. (1996) relatan la posibilidad de su utilización en la industria de perfumes. El arazá es una especie adaptada a suelos de baja fertilidad, así como a las variaciones climáticas del trópico húmedo amazónico. En función de la precocidad, frecuencia y gran volumen de producción de la planta, asociados al sabor característico y agradable de la pulpa del fruto, el arazá destaca como una de las especies nativas de la Amazonia de gran potencial, con perspectivas al desarrollo agroindustrial (Gentil & Clement, 1997). La planta produce durante prácticamente el año entero (Pinedo et al., 1981; Falcão et al., 1988) y con esto, dependiendo del manejo de la plantación, se vislumbra la posibilidad de generar trabajo y renta continuamente en el campo, sin el problema de estacionalidad, común en diversos cultivos. A pesar de las posibilidades de buenos negocios que presenta, el arazá todavía se caracteriza como una planta de pequeños huertos, poco plantada comercialmente, lo que restringe la oferta de frutos y productos. Fuera de los ya citados, existen otros factores que también han limitado el desarrollo de esta especie como cultivo, pudiendo destacarse el desconocimiento sobre el aprovechamiento de los frutos y el manejo más adecuado de la planta en el campo. Damos crédito que el arazá posee un potencial cualitativo y productivo que puede transformarse en un agronegocio rentable en algunas zonas de la Amazonia y de los trópicos húmedos americanos y mundiales, sin embargo, la oportunidad de desarrollar una empresa deberá ser evaluada con cuidado y siempre en base a un análisis de mercado. La información contenida en este libro es el estado del arte sobre el cultivo, pero es evidente que existen lagunas que deben ser evaluadas por los productores y empresarios antes de iniciar un proyecto. En este punto, el sector privado también tiene el papel de apoyar e incentivar las instituciones de investigación y enseñanza para completar estas lagunas, dando respuestas directas al sector productivo. Esta deseada asociación ciertamente generará la información necesaria para viabilizar el arazá como un cultivo rentable en la Amazonia. 8
  9. 9. 2.0 ASPECTOS BOTANICOS 9
  10. 10. 2.1 Morfología La especie Eugenia stipitata fue clasificada en 1956 por R. McVaugh, quien tuvo algunas dudas en cuanto a la posición sistemática de la especie dentro del género. En base a las características de dos diferentes sub-categorías, el ovario tetralocular y la disposición alineada de los óvulos en cada lóculo, sugerían la sub-categoría Pimentinae. Considerando que las semillas poseían una estructura eugenoide, sin embargo, eran relativamente más numerosas de lo que comúnmente se encuentra en la sub-categoría Eugeniinae. La clasificación botánica establecida fue la siguiente: Reino Plantae; División Magnoliophyta (Angiospermae); Clase Magnoliopsida (Dicotyledoneae); Subclase Rosidae (Archichlamydeae); Orden Myrtales (Myrtiflorae); Familia Myrtaceae; Género Eugenia; Especie E. stipitata. Al hacer la clasificación, McVaugh (1956) verificó también la existencia de dos poblaciones de Eugenia stipitata que se podrían describir como especies independientes, en caso de estar aisladas geográficamente. Estas poblaciones distintas, que presentaban muchas características cualitativas en común, se consideraron entonces como subespecies: Eugenia stipitata subsp. stipitata e E. stipitata subsp. sororia. 2.1.1. Eugenia stipitata subsp. stipitata Es un árbol de 12-15 m de altura y follaje disperso. La floración y las ramas nuevas presentan abundante pubosidad, distribuida uniformemente, la cara inferior de las hojas presenta pelos duros de 0,5 mm de largo (McVaugh, 1958; Villachica et al., 1996). La hoja es simple, entera, opuesta, subsesil y peninervada; la lámina es ovalada o elíptica, mide entre 3,5-9,5 cm de ancho y 8-18 cm de largo; el pecíolo mide 3 mm de largo; la base es atenuada, obtusa o subcordada; el ápice es acuminado; las dos caras poseen glándulas; los 6-10 pares de nervaduras secundarias son evidentes en las dos caras (McVaugh, 1958). La floración es un pequeño racimo axilar, que contiene 1-10 flores pediceladas, pero sin flor terminal; la flor es diperiantada, heteroclamídea, hermafrodita y polistémone; el pedúnculo mide de 10-20 mm de largo, presentando dos bracteólas lineales de 1-2 mm de largo en la parte media o debajo; el disco es cuadrangular, piloso, mide 4 mm de ancho; los sépalos son redondeados, miden de 4-6 mm de ancho y 4-5 mm de largo; los pétalos son ovalados, blancos, miden 4 mm de ancho y 10 mm de largo; el número de estambres es de 100-150; el gineceo es tetracarpelar y sincárpico; el estilete es glabro de 7-8,5 mm de largo; el ovario es inferior, tetralocular, con 5-8 óvulos anátropos en cada lóculo, organizados en dos hileras verticales; la placentación es axial (McVaugh, 1956; 1958; Quevedo, 1995). El fruto es una baya esférica achatada, que mide 3-5 cm de largo y 4-7 cm de diámetro, pesa entre 20-50 g; el epicarpio es áspero y pubescente; la pulpa es poco aromática y ácida. Las semillas son numerosas (Pinedo et al., 1981; Clement, 1989; Villachica et al., 1996). 10
  11. 11. 2.1.2. Eugenia stipitata subsp. sororia Es un arbusto o árbol pequeño de 1,5-5 m de altura, follaje denso y copa redondeada (Foto 1). Las ramas y hojas nuevas son rojizas (Foto 2), en tanto que las ramas maduras y el resto del tronco presentan cáscara exfoliante de color pardo a pardo-violeáceo. Por no poseer dominancia apical presenta ramificaciones abundantes, a partir de los 10-30 cm del suelo. Las inflorescencias y las ramas nuevas presentan pelos de 0,3 mm de largo; las hojas nuevas poseen pelos duros, marrón-pardos, de 0,1 mm de largo, principalmente en las nervaduras, que se van perdiendo con la edad. Las ramas maduras son glabras, lisas y presentan sección circular (McVaugh, 1956; 1958; Cavalcante, 1991; Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; FAO, 1987; Falcão et al., 1988; Villachica et al., 1996; Demattê, 1997). Foto 1. Planta de Eugenia stipitata subsp. sororia. 11
  12. 12. La hoja es simple, entera, opuesta, subsésil y peninervada (Foto 2); la lámina es flácida, elíptica o elíptico-ovalada, mide entre 2,5-4,5 cm de ancho y 6,5-13 cm de largo; el pecíolo mide 3-5 mm de largo y 1 mm de espesor; la base es cuneiforme, obtusa o, frecuentemente, subcordada; el ápice es acuminado y, esporádicamente, agudo o falciforme; los 6-10 pares de nervaduras secundarias son evidentes en la cara superior, prominentes en la cara inferior; la cara superior es de color verde obscuro y la inferior verde claro (McVaugh, 1956; 1958; Cavalcante, 1991; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; FAO, 1987). Foto 2. Rama con hojas de Eugenia stipitata subsp. sororia. La inflorescencia es un pequeño racimo axilar, que contiene 1-10 flores pediceladas (Foto 3), pero sin flor terminal; la flor es diperiantada, heteroclamídea, hermafrodita y polistémone; el pedicelo mide de 10-20 mm de largo, presentando dos bracteolas lineales de 1-2 mm de largo, que se localizan a 3-5 mm debajo del punto de inserción de los sépalos; el disco es cuadrangular, piloso, mide 3 mm de diámetro; los sépalos son redondeados, verde-amarillentos, en un número de cuatro, marcescentes, miden 3 mm de ancho y 2,5-3,5 mm de largo; los pétalos son ovalados o conchiformes, blancos, en un número de cuatro, caducos, miden 4 mm de ancho y 7 mm de largo; tiene 75 estambres, miden 6 mm de largo; las anteras miden 0,6 mm de largo; el gineceo es tetracarpelar y sincárpico; el estilete mide 5-8 mm de largo y presenta pilosidad en la base; el ovario es inferior, tetralocular, con 5-8 óvulos anátropos en cada lóculo, organizados en dos hileras verticales; la placentación es axial (McVaugh, 1956; 1958; Cavalcante, 1991; Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; Falcão et al., 1988; Quevedo, 1995). 12
  13. 13. Foto 3. Rama con inflorescencias de Eugenia stipitata subsp. sororia. El fruto es una baya globosa-cóncava o esférica (Foto 4), mide de 2-12 cm de largo y 1,5-15 cm de diámetro, pesa alrededor de 30-420 g, pudiendo llegar a 800 g; el Foto 4. Rama con frutos de Eugenia stipitata subsp. sororia. 13
  14. 14. epicarpio es delgado (menos de 1 mm de espesor), presenta pubescencia fina y color verde-claro, que se torna amarillento o anaranjado en la madurez; el mesocarpio o pulpa es espesa (1 a 4 cm), jugosa, amarillenta, aromática y agridulce (McVaugh, 1956; Cavalcante, 1991; Chávez & Clement, 1984; FAO, 1987; Falcão et al., 1988). El número de semillas es de 3 a 22, ocupando la cavidad interior del fruto de 1 a 6 cm de diámetro. Son monoembriónicas, exalbuminosas, reniformes u oblongas, levemente comprimidas lateralmente (Foto 5), con un ancho de 0,3-1,5 cm, largo de 0,3-2,5 cm y peso de 0,1-4,3 g; el tegumento es delgado, coriáceo, maleable, permeable y absorbente, su coloración externa es marrón-obscura; los cotiledones están parcialmente fusionados lateralmente, constituye un embrión pseudomonocotiledonar; el embrión, sin eje diferenciado, presenta una zona meristemática, a partir de la cual se desarrollará la raíz primaria y el epicótilo (McVaugh, 1956; 1958; Cavalcante, 1991; Chávez & Clement, 1984; Ferreira, 1992; Villachica et al., 1996; Anjos, 1998). Foto 5. Semillas de Eugenia stipitata subsp. sororia. Las diferencias entre las subespecies consisten en: hábito de crecimiento (la subsp. stipitata es más alta, posee dominancia apical, copa menos densa y follaje menos abundante), número de estambres (la subsp. stipitata cuenta con 75 vs la subsp. sororia que tiene entre 100 a 150), tamaño del fruto (la subsp. stipitata con frutos que pesan de 20 a 50 g, vs la subsp. sororia con frutos que pesan entre 30 a 420 g, raramente alcanzan los 800 g) y sistema reproductor (stipitata con semillas pequeñas y numerosas vs sororia con semillas más grandes y en menor cantidad). Se supone que la subespecie sororia es más productiva, teniendo en cuenta que posee un follaje más abundante y reparte menos fotoasimilados con su estructura leñosa, permitiendo así movilizar más los frutos. Todas estas diferencias son similares a las que se producen en otras especies que también han sido seleccionadas y propagadas por el hombre, o sea, que entraron en el proceso de domesticación. 2.2 Origen y distribución geográfica El sudoeste de la Amazonia es la región de mayor diversidad genética de Eugenia stipitata, siendo considerada como el probable centro de origen de la especie. Abarca 14
  15. 15. el Estado de Acre (Brasil) y el Departamento de Loreto (Perú), donde se ha verificado la existencia de grandes poblaciones espontáneas en el valle del río Ucayali (Pinedo et al., 1981; Chávez, 1988). En estado silvestre, la especie se encuentra solamente en la Amazonia Occidental (Figura 2.1). Se registró la presencia de la subespecie stipitata en el municipio de Humaitá (Estado de Amazonas, Brasil) y en el río Itaya (Departamento de Loreto, Perú). La subespecie sororia fue encontrada en el alto río Huallaga (Departamento de San Martín, Perú), en la confluencia de los ríos Beni y Madre de Dios (Departamento de Beni, Bolivia), Villavicencio (Departamento de Meta, Colombia) y en el río Envira (Estado de Amazonas, Brasil) (McVaugh, 1956;1958). Figura 2.1. Áreas de ocurrencia de Eugenia stipitata subsp. stipitata (1), subsp. sororia (2) y raza (3) (Clement, 1989). Los amerindios semi-domesticaron y mejoraron muchas especies vegetales en la Amazonia, dentro de las cuales posiblemente se encuentre la Eugenia stipitata (Clement, 1983 e 1989). La selección inicial se realizó probablemente en algún lugar del área de ocurrencia de la subespecie stipitata, y a partir de ejemplares semi-domesticados se difundieron a otras zonas de la Amazonia Occidental (Chávez & Clement, 1984; Cavalcante, 1991). De acuerdo a Clement (1990) y Clement & Silva Filho (1994), la subespecie stipitata no fue domesticada y podría ser el ancestro de la subespecie semi-domesticada sororia. Algunas de las características morfológicas y fenológicas sugieren que hubo algún grado de domesticación (Tabla 2.1), buscando posiblemente: a) obtener frutos más aromáticos y menos ácidos; b) facilitar la cosecha de los frutos, por la reducción del tamaño de la planta y eliminación de la pilosidad de las hojas; c) aumentar el rendimiento de la planta, a través del aumento del tamaño, peso y rendimiento en pulpa de los frutos y disminución del tiempo de inicio de la fase productiva. Consecuentemente, otras características relacionadas con la reproducción de las especies sufrieron también modificaciones, como ser la disminución del tamaño de las flores y del número de estambres. En todo caso, esto aún no ha sido investigado suficientemente como para confirmar la suposición de domesticación (Chávez & Clement, 1984). 15
  16. 16. Tabla 2.1. Diferencias morfológicas y fenológica existentes entre las dos subespecies de Eugenia stipitata. Característica Subespecie Stipitata sororia Altura de la planta (m) 12-15 1.5-5 Follaje Disperso Dens Tamaño de las hojas (cm) 8-18 x 3.5-9.5 6.5-13 x 2.5-4.5 Nervaduras laterales en la cara superior de Conspicuas Raramente evidentes las hojas Pilosidad en la cara inferior de las hojas Presente Ausente Tamaño de las flores Mayores Menores Número de estambres 100-150 75 Pilosidad en la base del estilete Ausente Presente Pilosidad del epicarpio Pubescente Poco pubescente Superficie del epicarpio Áspera Lisa Aroma del fruto Débil Fuerte Sabor del fruto Ácido Agridulce Tamaño de los frutos (cm) 3-5 x 4-7 2-12 x 1.5-15 Peso de los frutos (g) 20-50 30-800 Rendimiento en pulpa (%) 20-40 40-90 Inicio de la fase productiva (años) 5 2 Fuentes: (McVaugh, 1956 e 1958); Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; FAO, 1987; Falcão et al., 1988; Clement, 1989; Ferreira, 1992; Quevedo & Zuluaga, 1995; Villachica et al., 1996; Demattê, 1997). La subespecie sororia ha sido más difundida que la subespecie stipitata, siendo cultivada desde hace mucho tiempo en el Perú, Brasil, Ecuador, Colombia, Bolivia y, recientemente, en Costa Rica (Chávez & Clement, 1984; Kanten, 1994). El cultivo de la subespecie stipitata permanece restringida al Perú (Charles Peters - NYBG, com. pes., 1988). La subespecie sororia se cultiva en el Perú, en los Departamentos de Loreto y Ucayali; en Brasil, en los municipios de Benjamin Constant, Fonte Boa, Tefé, Manaus y Belém (Chávez & Clement, 1984); en el Ecuador, en El Charqui; en Colombia, en los Departamentos de Caquetá, Guaviare, Amazonas, Meta, Cundinamarca, Antioquia y Putumayo; en Bolivia, en el Departamento de Beni (Quevedo, 1995).La mayor parte de los cultivos se realiza en huertos domésticos, pero existen pequeñas plantaciones a escala comercial en Perú y en Ecuador (Gentil & Clement, 1997). 2.3 Variabilidad genética, poblaciones y raza La diversidad genética de Eugenia stipitata está confirmada por la colección de germoplasma existente en la Amazonia peruana (Villachica et al., 1996). Giacometti & Lleras (1992) sugieren que, debido al hecho de que la planta es alógama facultativa, existe un alto grado de heterocigosis en Eugenia stipitata, lo que podría esperarse para la mayoría de las especies de la región. Clement (1989) relata de la existencia de una raza en la Amazonia Occidental, que se presenta en la región del alto río Solimões, dentro del área de distribución geográfica de la subespecie sororia (Figura 2.1). La especie Eugenia stipitata se encuentra amenazada de erosión genética en muchas áreas de la Amazonia, en donde el proceso de colonización es intenso (Clement et al., 1982). Para reducir la pérdida del valioso material genético, Chávez & Clement (1984) sugiere la formación de colecciones que representen una parte razonable de la diversidad genética de las dos 16
  17. 17. subespecies. Sin embargo, las colecciones de germoplasma existentes actualmente en el mundo son pocas y pequeñas (Tabla 2.2). Tabla 2.2. Situación actual de las colecciones de germoplasma de Eugenia stipitata en diferentes instituciones. Institución Ciudad, País Número de accesos Instituto Nacional de Investigación Agraria Iquitos, Perú 20 Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza Turrialba, C. Rica 2 Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia Manaos, Brasil 9 Embrapa – CPATU Belém, Brasil 1 Universidade Estadual Paulista – FCAV Jaboticabal, Brasil 1 Fuente: (Clement et al., 1982; Bettencourt et al., 1992; M. H. Pinedo P. - INIA, com. pes., 1993). En la Amazonia peruana, la colección de germoplasma realizada por el Instituto Nacional de Investigación Agraria – INIA se está perdiendo lentamente (Villachica et al., 1996), pero se tiene el registro de las áreas en donde pueden encontrarse poblaciones silvestres y domesticadas (Bello, 1989). Existen colecciones parciales en algunas estaciones experimentales del INIA, pero ellas están compuestas principalmente de germoplasma domesticado (Villachica et al., 1996). En Brasil, la colección de germoplasma del Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia – INPA, se constituyó a partir de material originario del INIA (Perú), en tanto que la colección de la Universidade Estadual Paulista – UNESP se formó con material proveniente del INPA. Las colecciones de germoplasma de Costa Rica, Ecuador y Colombia sólo tienen pocos accesos (Bettencourt et al., 1992; Gentil & Clement, 1997), siendo que en este último país la colección se estableció a partir de semillas provenientes del INIA (Perú) e INPA (Brasil). Teniendo en cuenta la precocidad de la especie, Villachica et al. (1996) encuentran que el mejoramiento de la especie puede tener resultados en plazos relativamente cortos. Ellos sugieren que se debería enfocar la selección a clones tolerantes a las principales plagas, especialmente mosca de la fruta, y con características específicas para la industria, mayor contenido de aceites esenciales, mayor contenido de azúcar, etc. 17
  18. 18. Foto 6. Plántula de Eugenia stipitata subsp. sororia, a los dos meses de la emergencia del epicótilo. 2.4 Desarrollo vegetativo, floración y fructificación La germinación de las semillas de Eugenia stipitata subsp. sororia es lenta y no uniforme. Un lote de semillas puede demorar de uno y medio a tres meses en iniciar la germinación y de seis a nueve meses en terminar el proceso, con un porcentaje final del 80 al 90% (Chávez & Clement, 1984). La germinación es hipogea y criptocotiledonar (Flores & Rivera, 1989), inicialmente se produce una expansión en la zona meristemática, formando una pequeña protuberancia en la semilla. En seguida, se produce el rompimiento del tegumento y desarrollo acentuado de la raíz primaria (Anjos, 1998), indicando un posible dormimiento de la yema apical (Ferreira, 1989). Posteriormente surge el epicótilo, a partir de la misma protuberancia (Anjos, 1998). A los dos o tres meses de la emergencia del epicótilo (Foto 6), las plantas presentan cerca de 7-16 cm de altura y 6-22 hojas (Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; Anjos, 1998). 18
  19. 19. El desarrollo inicial de las plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia es lento. A los ocho/doce meses de edad, las plantas alcanzan alrededor de los 25 cm de altura (Chávez & Clement, 1984), y a los dieciocho meses de edad (doce meses de plantados en el lugar definitivo) presentan 25-75 cm de altura y 25-100 cm de diámetro de copa (Pinedo et al., 1981). A continuación, el crecimiento se acelera sensiblemente, pero con mucha variación entre individuos (Chávez & Clement, 1984). Alfaia et al. (1988 b) compararon el desarrollo vegetativo de plantas en Manaos (Brasil), entre el segundo y quinto año de plantados en el lugar definitivo (Tabla 2.3). Los valores de crecimiento obtenidos en el quinto año por los referidos autores, se situaron en las mismas franjas de valores de altura de la planta (2,2-2,9 m) y diámetro de la copa (2,6-3,2 m) descritos por Pinedo et al. (1981), en una evaluación realizada en Iquitos (Perú). Tabla 2.3. Crecimiento medio de plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia, en Manaos, Brasil. Característica Años después de la plantación en el lugar definitivo 2 3 4 5 Altura de la planta (m) 1.1 1.4 1.8 2.1 Diámetro de la copa (m) 1.3 1.9 2.2 2.3 Diámetro del tronco (cm) 4.5 5.8 6.4 7.5 Fuente: (adaptado de Alfaia et al., 1988b). Las informaciones sobre la estabilización del crecimiento de la planta de Eugenia stipitata subsp. sororia hasta el momento, son contradictorias. Pinedo et al. (1981) afirman que ello ocurre aproximadamente a los cinco años de plantados en el lugar definitivo, pero Alfaia et al. (1988b) confirman que a esta edad aún se produce un crecimiento de las plantas. De cualquier manera, las plantas adultas presentan tamaño variable, con alturas de 1,5 a 5 m y diámetro de copa de 2,5 a 5 m (Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; Demattê, 1997). La floración se inicia a los 24-36 meses de edad, o sea, a los 12-24 meses de plantados en el lugar definitivo (Calzada, 1985; Chávez, 1988). La diferenciación de las yemas florales es probablemente estimulada por las lluvias, que se presentan entre uno a dos meses antes que los botones florales sean visibles (Falcão et al., 1988). De este modo, en las localidades con menores períodos secos, como en Iquitos (Perú), la floración ocurre durante todo el año, con ciclos cada dos meses, siendo mínima a comienzos del invierno (junio) y máxima a comienzos de la primavera (septiembre) (Pinedo et al., 1981). En Manaos, Brasil, la floración máxima ocurre en el período lluvioso, entre noviembre y junio (FAO, 1987; Falcão et al., 1988). Los botones florales se desarrollan rápidamente. El período que va desde su aparición hasta la florescencia es de aproximadamente 15 a 20 días (Falcão et al., 1988; Villachica et al., 1996). Las flores abren al amanecer, entre las 4:00 y 9:00 horas, pero apenas el 25 % de las flores emitidas forman frutos que llegan a la madurez. Las flores fecundadas pierden los pétalos y luego se marchitan, a partir del tercer día; las no fecundadas caen a partir del segundo día (Falcão et al., 1988). De acuerdo a Falcão et al. (1988), la tasa de autopolinización natural es baja, alrededor del 2 %. Los autores consideraron al arazá como una especie alógama, sugiriendo que 19
  20. 20. a polinización es efectuada por abejas, como Apis mellifera, Eulaema bombiformis, E. mocsaru, Megalopta sp., Melipona lateralis y M. pseudocentris. Sousa et al. (1995) verificaron también que las abejas de la familia Apidae fueron las que se encontraron con más frecuencia en plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia, sugiriendo con ello que estos insectos desempeñan un papel importante en el mecanismo de polinización de la especie. La fructificación ocurre prácticamente durante el año entero, con períodos de producción moderada seguidos de períodos de menor producción, siendo más intensa en la época lluviosa (Calzada, 1980; Pinedo et al., 1981; Falcão et al., 1988). En Iquitos (Perú), la cosecha se realiza cada dos meses, siendo mínima en invierno (julio) y máxima entre los meses de octubre y abril (Calzada, 1980; 1985; Pinedo et al., 1981). En Manaos (Brasil), se realiza cada tres meses, llegando al grado máximo de producción entre los meses de noviembre y junio (FAO, 1987; Chávez, 1988; Falcão et al., 1988). El período entre la fecundación del óvulo y la maduración del fruto de Eugenia stipitata subsp. sororia es de aproximadamente 60-80 días (Galvis & Hernández, 1993a; Kanten, 1994). El fruto aumenta rápidamente de peso fresco y seco, largo y diámetro durante los primeros 32 días de desarrollo y más lentamente a partir de los 32 días, a excepción del peso seco que tiene un aumento positivo entre los 60 y 80 días (Tabla 2.4) (Galvis & Hernández, 1993a). Los frutos maduros presentan una variación en el peso fresco, largo y diámetro, debido a factores genéticos y ambientales, entre los cuales se puede destacar la fertilidad y la humedad del suelo (Ferreira, 1992). La firmeza presenta una disminución constante durante el desarrollo del fruto, variando de 8,1 kg/cm2 (a los 32 días) hasta 4,7 kg/cm2 (a los 80 días), como consecuencia de la hidrólisis de las substancias pépticas que aseguran las uniones entre las paredes celulares y, con ello, mantienen la cohesión de las células (Galvis & Hernández, 1993a). De este modo, los frutos maduros se dañan fácilmente por la manipulación, lo que dificulta la cosecha, acondicionamiento y transporte de los mismos. Tabla 2.4. Modificaciones en el peso fresco, peso seco, largo y diámetro, durante el desarrollo del fruto de Eugenia stipitata subsp. Sororia. Edad Peso fresco Peso seco Largo Diámetro Firmeza (días) (g) (g) (cm) (cm) (kg/cm) 8 0,6 0,33 0,8 1,0 - 16 1,9 0,44 1,3 1,5 - 24 4,3 0,64 1,8 2,0 - 32 24,6 3,44 3,5 4,0 8,06 40 48,5 5,10 4,0 4,9 7,04 48 54,5 7,30 5,1 5,0 6,31 60 93,8 11,18 5,7 6,1 6,38 72 157,9 19,80 6,6 7,0 5,50 80 204,5 45,98 7,3 8,3 4,67 Fuente: Galvis & Hernández, 1993a. 20
  21. 21. El cambio de coloración puede notarse a partir de 48 días del desarrollo del fruto, pasando de un color verde intenso a verde claro, pero se acentúa a partir de los 60 días y termina con el amarillamiento total del fruto, al cabo de 80 días (Foto 7). El cambio de coloración, que está asociada a la degradación de la clorofila y síntesis de otros pigmentos, como los carotenos, y un indicador del inicio de la maduración del fruto, juntamente con el aumento del peso seco a partir de los 60 días de desarrollo (Galvis & Hernández, 1993a). Foto 7. Frutos de Eugenia stipitata subsp. sororia en diferentes estados de maduración. Después de la fructificación se produce la caída de las hojas más viejas. La aparición de las hojas nuevas (Foto 2) acontece cuando la planta tiene un número mínimo de frutos, lo que sugiere que la distribución de fotoasimilados favorece tanto el crecimiento vegetativo como desarrollo reproductivo (Falcão et al., 1988). 2.5 Composición de los frutos El fruto maduro de Eugenia stipitata subsp. sororia ejerce gran atracción sobre el consumidor, debido al alto rendimiento en pulpa, y representa una fuente potencial de materia prima para la agroindustria. La pulpa constituye la parte carnosa y comestible del fruto. La relación entre pulpa y residuos (cáscara y semillas), en peso, es una característica importante para la agroindustria, ya que una elevada relación pulpa/ residuos implica un mayor rendimiento en el procesamiento agroindustrial, teniendo en cuenta la elaboración de productos provenientes del despulpamiento del fruto. Durante su desarrollo, ocurre un aumento constante de los porcentajes de pulpa y semillas, con una diminución del porcentaje de cáscara, a partir de los 32 días (Tabla 21
  22. 22. 2.5). Al final del período, hay una gran diferencia entre los porcentajes de pulpa, semillas y cáscara (Galvis & Hernández, 1993a); sin embargo, el rendimiento en pulpa del fruto maduro varía según la planta, condiciones edafoclimáticas del lugar de cultivo, tratamientos del cultivo y fitosanitarios, además de las condiciones de cosecha y manejo pos-cosecha (Tabla 2.6). Tabla 2.5. Cambio en los porcentajes de rendimiento de pulpa, cáscara y semillas durante el desarrollo del fruto de Eugenia stipitata subsp. Sororia. Componente Desarrollo de los frutos (días) (%) 32 40 48 60 72 80 Pulpa 42 51 54 59 66 70 Cáscara 22 17 16 14 11 11 Semilla 19 20 20 21 24 25 Fuente: Galvis & Hernández, 1993 a. Tabla 2.6. Composición física y rendimiento en pulpa del fruto maduro de Eugenia stipitata subsp. sororia. Pinedo et al. Andrade et al. Ferreira Donadio (1981)1 (1989)2 (1989)2 (1997)3 Peso del fruto (g) 159.5 158.9 161.5 126.2 Peso de las semillas (g) 37.2 13.3 33.6 42.2 Peso de la cáscara (g) 12.3 9.4 25.6 22.7 Peso de la pulpa (g) 110.0 136.2 102.3 61.3 Rendimiento en pulpa 69 86 63 49 (%) (1) Iquitos, Peru; (2) Manaus, Brasil; (3) Jaboticabal, Brasil. La pulpa del fruto presenta excelentes propiedades organolépticas, que le confieren un sabor y aroma característicos. Además, tiene un alto contenido de agua, proteína, carbohidratos y fibras, y un considerable contenido de vitaminas y sales minerales (Tabla 2.7), destacándose los elevados contenidos de nitrógeno y potasio. El elevado contenido de agua del fruto favorece la elaboración de jugos (Andrade et al., 1989), pero causa el debilitamiento del mesocarpio y epicarpio, dejándolo más sujeto al deterioro. La cantidad de vitamina A en 100 g de pulpa, según Aguiar (1983), puede suplir las necesidades diarias de una persona adulta. La cantidad de vitamina C no es constante en la pulpa de los frutos (Tabla 2.7) y depende de la planta, condiciones edafoclimáticas predominantes en el ciclo del cultivo, manejo del cultivo y estado de maduración de los frutos. En Manaos, Brasil, frutos en estado de maduración comercial contenían 101,1 mg de vitamina C por 100 g de pulpa (Andrade et al., 1989). Tabla 2.7. Composición química y nutricional en 100 g de pulpa del fruto maduro de Eugenia stipitata subsp. sororia, según diferentes autores. Componente Pinedo et al. Aguiar Pezo & Pezo Andrade et al. (1981) (1983) (1984) (1989) Agua (g) 90,0 90,0 94,3 93,7 Proteína (g) 1,0 0,6 0,6 - Extracto etéreo (g) 0,3 0,2 0,03 - Carbohidratos (g) 7,0 8,9 4,6 - Fibra (g) 0,6 - 0,4 - Ceniza (g) - 0,3 0,1 - Nitrógeno (mg) 152,7 - - - Fósforo (mg) 9,0 - - - Potasio (mg) 215,3 - - - 22
  23. 23. Calcio (mg) 19,3 - - - Magnesio (mg) 10,3 - - - Sodio (mg) 0,8 - - - Manganeso (ppm) 13 - - - Cobre (ppm) 5 - - - Fierro (ppm) 87 - - - Zinc (ppm) 11 - - - Energía (cal) - 39,8 - - Vitamina A (µg) 7,8 - - - ß-caroteno (mg) - 0,4 - - Vitamina B1 (µg) 9,8 - - - Vitamina C (mg) 7,7 23,3 74,0 101,1 Pectina (g) - - 0,2 - PH 2,5 2,5 2,0 3,4 Sólidos solubles (oBrix) - - 4 4 Acidez titulable (g ac.cítrico) - - - 2,02 Relación Brix/Acidez - - - 1,98 Ácido péptico (g) - - - 0,89 Azúcares reductores (g) - - - 0,92 Azúcares no reductores (g) - - - 1,19 Carotenóides totales (mg) - - - 0,52 Fenólicos totales (mg) - - - 274,12 23
  24. 24. 3.0 Aspectos ecológicos 24
  25. 25. 3.1. Clima La planicie amazónica peruana, también conocida como Selva Baja, es la región de mayor densidad del arazá silvestre, considerándose por ello como el hábitat natural de la especie. La mayor parte de su superficie se encuentra debajo de los 350-400 m de altura, pero existen áreas que poseen cotas de hasta 600-650 m. La temperatura media anual es de 25-28°C y el total pluviométrico anual varía de 1700 a 3200 mm (Pinedo et al., 1981). El arazá, por lo tanto, es una especie de clima tropical, adaptada a las zonas calientes y húmedas, sin embargo, se ha adaptado en diversas regiones de Brasil, como en Jaboticabal (São Paulo), con un total pluviométrico anual de 1431 mm, temperatura media de 22 ºC, altitud de 575 m y localización aproximada de 48º E y 21º S (Donadio, 1997). El clima es probablemente el factor más importante para el cultivo del arazá. La planta se desarrolla adecuadamente en áreas con temperatura media mensual mínima de 18°C y máxima de 30°C, a partir de la desaparición de las heladas (Villachica et al., 1996). La influencia de la temperatura en su desarrollo no se ha estudiado aún detalladamente, pero se ha observado que la floración es mínima en el mes de menor temperatura media en la Amazonia peruana (Pinedo et al., 1981). En relación a la pluviosidad, Flores (1997) menciona un nivel mínimo tolerable de 936 mm/año, pero la franja adecuada para un buen desarrollo de la planta se sitúa entre los 1500 y 4000 mm/año (Villachica et al., 1996). A pesar de resistir períodos de 3-4 meses de sequía moderada (Calzada, 1980), se ha verificado también que la floración y fructificación son mínimas en la época de menor pluviosidad y máximas en la época de mayor pluviosidad en la Amazonia Continental (Pinedo et al., 1981; Chavéz, 1988; Falcão et al., 1988). La diferenciación de las yemas florales es posiblemente estimulada por las lluvias, que ocurren entre uno y dos meses antes que los botones florales sean visibles (Falcão et al., 1988). En Manaos (Brasil), donde el total pluviométrico anual es de aproximadamente 2500 mm, la cosecha se realiza cada tres meses, y la floración y fructificación máxima ocurren en el período lluvioso, entre noviembre y junio (FAO, 1987; Chavéz, 1988; Falcão et al., 1988). En Iquitos (Perú), donde el total pluviométrico anual se encuentra alrededor de los 2900 mm, la floración y fructificación ocurren prácticamente durante todo el año, con cosechas cada dos meses (Calzada, 1980; 1985; Pinedo et al., 1981). Es probable que la diferencia entre las dos localidades, en cuanto a intensidad de floración y fructificación durante el año y, consecuentemente, al número de cosechas/año, esté relacionada con la mayor o menor diferencia en la distribución de las lluvias entre el período lluvioso y el de sequía. En Manaos (Brasil), el total pluviométrico mensual en el período de sequía queda bajo los 100 mm, en tanto que en Iquitos (Perú) permanece generalmente sobre este valor. Sin embargo, hasta el momento, se desconocen las necesidades hídricas del cultivo. El arazá es una especie que se desarrolla normalmente en lugares cuya duración del día sea inferior a 12 horas (Quevedo, 1995). Durante la formación de la plántula, el ambiente debe presentar un 25 a 50% de luminosidad hasta pocos meses antes del transplante, cuando debe aumentarse gradualmente hasta alcanzar el 100%. En el 25
  26. 26. campo, la luminosidad ejerce influencia tanto en el desarrollo vegetativo como en la producción de frutos de arazá. El crecimiento de la planta a pleno sol es lento, por ello presenta más ramificaciones y copa más densa que en ambiente sombreado (Tabla 3.1) (Quevedo, 1995). Además, el sombreado provoca un retraso en el inicio de la producción de frutos y una disminución en el rendimiento de la planta (Tabla 3.2) (Arévalo et al., 1993; Picón & Ramírez, 1993; Quevedo, 1995). Picón & Ramírez (1993) atribuyen al sombreado causado por el pijuayo (“pupunha”), en cultivo intercalado, la reducción en la producción de frutos de arazá. Tabla 3.1. Crecimiento de plantas de Eugenia stipitata subsp. sororia en monocultivo y cultivo intercalado con Bactris gasipaes, después de cuatro años de la plantación, en Loreto, Perú. Sistema de cultivo Altura (m) Diámetro (m) Monocultivo 1.93 1.75 Intercalado 2.72 2.24 Fuente: (adaptada de Picón & Ramírez, 1993). Tabla 3.2. Rendimiento de Eugenia stipitata subsp. sororia en monocultivo y cultivo intercalado con Bactris gasipaes, Loreto, Perú. Sistema de cultivo Rendimiento (kg/ha/año) 3° año 4° año Monocultivo 325 3224 Intercalado 149 615 Fuente: (adaptada de Picón & Ramírez, 1993). 3.2. Suelos Los suelos de la Selva Baja peruana son esencialmente Alfisoles, Ultisoles y Oxisoles, caracterizados por un elevado contenido de arcilla, buena estructura y drenaje, baja fertilidad y pH alrededor del 4-4.5 (Pinedo et al., 1981). Debido a ello, el arazá se desarrolla perfectamente en suelos con bajos niveles de fertilidad, principalmente en fósforo, calcio y magnesio, elevada saturación de aluminio (80%) y acidez (Quevedo, 1995; Villachica et al., 1996). Además de ello, la planta crece fácilmente en cualquier tipo de suelo de la tierra firme de la Amazonia (Cavalcante, 1991) y soporta inundaciones periódicas y cortas (Pinedo, 1981; Quevedo, 1995; Flores, 1997). En plantaciones comerciales, sin embargo, las características de los suelos deben ser cuidadosamente analizadas, buscando el mayor rendimiento de la planta. Se recomiendan los suelos profundos, bien estructurados, bien drenados y de buena fertilidad (FAO, 1987; Pinedo et al., 1981). En cuanto a la textura, deben ser de preferencia suelos arcillosos, pues poseen mayor poder de retención de agua y nutrientes, que se reflejan directamente en la producción de frutos (Tabla 3.3) (Arévalo et al., 1993). El declive del terreno debe ser suave (inferior al 2.5%), a causa de la erosión y percolación de los nutrientes del suelo (Pinedo, 1981; Quevedo, 1995). Debido a su rápido crecimiento y rusticidad, Calzada (1980) menciona que el arazá se 26
  27. 27. puede usar para controlar ciertos tipos de erosión, principalmente si se intercala con el cultivo de caupí (Vigna sp) en los dos primeros años después de la plantación. Tabla 3.3. Rendimiento medio de Eugenia stipitata subsp. sororia bajo sistema de multiestrato, en relación al contenido de arcilla de la parte superficial del suelo (0-15 cm), en Yurimaguas, Perú. Arcilla (%) Rendimiento (kg/ha/año) 2° año 3° año 4° año 7 900 1870 2640 17 1540 2320 4310 Fuente: (adaptada de Arévalo et al., 1993). 27
  28. 28. 4.0 Aspectos agronómicos 28
  29. 29. 4.1 Variedades En el sentido estricto de la palabra, no existen variedades cultivadas de arazá. Para la especie Eugenia stipitata se han descrito dos subespecies (ver item 2.1), la E. stipitata subsp. sororia ha sido considerada del tipo cultivado, pero se han encontrado también variaciones considerables en cuanto a los atributos de la planta y del fruto (Clement, 1989; Villachica et al. 1996). Tomando en cuenta la inexistencia de variedades o tipos más adecuados para hacer plantaciones, se sugiere el uso de plantas matrices aptas que podrían proveer semillas, injertos o estacas para la formación de nuevas plántulas. En tal caso, deben observarse determinadas características agronómicas y sanitarias en su selección, tales como: hábito de crecimiento arbustivo; producción sobre los 30 kg/planta/año; precocidad, que el comienzo de la producción económica sea a partir del tercer año de su plantación, vigor; en cuanto al desarrollo vegetativo y producción; sanidad de las plantas y frutos, utilizando aquellas exentas de plagas e enfermedades, principalmente mosca de la fruta (Anastrepha obliqua); fruto con un peso promedio superior a 150 g, sabor típico, cáscara firme y lisa, perfume acentuado y cantidad de sólidos solubles superior a 6 ºBrix. Además de las ya citadas, se pueden considerar otras características que se juzguen importantes, relacionadas con cada lugar de cultivo o destino de la producción. Un procedimiento interesante que ayudaría en la mejoría del material a ser utilizado, sería la práctica de la selección masal estratificada, que podría ser realizada por instituciones públicas de investigación, extensión o fomento de cada lugar, o también, por agricultores debidamente orientados. La selección masal estratificada se inicia con la identificación de las plantas de arazá disponibles en la comunidad rural. Las plantas pueden estar aisladas en los huertos domésticos de vecinos, en pequeñas plantaciones homogéneas, e incluso en una plantación homogénea mayor. Todas estas plantas deben ser consideradas cuando se comienza la selección. Una vez identificadas, las plantas se deben agrupar en estratos, para diferenciados tipos de suelo, pendiente, grado de sombreado y procedencia (en el caso de que las plantas tengan distintos orígenes). Por ejemplo, en una comunidad rural es común encontrar algunas casas en una pendiente con un tipo de suelo y otras en una bajada con otro tipo de suelo; en este caso se diferenciarán dos estratos, el primero en la pendiente con suelo más arcilloso y el segundo en la bajada con suelo más arenoso. Otra situación sería de una plantación homogénea, en donde los suelos generalmente varían de un área a otra, siendo posible diferenciarlos en dos o más estratos conforme a los tipos encontrados, incluso por la observación del mejor o peor crecimiento de las plantas. ¿Por qué identificar los estratos? Dentro de los estratos los ambientes son más homogéneos que entre los estratos. El arazá tiende a crecer en forma distinta en cada ambiente, de manera que si comparamos plantas en un mismo estrato estaremos comparando tipos genéticos (que interesan a nuestra selección) en lugar de una 29
  30. 30. combinación de genética y ambiente (donde no se puede saber si el ambiente es más importante que la genética). En cada estrato, se seleccionan las mejores plantas conforme a los criterios mencionados anteriormente. Puede que sea necesario seleccionar dos o más plantas en cada estrato, dependiendo de la cantidad de plántulas necesarias para la nueva plantación. ¿Por qué hacer una selección? Usted como productor desea vender solamente los mejores frutos para que sus consumidores lo lleguen a conocer como un productor de calidad. Para obtener la calidad, usted precisa seleccionar. Además, al dirigirse a una frutería importante, con muchos productores que venden en un solo mercado, el precio del fruto de arazá tenderá a caer debido a la abundante oferta. Cuando esto sucede, solamente los productores de buena calidad y buena productividad tienen oportunidad en el mercado. Por lo tanto, el productor que practica la selección tendrá mayor probabilidad de ser uno de los pocos que tendrá éxito. Después de cosechar los frutos de las plantas seleccionadas (ahora llamadas plantas matrices), las semillas deberán ser mezcladas, sembradas, repicadas y preparadas para otro ciclo de selección masal estratificada, esta vez en el vivero. El vivero también puede ser dividido en estratos: un lado recibe más sombra que otro, una hilera de sacos ha sido preparada con un lote de tierra y otra hilera con otro lote de tierra, etc. En cada estrato se selecciona las mejores plantas para llevar a la plantación definitiva, pero antes de plantarlas es importante mezclarlas nuevamente, la última parte del proceso de selecciónmasal. Esta secuencia de dos estratificaciones, dos selecciones y dos masificaciones permitirá al productor llevar las mejores plántulas disponibles en su comunidad a su nueva plantación. Dependiendo del número de plantas inicialmente presentes en su comunidad, la mejoría puede ser muy grande o apenas razonable, pues cuanto mayor es el número de plantas utilizadas al inicio del proceso y más rigurosa fue la selección, mejor será el resultado. 4.2 Propagación y manejo en el vivero La propagación de arazá se hace normalmente por medio de semillas. A pesar de ello, existen algunas experiencias que demuestran la posibilidad de la propagación asexuada (Picón, 1985; Flores, 1997). Debido a la ausencia de material mejorado, el arazá debe ser propagado a partir de plantas matrices seleccionadas tomando en cuenta las sugerencias mencionadas anteriormente, a fin de lograr un mejor resultado con el cultivo de esta especie. 30
  31. 31. 4.2.1 Propagación por semillas 4.2.1.1 Procesamiento de las semillas Los frutos destinados a la extracción de semillas deben estar maduros, lo que se verifica por medio del color amarillo y uniforme de la cáscara, ya que es el estado en que las semillas presentan el mayor poder germinativo (Picón, 1989; Villachica et al., 1996). Después de la cosecha manual de los frutos, las semillas pueden ser extraídas inmediatamente o mantenidas en el proprio fruto, a medio ambiente por hasta 5 días sin que pierdan su poder germinativo (Pinedo et al., 1981). La extracción de las semillas de arazá puede ser manual o mecánica. El primer método es recomendable en los casos en que hay pequeñas cantidades de frutos. Para grandes cantidades de frutos, donde se pretenda aprovechar comercialmente tanto las semillas como la pulpa, es aconsejable utilizar el método mecánico, lo que justificaría la adquisición de una despulpadora (Gentil & Ferreira, 1997). El tiempo requerido para la extracción de semillas por los métodos manual y mecánico es prácticamente el mismo. Sin embargo, Gentil & Ferreira (1997) constataron que el método mecánico es el más eficiente debido a la menor cantidad de residuos adherido a las semillas y al mayor rendimiento en pulpa de los frutos que éste proporciona. Las semillas extraídas manualmente quedan con muchos residuos de pulpa y tejido placentario adheridos al tegumento. Por ello, deben ser sometidas a limpieza por medio de fricción manual con aserrín tamizado (1:1/v:v, o sea, para un determinado volumen de semillas, igual cantidad de aserrín), arena+aserrín tamizados (1:0,5:0,5/v:v:v), cal hidratada (5,5:1/v:v) o solamente en tamiz. Las semillas extraídas por la despulpadora poseen menos residuos de pulpa y tejido placentario, pero quedan mezcladas con las cáscaras (epicarpio) de los frutos. La limpieza en este caso consiste en la separación manual de los restos de cáscara y tejido placentario (sin fricción). Posteriormente, en cualquiera de los dos tratamientos adoptados, las semillas deben ser lavadas bajo agua corriente con presión sobre el tamiz (Gentil & Ferreira, 1997). El tiempo requerido para la limpieza de las semillas en los diferentes tratamientos citados anteriormente es diferente (Tabla 4.1). El tratamiento “fricción con cal hidratada” es el menos trabajoso y el más eficiente, ya que el producto degrada rápida y completamente los residuos adheridos al tegumento de las semillas (Gentil & Ferreira, 1997). Requiere, sin embargo, el uso de tamices apropiados. Tabla 4.1. Tiempo medio requerido en la limpieza de 1 kg de semillas de arazá (Eugenia stipitata). Tratamiento Minutos Sin fricción 16,2 Fricción con aserrín 7,9 Fricción en tamiz 7,5 Fricción con arena + aserrín 7,1 Fricción con cal hidratada 5,1 Fuente: Adaptada de Gentil & Ferreira, 1997 31
  32. 32. Gentil & Ferreira (1997) no constataron ningún efecto inmediato de daños sobre la calidad fisiológica de las semillas procesadas por los tratamientos antes mencionados (Tabla 4.2), a pesar de haber verificado el oscurecimiento del tegumento de las semillas sometidas a “fricción con cal hidratada” y a la presencia de pequeñas escaras en las sometidas a la “fricción en tamiz”. Sin embargo, cuando sea necesario almacenar las semillas, es recomendable adoptar los métodos de extracción manual y de limpieza por “fricción con aserrín” o “arena+aserrín”, hasta que se haya comprobado si después de la aplicación de los tratamientos “fricción con cal hidratada”, “en tamiz” y “sin fricción” (despulpamiento mecánico), pueden presentarse efectos latentes, los cuales se tornan aparentes después de distintos períodos de almacenamiento (Gentil & Ferreira, 1997). Tabla 4.2. Emergencia (%) e índice de velocidad de emergencia de plántulas (IVE), en semillas de arazá (Eugenia stipitata) sometidas a diferentes métodos de extracción y limpieza. Tratamiento Emergencia (%) IVE Fricción con cal hidratada 98 a1 0,99 a1 Fricción con aserrín 96 ab 0,85 ab Fricción en tamiz 92 ab 0,80 bc Fricción con arena+aserrín 92 ab 0,75 bc Sin fricción2 91 ab 0,78 bc Fricción con arena 89 b 0,66 c CV (%) 7 10 1 - Los promedios seguidos de la misma letra no difieren entre sí por la prueba de Tukey, al nivel de 5 % de probabilidad. 2 – En el tratamiento “Sin fricción” las semillas fueron extraídas mecánicamente, en los demás, manualmente. Fuente: Gentil & Ferreira, 1997 La “fricción con arena” no es eficiente en el proceso de limpieza (Tabla 4.2). Los residuos que quedan adheridos al tegumento de las semillas después del tratamiento, influencian negativamente su calidad fisiológica (Gentil & Ferreira, 1997). En caso de aplazamiento de la limpieza o para facilitar el proceso, las semillas pueden quedar inmersas en agua hasta por 7 días, con cambio diario de agua, antes de ser sometidas a fricción y lavado, sin comprometer su calidad fisiológica (Tablas 4.3 y 4.4). La permanencia de las semillas en la misma agua por más de un día provoca una reducción en el porcentaje de emergencia del almácigo y en el vigor (Gentil & Ferreira, 1997), posiblemente debido a la fermentación. La gran variabilidad de las semillas de arazá puede perjudicar el proceso posterior de secado, principalmente en cuanto a uniformidad, además de influir en la calidad del almácigo producido. De este modo, luego después de la limpieza, las semillas de menor tamaño y/o peso deben ser eliminadas (Pinedo, 1981; Ferreira, 1989). El peso de 1.000 semillas, con un 50% de humedad, es de aproximadamente 2.835 g (Villachica et al., 1996). 32
  33. 33. Tabla 4.3. Emergencia (%) de plántulas en semillas de arazá (Eugenia stipitata) sometidas a limpieza por fermentación natural, con y sin cambio diario de agua, en diferentes períodos . Período de Cambio diario de agua Promedio fermentación (días) Con Sin 1 96 A 98 a A 97 a 2 99 A 86 b B 92 ab 3 94 A 93 abA 94 ab 4 95 A 88 b A 92 ab 7 92 A 88 b A 90 b Promedio 95 A 91 B CV (%)= 9,46 Testigo 80 1 – Los promedios seguidos de la misma letra minúscula en las columnas y de la misma letra mayúscula en las líneas no difieren entre sí por la prueba de Tukey, al nivel de 5% de probabilidad. Fuente: Gentil & Ferreira, 1997 Tabla 4.4. Indice de velocidad de emergencia de plántulas en semillas de arazá (Eugenia stipitata) sometidas a limpieza por fermentación natural, con y sin cambio diario del agua, en diferentes períodos . Período de Cambio diario del agua Promedios fermentación (días) Con Sin 1 0,84 0,74 0,79 a 2 0,81 0,73 0,77 a 3 0,81 0,79 0,80 a 4 0,85 0,83 0,84 a 7 0,80 0,77 0,78 a Promedio 0,82 A 0,77 B CV (%)=9,45 Testigo 0,53 1- Los promedios seguidos de la misma letra minúscula en la columna y de la misma letra mayúscula en la línea no difieren entre sí por la prueba de Tukey, al nivel de 5% de probabilidad. Fuente: Gentil & Ferreira,1997 Las semillas de arazá presentan un grado elevado de humedad (Tabla 4.5), con variaciones debidas a factores genéticos, edáficos, climáticos y morfológicos (tamaño de las semillas) (Anjos, 1998). Por ello, es recomendable realizar un secado parcial a la sombra, sobre papel absorbente, por un período máximo de 24 horas (Pinedo et al., 1981). El secado de las semillas debe realizarse con cuidado, pues la desecación excesiva, por debajo del nivel crítico de humedad situado entre el 59% e 47%, provoca perjuicios en la calidad fisiológica (Figura 4.1 y Tabla 4.6). La desecación de las semillas a niveles iguales o inferiores al 26% de agua es letal en arazá. (Gentil & Ferreira, 1999). 33
  34. 34. Tabla 4.5. Grado de humedad de semillas individuales de arazá (Eugenia stipitata), obtenido en diferentes cosechas en Manaos, Brasil. Procedencia Fecha de Nº de Grado de humedad (%) Cosecha Semillas Media Máx. Mín. INPA (V8) Nov/95 20 59,0 68,7 48,4 BR 174 (Km 14) Mar/96 100 65,9 78,7 52,4 Univ. do Amazonas Jun/96 225 62,0 73,1 50,9 Fuente: Adaptada de Anjos, 1998 Figura 4.1. Relación entre el grado de humedad de las semillas y emergencia de las plántulas de arazá (Eugenia stipitata). 100 80 Emergencia (%) 60 40 20 0 0 10 20 30 40 50 60 70 Contenido de humedad (% ) Fuente: Gentil & Ferreira, 1999 Tabla 4.6. Indice de velocidad de emergencia (IVE), altura de plántulas, diámetro del tallo, número de hojas y materia seca de plántulas obtenidas de semillas de arazá (Eugenia stipitata) con diferentes grados de humedad, después del secado natural en laboratorio . Grado de IVE Altura Diámetro del Número de Peso de materia humedad (%) (cm) tallo (mm) hojas seca (g) 58,8 0,60 a 12,9 a 1,2 a 24,1 a 0,15 a 47,1 0,38 b 11,6 a 1,1 a 19,2 a 0,12 a 35,2 0,12 c 5,9 b 0,6 b 9,6 b 0,07 b 25,8 0,01 d 0,7 c 0,1 c 1,2 c 0,01 c 18,5 0,00 d 0,0 c 0,0 c 0,0 d 0,00 c 16,4 0,00 d 0,0 c 0,0 c 0,0 d 0,00 c CV (%) 21,7 16,3 11,5 17,4 29,3 Los promedios seguidos de la misma letra no difieren entre sí por la prueba de Tukey, al nivel de 5 % de probabilidad. Fuente: Gentil & Ferreira, 1999 34
  35. 35. 4.2.1.2 Almacenamiento de las semillas Las semillas de arazá se clasifican dentro del grupo de las llamadas semillas recalcitrantes, o sea, pierden rápidamente la viabilidad si el contenido de agua decrece en pequeñas cantidades (Pinedo 1981 e 1984; Picón, 1989; Gentil & Ferreira, 1999). Debido a ello, la conservación del poder germinativo de las semillas, a ejemplo de otras especies de este mismo grupo, se torna difícil, aunque sea por pequeños períodos. El fruto del arazá, una vez cosechado, puede ser guardado por hasta cinco días, bajo condiciones de medio ambiente, sin que las semillas pierdan su poder germinativo. A partir de las 24 horas de extraídas, la semillas comienza a perder su viabilidad, reduciendo al 70 % su poder germinativo después de un período de cinco días (Pinedo et al., 1981). Las semillas mantenidas sumergidas en agua corriente o manantiales naturales, o incluso en agua detenida, cambiándola cada 2 o 3 días, pueden ser conservadas por hasta dos meses, con una pequeña reducción en la tasa de germinación (Pinedo, 1981 e 1984; Picón, 1989; Quevedo, 1995). Manteniéndolas en refrigerador, después de cuarenta días pierden más del 70% de su poder germinativo (Giacometti & Lleras, 1992). En el INPA, en Manaos (AM, Brasil), se ha tenido un éxito relativo con el almacenamiento de las semillas a 20ºC, durante 3 a 5 meses (datos no publicados). En este caso, inicialmente las semillas se limpian y después son tratadas con hipoclorito de sodio al 0,5%, por diez minutos. En seguida, se secan a la sombra por más o menos 24 horas, apenas el tiempo necesario para perder el exceso superficial de agua y adquirir el aspecto de secas. De preferencia el procedimiento anterior debe efectuarse en un área libre de polvo y del tránsito de personas o animales a fin de minimizar la acción de los contaminantes. Posteriormente, son tratadas con Thiram, polvo seco, a base de 300 g del producto comercial por 100 kg de semillas, y luego acondicionadas en sacos doble de plásticos y almacenadas en cámara a 20ºC. Periódicamente, es necesario revisar los envases, de modo de identificar con tiempo la aparición de hongos, lo que requeriría un nuevo tratamiento de las semillas, o el descarte de las mismas. 4.2.1.3. Tratamientos pre-germinativos La germinación de las semillas de arazá es lenta y no uniforme, pudiendo tardar entre 45-90 días para iniciar y 180-270 días para terminar el proceso (Chávez & Clement, 1984), indicando la presencia de mecanismos de dormencia. Una de las causas de la dormencia de las semillas es la resistencia mecánica del tegumento a la expansión del embrión (Pinedo et al., 1981; Gentil & Ferreira, 1999). Anjos (1998) verificó que la destegumentación, con el auxilio de una hoja de afeitar, solamente de la zona meristemática es suficiente para acelerar la emergencia de las plántulas (Tabla 4.7), ya que la remoción total del tegumento es bastante trabajosa y onerosa (Gentil & Ferreira, 1999). Sin embargo, a pesar de la reducción del tiempo de emergencia del almácigo, con inicio a los 40 días y término a los 150 días, es evidente la existencia de otra(s) causa(s) de la dormancia de las semillas. 35
  36. 36. Tabla 4.7. Emergencia del epicótilo evaluados en semillas de arazá (Eugenia stipitata), sometidas a diferentes tratamientos pre-germinativos Tratamiento Emergencia Tiempo de emergencia (días) (%) Inicial Final Promedio Semillas intactas 68 a 60 a 232 ab 112 a Cortadas al medio 89 a 50 a 260 a 103 a Cortadas en el meristema 77 a 61 a 204 ab 96 a Destegumentada en el 83 a 40 a 150 b 69 b meristema Destegumentada totalmente 93 a 35 a 132 b 58 b CV (%) 14,7 10,5 23,5 9,6 1 - Los promedios seguidos de la misma letra no difiere entre sí por la prueba de Tukey, al nivel de 5 % de probabilidad. Fuente: Adaptada de Anjos, 1998 El tiempo promedio de emergencia de la raíz primaria y del epicótilo puede ser reducido asociando la destegumentación en la zona meristemática con la temperatura ideal de germinación de las semillas. Las temperaturas mínima, óptima y máxima para emergencia de la raíz primaria son 15°, 30° y <35°C y para emergencia del epicótilo 20°, 30° y <35°C, respectivamente. La temperatura de 35°C parece ser letal para las semillas de arazá (Anjos, 1998). Gazel Filho et al. (1996) recomiendan que, antes de la siembra, las semillas de arazá sean colocadas a 5oC, durante 5 días, lo que proporciona una mayor tasa de germinación en menor tiempo. 4.2.1.4. Siembra La siembra debe efectuarse en surcos de 2 cm de profundidad, con espaciamiento de 4 cm entre surcos y de 2 cm entre semillas. Otra manera es colocar las semillas en un saco plástico sin substrato o con carbón molido, lo que proporciona una germinación más rápida (Chávez & Clement, 1984; Picón, 1989; Quevedo, 1995). En este sistema, las semillas deben ser retiradas del saco luego después de la emergencia y, considerando que fueron transferidas directamente al vivero presentan un lento desarrollo inicial, colocadas en una caja con una mezcla de arena y aserrín (Quevedo, 1995). 4.2.1.5. Repicado El repicado consiste en transferir las plántulas de la sementera a los sacos plásticos. Esto puede hacerse a los 2-3 meses después de la germinación o cuando las plantas presentan 7 a 10 cm de altura e 6-10 hojas (Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984; Quevedo, 1995). Segun Ydrogo et al. (1996), las plántulas de arazá presentan asociación con hongos micorríticos, lo que aumenta su capacidad de absorber nutrientes de lenta difusión como fósforo, zinc y cobre. Las plantas permanecen en el vivero por 6-9 meses, cuando tienen una altura de más o menos 25 cm, o hasta 12 meses, alcanzando los 35-50 cm. En la primera mitad de este período deben permanecer bajo sombreado intenso (50-75%), posteriormente se someterán a 36
  37. 37. un sombreado ralo (15-25%) (Pinedo, 1981; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984). Un mes antes del transplante al campo, la sombra debe ser eliminada, dejando los almácigos a pleno sol para su aclimatación. 4.2.2. Propagación asexuada En fruticultura es común la propagación asexuada como forma de garantizar la clonación de caracteres deseables, encontrados en una determinada planta “elite”. Existen pocas experiencias de propagación vegetativa con arazá, fuera de que los resultados alcanzados son pocos expresivos. Entre los métodos de injerto ensayados por Picón (1985), la implantación con lengüeta fue el que presentó mejores resultados (71 %), superior a los demás (injerto lateral, inglés simple e inglés con lengüeta). Flores (1997) sugiere la propagación por injerto del tipo “púa terminal”. En la propagación por estacas, Picón (1985) no obtuvo resultados favorables con los tratamientos aplicados; apenas consiguió la formación de callos en estacas con diámetro variando entre 1,8 a 2,3 cm. Incluso el uso de ácido indolbutírico, en las concentraciones de 0,1 y 0,3 %, no proporcionaron resultados satisfactorios. Considerando que normalmente las plantas de semillas no reproducen las características deseadas de un determinado material, la investigación sobre la propagación asexuada de arazá es de gran importancia para el desarrollo del cultivo de esta especie. La posibilidad de multiplicar el arazá vegetativamente (in vitro o in vivo) puede significar obtener ganancias mucho más rápido en cuanto a precocidad, productividad y calidad de los frutos. De este modo, se deben estimular las investigaciones sobre métodos de propagación asexuada, procurando identificar el mejor tipo de propágulo (injerto o estaca), como asimismo las condiciones ideales para que se desarrolle (humedad, temperatura, luminosidad, concentración de hormonas de crecimiento, etc.). 4.2.3. Instalaciones y manejo del vivero Las instalaciones destinadas a los almácigos de arazá deben estar ubicadas en terreno plano o ligeramente inclinado, asoleado, con buen drenaje y regado con agua de buena calidad. Asimismo, debe ser de fácil acceso, pero fuera del de tránsito de personas o animales. El vivero puede ser provisorio o definitivo. En el primer caso, generalmente está construido con materiales menos resistentes, como bambú o madera (menos durable) y cubierto con hojas de palmera. El vivero permanente está normalmente construido con materiales más resistentes, como albañilería o madera de buena calidad y cubierto con tela para sombra y, por lo tanto, puede ser usado por un período mayor de tiempo. La selección de uno u otro tipo de vivero depende de la necesidad (cantidad y frecuencia) de plántulas a ser producidas, como también de los recursos financieros y de la disponibilidad de los materiales en la región. 37
  38. 38. El control ambiental del vivero consiste en controlar la luminosidad. En la fase de germinación y desarrollo de las plántulas de los almácigos, el sombreado debe ser de 50-75 %; mientras que en la fase de aclimatación, antes del transplante debe ser de 15- 25 % (Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984). En el vivero provisorio el aumento de la luminosidad puede lograrse por la eliminación gradual de las hojas de palmera. Por otro lado, en el permanente, el área puede dividirse en dos conforme a la necesidad de luz de los almácigos, y de esta forma recibir la cobertura por medio de una tela adecuada para dar sombra. La altura de la cubierta debe ser de 1,8 a 2,0 m del nivel del suelo y el espaciamiento entre los postes (2,5 m de largo y 0,16 m de diámetro) de 3,2 x 3,2 m o 3,6 x 3,6 m. La protección lateral del vivero es necesaria a fin de evitar el acceso de animales y el exceso de exposición al sol de los almácigos, para ello puede usarse el mismo tipo de material empleado en la cubierta. Es recomendable que en el vivero haya un área destinada al almacenamiento de materiales (substratos, abonos, defensas, recipientes y herramientas) y equipos (pulverizadores), que deben ser protegidos del sol y de las lluvias. Otra área debe estar reservada para el procesamiento de las semillas, la que estará compuesta por un estanque con agua corriente para el lavado, y un mesón (85-90 cm de alto, 100 cm de ancho y largo variable) para el secado y manipulación de las semillas. La almaciguera puede estar hecha en un cajón o caja de madera. El cajón está hecho en madera, a nivel del suelo, con una altura de 20-30 cm, 100-120 cm de ancho y largo variable, de acuerdo con el número de almácigos a ser producidos. La caja de madera (40-60 cm de ancho, 50-70 cm de largo, 15-25 cm de profundidad, usando tablas de 2 cm de espesor) debe quedar suspendida sobre una banca de madera (85-90 cm de alto, 100-140 cm de ancho y largo variable). En la almaciguera se pueden usar diferentes tipos de substratos, tales como el aserrín tamizado parcialmente decompuesto, cáscara de arroz, mezcla de arena y aserrín, u otro material que retenga la humedad y facilite el trabajo de repicado sin dañar las raíces (Pinedo et al., 1981; Picón, 1989). Por otro lado, Ferreira (1989) constató que el uso de aserrín como substrato favorece la germinación de las semillas y la emergencia de las plántulas. El substrato debe colocarse de 1 a 5 cm bajo el borde superior de la caja o del cajón. Al efectuarse el repicado, los almácigos son transferidos a bolsas de polietileno de 2 kg, que contienen como substrato una mezcla de humus y estiércol de gallina curtido, en la proporción de 5:1 (v:v) (Picón, 1989). Se pueden emplear otros substratos, dependiendo de la disponibilidad de los componentes de la mezcla en cada lugar. Las bolsas deben apilarse en canteros de 100-120 cm de ancho y 10-20 m de largo, dejando libres los corredores laterales (40-60 cm de ancho) y el corredor central para el manejo y transporte de los almácigos. Estos canteros deben tener una protección lateral para evitar que las bolsas se den vuelta, lo que puede hacerse con estacas de madera y alambre galvanizado. Los principales cuidados en el vivero son el riego, el control de malezas y control de plagas y enfermedades. La irrigación debe realizarse diariamente en las primeras horas de la mañana y/o al final de la tarde, de acuerdo a las condiciones climáticas locales. La eliminación de las 38
  39. 39. malezas es manual debe efectuarse periódicamente en las bolsas de los almácigos y en los corredores del vivero. Se deben realizar inspecciones periódicas para observar la presencia de plagas y enfermedades, tomando las providencias del caso cuando sea necesario a fin de evitar que el problema se agrave. 4.3 Preparación del terreno y transplante Antes del transplante a campo, es necesario realizar las siguientes actividades: 1) preparación del terreno, que consiste en la limpieza del área; 2) marcación de los hoyos, conforme al espaciamiento escogido; y 3) preparación de los hoyos. Una vez terminado el transplante, se realiza la siembra del cultivo de cobertura, a fin de proteger el suelo y también disminuir los costos de limpieza del área (Quevedo, 1995). La preparación del terreno es una actividad que debe iniciarse, por lo menos, durante el período final de formación de las plántulas para que cuando ya estén listas, puedan ser llevadas al campo en el momento exacto. Aún teniendo en cuenta que el arazá no es una planta muy exigente, se debe dar preferencia a las áreas planas o con poco declive, con suelos profundos y bien drenados (Picón, 1989). Se debe evitar el uso de áreas de bosques, ya que éstas no siempre ofrecen de inmediato condiciones adecuadas para la agricultura, además del costo ambiental que puede representar. Se debe priorizar el uso de matorrales, áreas de malos cultivos o pastizales abandonados. Está claro que cada una de estas áreas tienen sus peculiaridades y que debido a ello requieren ajustes en los procedimentos de preparación del terreno. Cualquiera que sea la opción del área, el terreno debe ser preparado con antelación. Utilizando un matorral de aproximadamente 10 años, en el cual el tamaño de la vegetación varía conforme a la edad, la limpia se realiza (eliminación de los bejucos y arbustos), al final del período lluvioso. Pasado un mes, y si es absolutamente necesario, se procede a talar los árboles de mayor tamaño los que deben secarse por dos meses, para luego ser quemados. En la Amazonia, el uso de máquinas agrícolas para la preparación del suelo es poco frequente. Muchas veces, este procedimiento lleva a problemas de compactación del suelo dando origen a la necesidad de intervenir con otros equipos, lo que hace bastante oneroso el costo de plantación del cultivo. Cuando los almácigos de arazá alcanzan entre 25 a 50 cm de altura, dentro de seis meses a un año después del repicado, están listos para su transplante al lugar definitivo (Picón, 1989). Las plantas de menor tamaño o edad deben evitarse pues tienen dificultad para establecerse y encarecen los costos de mantención (Pinedo, 1981). Con el terreno limpio y los almácigos listos, se hacen los hoyos cuyas dimensiones (ancho, largo y profundidad) pueden variar de 30 a 50 cm (Pinedo, 1981; Pinedo et al., 1981; Chávez & Clement, 1984); mientras más grandes sean, ofrecerán mejores condiciones para que las plantas se establezcan en el campo. Sin embargo, los hoyos muy grandes encarecen los costos de plantación del cultivo, siendo necesario encontrar para cada agricultor y/o lugar, el punto de equilíbrio entre los beneficios y los gastos. Depués de aclimatadas, las plántulas de los almácigos deben ser seleccionadas por vigor y sanidad (Chávez & Ferreira Filho, s. d.). El transplante debe realizarse de preferencia en el período lluvioso (Picón, 1989). Antes de la plantación definitiva, los hoyos pueden ser fertilizados con 10 a 15 litros de estiércol de corral o 3 kg de estiércol de gallina curtido (Chávez & Clement, 1984). Al momento del transplante, se debe rasgar y eliminar la bolsa de polietileno, teniendo la 39
  40. 40. precaución de no dañar las raíces. La planta se coloca en el hoyo de modo que el tallo coincida con el nivel del terreno (Pinedo et al., 1981). 4.4 Densidad de la plantación El espaciamiento adecuado de cualquier especie depende, entre otros factores, del tamaño y arquitectura de la planta, así como de la fertilidad del suelo en donde ésta se establecerá. En general, en suelos más pobres se pueden adoptar espaciamientos menores, en tanto que en suelos de buena fertilidad, en donde hay un mayor desarrollo vegetativo, las plantas requieren un mayor distanciamiento a fin de expresar mejor todo su potencial productivo. Existe poca información que relacione el espaciamiento entre las plantas de arazá y la producción de frutos. En general, los datos sobre este asunto son relatos de experiencias con una determinada densidad, sin haber comparación con otras. Varios autores (Pinedo, 1981; Picón, 1989; Giacometti & Lleras, 1992) sugieren un espaciamiento de 3 x 3 m, lo que no es efectivo para otros. Swift & Prentice (1983) sugieren 5 a 6 m entre líneas por 3 entre plantas. Alfaia et al. (1988 a y b) no obtuvieron resultados favorables con el uso de espaciamientos reducidos (2 x 2, 3 x 2, y 2,5 x 2,5 m); de modo que sugieren como más adecuados los de 3 x 4 y 4 x 4 m (Alfaia et al., 1988 a). Picón & Ramírez (1993) alcanzaron una producción elevada, bajo monocultivo, con un espaciamiento de 4 x 4 m, sin embargo decayó drásticamente al intercalarse con pupunha, lo que se atribuyó al sombreado causado por esta palmera. Kanten (1994) observó que el espaciamiento de 3 x 3 m, sin poda, fué demasiado pequeño, recomendando también un distanciamiento de 4 x 4 m. Villachica et al. (1996) sugieren que el espaciamiento puede ser de 3 x 3 m hasta los 8 a 10 años, cuando se elimina una línea en forma alterna y la plantación queda con un espaciamiento de 6 x 3 m; luego de algunos años, se debe eliminar una planta alternadamente, dejando el espaciamiento definitivo en 6 x 6 m. 4.5 Cultivo consociado Durante los dos primeros años en el campo, el arazá puede ser asociado con cultivos temporales, lo que permite un ingreso extra de productos, o renta, ayudando a compensar los costos de implantación del cultivo (Pinedo et al., 1981; Picón, 1989; Acosta et al., 1993; Picón & Ramirez, 1993; Villachica et al., 1996). Además este procedimiento protege el suelo contra el impacto directo de las lluvias, que pueden causar erosión, como también reduce el número de limpias, lo que disminuye el costo de mantención del área. Entre las especies temporales asociadas al cultivo del arazá, la mandioca (Manihot esculenta) se destaca como la de mayor volumen de producción, entre 11,9 a 24,5 ton/ha/año (Pinedo et al., 1981; Picón, 1989). Otras especies, a pesar de presentar un menor rendimiento, se muestran promisorias, como por ejemplo la cocona (Solanum sessiliflorum), 10,1 ton/ha/año; guabiraba (Campomanesia lineatifolia), 4,5 ton/ha/ano y el arroz (Oryza sativa), 1,0 ton/ha/ano (Picón, 1989). Es destacable que es importante tener en cuenta los requerimientos básicos de cada especie temporal, espaciamiento, 40
  41. 41. fertilización y distanciamiento relativo al arazá, de modo que ninguna de las dos especies vea perjudicado su desarrollo. Los intervalos entre las plantas de arazá pueden ocuparse también con especies de leguminosas de hábito rastrero. Estas, además de proteger y mejorar la estructura del suelo, fijan normalmente el nitrógeno atmosférico, aprovechándolo posteriormente para el cultivo y favoreciendo su desarrollo. En Yurimaguas, en el Perú (Perez, 1991), la cobertura del suelo con kudzu (Pueraria phaseoloides) proporcionó mejores resultados en la producción de frutos de arazá, que cuando se hizo con centrosema (Centrosema macrocarpum). Tomando en cuenta el manejo en el campo, Quevedo (1995) sugiere la plantación de desmodium (Desmodium ovalifolium), toda vez que esta especie no cubre la planta de arazá, llevándola a su muerte, como puede suceder con el kudzu, si no se maneja bien. Flores (1997) previene en cuanto a la necesidad de un manejo cuidadoso para prevenir la incidencia de insectos que se hospedan en las leguminosas desmodium y centrosema. La habichuela caupi (Vigna spp), a pesar de presentar un bajo rendimiento de granos (entre 150 a 457 kg/ha/ano; Pinedo et al., 1981; Picón, 1989), también se puede considerar una especie de cobertura importante, ya que se trata de una leguminosa con facilidad para fijar nitrógeno en el suelo. La asociación de arazá con cultivos perennes es algo que se debe realizar con cautela. En primer lugar, es necesario tener muy bien definido cuál(es) son el(los) producto(s) de mayor importancia a ser obtenido(s) en el área a ser plantada, y si esta importancia cambia con el tiempo. Otra consideración importante que debe tomarse encuenta es que el arazá es una planta de tamaño pequeño y que necesita estar a pleno sol, a fin de expresar el máximo de su producción. La plantación intercalada con pupunha (Bactris gasipaes) diminuye drásticamente la producción de arazá, lo que se atribuye a la sombra proporcionada por la pupunha (Picón & Ramirez, 1993). La pupunha ha perjudicado también la producción del copoasú (Theobroma grandiflorum), cuando ha estado en consorcio, lo que según S. S. Alfaia (com. pess.), se debe a la mayor eficiencia del sistema radicular de la pupunha en explorar la capa superficial del suelo. En el caso de elegirse más de un producto o especie con la misma importancia, produciendo en una misma época y por tiempo indeterminado, las especies a ser asociadas deben tener por lo menos un tamaño semejante al del arazá. En este caso, a modo de sugerencia, se podría probar con un cultivo mixto de arazá con camu-camu (Myrciaria dubia) o con acerola (Malpighia glabra), o incluso las tres especies a la vez. En cualquiera de las situaciones, el espaciamiento mínimo a ser adoptado debería ser de 4 x 4 m. Por otro lado, si la importancia del arazá fuere temporal, tomando en cuenta su precocidad productiva, entonces sí sería viable su asociación con especies de mayor tamaño. En este caso, el arazá deberá ser eliminado al momento de disminuir su producción o cuando comience a interferir en el desarrollo de la otra especie, cuando la otra especie comience a producir económicamente, o de acuerdo a la conveniencia del productor/mercado. Como el arazá será eliminado y la otra especie es de mayor tamañp, obligatoriamente el espaciamiento deberá 41

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