DIAGNOSIS DE ESTADO ECOLÓGICO
   PROTOCOLOS para el USO DE
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Viven asociados al substrato de los cursos fluviales
Miden > 1 mm
Indicadores de condiciones ambiental...
Criterios de definición de un buen método de biocontrol
   con macroinvertebrados
(Bonada et al., 2006)
Muestreadores de organismos bentónicos en ríos




                                       Muestreador de Hess


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MUESTREO
Carter & Resh, JNABS, 2001
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Muestreos de comunidades

La elección del método de muestreo depende de
  El objetivo del proyecto o estudio
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4 Protocolos de evaluación biológica
    con macroinvertebrados




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Protocolo Guadalmed
Se deben seguir los siguientes pasos:
1. Seleccionar la estación de muestreo.
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 Material
– Redes de 300 micras (unas de mango corto y otras
de mango largo)*
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Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados

Seleccionar el área de
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El tramo de río evaluado deberá
tener una long...
Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Muestreo de los hábitats
Características generales
-Multihàbitat integrado
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Habitats Dominantes
Habitats Marginales




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Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados
Identificación de los taxones
Se proponen dos protocolos de identificación:

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Identificación de los taxones
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Protocolos EPA (Environmental Protection Agency, USA)
  Elaborados por la EPA como consecuencia de la necesidad
  de coord...
Protocolos EPA: Macroinvertebrados
Características generales:
    multihabitat
    Red D estandard, 500 micras,

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Muestreo de Macroinvertebrados



 Se toman 11 muestras de “kick”, que
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Habitats Dominantes
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Protocolos EPA: Macroinvertebrados
Procesado de las muestras
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Protocolos EPA: Macroinvertebrados
Identificación
   Los individuos deben identificarse al mas detallado nivel
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Protocolo AQEM
  Proyecto de investigación de la Comunidad Europea
  Podría ser el protocolo “oficial” para los estudios d...
Protocolo AQEM
1 – Classificar el río problema en un tipo determinado, esto
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Protocolo AQEM: Muestreo biológico
Características generales:
         multihabitat
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Muestreo cuantitativo
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Operaciones post-muestreo
   Filtrado de las muestras: Se separan las muestras en dos fracciones
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Protocolo AQEM: Identificación
    El nivel taxonómico requerido es diferente según el método
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Protocolo IRS
               (Invertebrés Reseau de Surveillance, França)
Comparación IBGN
Macroinvertebrados
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Protocolo IRS
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Definir la longitud del punto de muestreo.
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Protocolo IRS
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Protocolo IRS
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Protocolo IRS
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Protocolo IRS
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Protocolo IRS
 Al final deberíamos tener como mínimo:

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Muestreo quantitativo
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Habitats Dominantes
Habitats Marginales
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                        Atención en el campo para los taxa

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¿Que método es mejor?
Cuantos individuos contar?

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Rio Argos, Murcia. Individuos y calidad del agua
            (Bonada et al, 2002, proyecto Guadalmed)
  SEPARACIÓN SECUENC...
Metodología GUADALMED                                                                       Surber Multihabitat

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RIO PEU-PEU CHILE

                                         Totales Familias
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Abundancia: Puede ser también útil


                        Abundancias relativas
                              (Orden)

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(abundancia relativa)




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Bloque 3. Macroinvertebrados 4 Protocols

  1. 1. DIAGNOSIS DE ESTADO ECOLÓGICO PROTOCOLOS para el USO DE MACROINVERTEBRADOS RIBERA HIDROMORFOLOGÍA
  2. 2. M A C R O I N V E R T E B R A D O S
  3. 3. Macroinvertebrados Viven asociados al substrato de los cursos fluviales Miden > 1 mm Indicadores de condiciones ambientales: fisicoquímicas: temperatura, nutrientes, O2, Conductividad hidromorfológicas: caudal, substrato Muestreo con salabre modelo estándar EN 27828:1994 0,5 mm de abertura de poro Muestreo con salabre 0,25 mm de abertura de poro
  4. 4. Criterios de definición de un buen método de biocontrol con macroinvertebrados (Bonada et al., 2006)
  5. 5. Muestreadores de organismos bentónicos en ríos Muestreador de Hess D-net Surber
  6. 6. MUESTREO
  7. 7. Carter & Resh, JNABS, 2001
  8. 8. Carter & Resh, JNABS, 2001
  9. 9. Carter & Resh, JNABS, 2001
  10. 10. Muestreos de comunidades La elección del método de muestreo depende de El objetivo del proyecto o estudio Disponibilidad de muestreador Coste Familiaridad con el método Protocolos Pretenden estandarizar los resultados, hacerlos comparables y fácilmente comprensibles para la administración Tienen su origen en EUA, actualmente mucho interés en Europa para hacer comparativos los resultados entre diferentes estados y sistemas
  11. 11. 4 Protocolos de evaluación biológica con macroinvertebrados RBP`s (Protocolos ràpidos de evaluación biológica) Protocolo A.B.I (Andes) – Derivado protocolo Guadalmed Protocolo EPA (USA) Protocolo AQEM (Europa) Protocolo IRS (Invertebres Reseau de Surveillance)
  12. 12. GUADALMED project 154 sampling sites 12 catchments 7 Sampling periods during 1999 and 2000
  13. 13. Li m né tic a vo l. 21 (3 -4 )
  14. 14. Protocolo Guadalmed Se deben seguir los siguientes pasos: 1. Seleccionar la estación de muestreo. 2. Identificación del punto de muestreo (nombre, código, fecha, hora) 3. Toma de muestras 3.1. Fisico-química del agua (protocolo 1) 3.2. Caudal (protocolo 1) 3.3. Hábitat (protocolo 2) 3.4. Macroinvertebrados (protocolo 3) 3.5. Vegetación de ribera (protocolo 4)
  15. 15. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados Material – Redes de 300 micras (unas de mango corto y otras de mango largo)* – Pinzas entomológicas y/o aspirador entomológico – Bateas blancas de plástico (mínimo 30 x 20 cm) – Cuentahilos o lupa (ayuda identificación organismos) – Viales de plástico herméticos – Alcohol de 96º – Formol 40 % Estaciones de referencia: – Bolsas de plástico o botes grandes para la muestra de macroinvertebrados de las estaciones de referencia
  16. 16. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados Seleccionar el área de observación El tramo de río evaluado deberá tener una longitud aproximada de 100 m. Se realizará un recorrido visual a lo largo del tramo a muestrear y se identificarán los diferentes hábitats para macroinvertebrados presentes: (zonas lóticas o leníticas, con macrófitos o no, con raíces o con diferentes tipos de sustratos: arena, limo, etc.)
  17. 17. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados Muestreo de los hábitats Características generales -Multihàbitat integrado -Red de mano de 300 µm antes de introducirse en el agua es importante localizar animales esquivos que viven en la superficie como Gyrinidae, Gerridae o Hydrometridae, Se muestrearán todos los hábitats presentes con una red de mano de 300 µm* de luz de malla y una boca de entrada de unos 30 cm de diámetro. El muestreo se realizará colocando la malla a contracorriente y removiendo el sustrato aguas arriba de la manga con la mano o el pie, realizando un movimiento zigzagueante con la red para que todo el material removido entre a través de ésta. Las piedras deben limpiarse bien dentro de la red o en una batea por ambas caras, así como troncos, raíces, masas de algas, etc.
  18. 18. Habitats Dominantes Habitats Marginales 2 + 1 (2) 2 + 1 (2)
  19. 19. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados Identificación de los taxones Se proponen dos protocolos de identificación: 3.1 “Estaciones de no referencia”. Protocolo I. En el campo se toma una batea blanca de plástico y se llena de agua. El contenido de las redadas se deposita en la batea asegurándose de que no queda ningún individuo adherido a la red. Se capturan los diferentes taxones con ayuda de unas pinzas finas o un aspirador entomológico y se van identificando a medida que se localizan en la batea. Los taxones que son dudas y que quedan sin identificar se introducen en un vial con alcohol de 70º. El material revisado de la batea es devuelto al río.
  20. 20. Protocolo Guadalmed: Macroinvertebrados Identificación de los taxones Se proponen dos protocolos de identificación: 3.2.“Estaciones de referencia”. Protocolo II. Se procede igual que en el caso anterior pero de cada taxón nos aseguramos capturar al menos de 1-3 individuos, que se introducen en un vial con alcohol de 70º. Todo el material sobrante después de las redadas se introduce en un bote de boca ancha o en una bolsa hermética de plástico y se fija con Formol al 4 %. En el laboratorio se submuestrea separando 200 individuos al azar (Bonada et al., 2002) y se revisa la muestra por si algún taxón escaso o críptico no se hubiera detectado en el submuestreo y además hubiese escapado al muestreo de campo. Se suman los animales separados en campo y los separados en laboratorio = un dato semicuantitativo (abundancias relativas de los distintos taxones)
  21. 21. Protocolos EPA (Environmental Protection Agency, USA) Elaborados por la EPA como consecuencia de la necesidad de coordinar los diferentes métodos usados en los estados americanos Existen para todos los grupos de organismos. (Barbour et al. ; web de la EPA) Vamos a sintetizar el referido a los macroinvertebrados.
  22. 22. Protocolos EPA: Macroinvertebrados Características generales: multihabitat Red D estandard, 500 micras, Método: 1 – Se delimita una zona de 100 metros lineales del río 2 – Rellenar la hoja de campo estándard con información fisico-química y con los datos del lugar. 3 – Dibujar un mapa del lugar con los detalles de interés y los lugares donde se tomaron los macroinvertebrados 4 – Realizar un estudio del porcentaje de importancia de cada uno de los habitats presentes en el río (rápidos, zonas de arena, zonas lentas, zonas con macrófitas etc..).
  23. 23. Protocolos EPA: Muestreo de Macroinvertebrados Se toman 11 muestras de “kick”, que consiste en remover el sustrato 0,09 m2 (1 ft2) delante de la red durante 30 s. Las muestras se distribuyen proporcionalmente entre los habitats encontrados en el río. Se unen todas las muestras en una de sola. Se van lavando (cada 3 kicks) para evitar que la red se colmate. Se quitan los cantos gruesos y los residuos de material vegetal grande. Se transfiere la muestra a un bote y se fija con etanol al 95%. Se identifica (etiqueta) convenientemente. Se documenta la presencia de fauna y flora en la zona que no sean macroinvertebrados para información complementaria Se anota el tipo de sustrato y de flujo de cada muestra
  24. 24. Habitats Dominantes Habitats Marginales 2 + 1 (2) 2 + 1 (2)
  25. 25. Protocolos EPA: Macroinvertebrados Procesado de las muestras Lavar la muestra en un tamiz de 500 micras, hidratar bien los animales si están fijados con alcohol. Después de lavar distribuir la muestra en una bandeja marcada con cuadrículas de 6 x 6 cm. Separar los organismos muy grandes visibles en la bandeja que después incluiremos en las cuentas finales. Separar 200 individuos, si hay muchos mas en la muestra se saca una submuestra escogida al azar. Guardar los individuos en viales si no se va a proceder a su clasificación. Identificar con etiquetas.
  26. 26. Protocolos EPA: Macroinvertebrados Identificación Los individuos deben identificarse al mas detallado nivel taxonómico posible (depende de la métrica a utilizar). Etiquetar bien todos los viales y preparaciones. Cálculo de índices-métricas Calcular las métricas necesarias para proceder a la calificación de la calidad del agua de acuerdo con las especificaciones para cada ecoregión. Se pueden usar métricas simples (índices biológicos) o agregación de métricas (que son diferentes según las ecoregiones).
  27. 27. Protocolo AQEM Proyecto de investigación de la Comunidad Europea Podría ser el protocolo “oficial” para los estudios de la Directiva Marco del Agua Inicialmente para macroinvertebrados, actualmente está en desarrollo para diferentes grupos de organismos (programa STAR). Está muy bien explicado en la página web del proyecto y además tiene un software que permite calcular los índices y el estado ecológico Se basa en un conjunto de 10 protocolos para las diferentes fases de que consta la evaluación de la calidad (establecimiento de las clases ecológicas de calidad)
  28. 28. Protocolo AQEM 1 – Classificar el río problema en un tipo determinado, esto es básico pues el tipo influye en la época en que hay que muestrear, en algunos procedimientos de laboratorio y en el uso de diferentes métricas. 2 – Reunir las características básicas del lugar de estudio (protocolo del lugar de muestreo), referentes a morfología fluvial, hidrología, vegetación etc. Es imprescindible antes de muestrear el caracterizar con el protocolo específico los microhabitats y su abundancia relativa. 3 - Muestreo biológico. Consta de varios protocolos para realizar un muestreo multihábitat semi-cuantitativo. El muestreo se realiza de abajo a arriba del sentido de la corriente.
  29. 29. Protocolo AQEM: Muestreo biológico Características generales: multihabitat Red Surber, 500 micras, Se puede muestrear con Surber o con una red triangular o cuadrangular, siempre que se remueva bien el sustrato y se recojan todos los organismos. Malla de la red de 500 micras Se toman 20 réplicas de superficie de 0,25 x 0,25 m., con lo que la superficie total muestreada es de 1,25 m2. Todas las muestras se mezclan en una sola muestra final. Se lava la muestra cada 2 o 3 réplicas. Se quitan los cantos y los restos vegetales grandes. Se inspeccionan para quitar los animales sésiles Se transfiere la muestra a un bote y se fija con formol. Si se fija con etanol hay que mirar la muestra rápidamente. También se puede tomar la muestra viva pero hay que conservarla en una nevera y mirarla en 48 horas.
  30. 30. Muestreo cuantitativo Surber sampler malla de 250 µm o de 500 µm Sustrato < 5%: Hábitats Marginales = No se muestrean Sustrato > 5%: Hábitats Dominantes = 20 surber proporcional al área de cada sustrato. Lista de masroinvertebrados con sus densidades por metro cuadrado
  31. 31. Habitats Dominantes Habitats Marginales 2 8 8 2
  32. 32. Protocolo AQEM: Operaciones post-muestreo Filtrado de las muestras: Se separan las muestras en dos fracciones Gruesa (>1 mm si es arena o >2 mm si son cantos) Fina (0,5 -1mm) La muestra gruesa se separa completamente (en campo o laboratorio). Solo si el número de individuos es > 500 se pueden hacer submuestras. De la muestra fina se separan como máximo 500 individuos, si se sospecha que hay mas se va sub-muestreando hasta que el número aproximado que se tiene es este. Dependiendo del tipo de río no es necesario separar la muestra fina. Separación de la muestra: Se separan los organismos en grupos por clases taxonómicas.
  33. 33. Protocolo AQEM: Identificación El nivel taxonómico requerido es diferente según el método (métrica) que se utilice. AQEM es un método multimétrico y por ello utiliza diferentes métricas según el tipo de río. Según los países se usan diferentes niveles taxonómicos (especie, género o familia) o diferentes métricas, ello depende del tipo de río. Antes del cálculo de las métricas hay que hacer un ajuste taxonómico en el que se agregan las especies o grupos de taxa en unidades taxonómicas o bien se separan los taxa determinados a nivel de género (por ejemplo Baetis spp) en diferentes especies de acuerdo con la abundancia relativa de estas. El cálculo se realiza con un software que el propio método proporciona. El tipo de río es muy importante. Las métricas se pueden escoger de acuerdo con el estresante específico. El método sugiere en función de los resultados posibles medidas de restauración
  34. 34. Protocolo IRS (Invertebrés Reseau de Surveillance, França) Comparación IBGN Macroinvertebrados Red de vigilancia DMA (la básica) Habitat = sustrato x velocidad Uso del concepto de Referencia ¿Considerar habitats marginales? (<5%) IBGN favorece; AQEM excluye IRS los compara Poder calcular un índice multimétrico cuantitativo que cumpla con la DMA (IBGN es cualitatiuvo y mantener la comparabilidad con los datos obtenidos hasta la fecha.
  35. 35. Protocolo IRS Caracterizar la estación de muestreo Definir la longitud del punto de muestreo. Según el tipo de rio se hacen 2 o 3 secuencias longitudinales. La Secuencia Longitudinal (SL) se define com la longitud de un tramo que sea 6 veces la anchura del rio en caudal medio (Lpb – lit en plein bord). Ríos pequeños 2 SL Ríos muy pequeños 3 SL (o 18 Lpb) Ríos muy grandes 2 (o 1)
  36. 36. Protocolo IRS Principios generales 12 muestras (Surber o Kick el segundo solo si no es posible usar el primero) combinadas 8 muestras en hábitats dominantes (superficie ocupada >5%) Se anota la superfície aproximada de cada sustrato dominante y se clasifica en tres Clase de (cm/seg) clases. 1 => 50%; 2 =25-50%; 3= 5-25%. velocidad 4 muestras en hábitats marginales ( Rápida > 76 superfície ocupada < 5%, para mantener Media 26 a 75 info IBGN). Velocidades. Al mismo tiempo que se Lenta 6 a 25 mira la superfície que ocupa el sustrato Nula 0a5 se anotan las clases de velocidad en que se encuentra.
  37. 37. Protocolo IRS Definición Sustratos Un sustrato es una asociación de elementos minerales (que pueden tener m.o.) o vegetales que tienen características físicas homogéneas en una superfície contigua de como mínimo de 1m2. Un sustrato es marginal si <5%. El orden de habitibilidad es clave para determinar que sustratos se muestrean y en que orden. DEFINICIÓN DEL SUBSTRATO HABITAB. PROTOCOLO Briófitos (hepáticas, musgos….) 11 Sobre bloque, sobre piedras Espermatofitos sumergidos (hidrófitos) 10 Incluye la capa superficial del sedimento Materia orgánica particulada gruesa (literas) 9 Incluye la capa superficial del sedimento Soportes leñosos 8 Vegetal solo Sedimentos minerales grandes(piedras, guijarros) 7 Incluye las diferentes clases (25 a 250 mm) granulométricas de sedimentos Bloques (> 250 mm) incluye la matriz de 6 Incluye los sedimentos y la fauna elementos minerales gruesos (25 a 250 mm) asociados (refugios bajo bloque) Gravas gruesas (2 a 25 mm). 5 Incluye las diferentes clases granulométricas de sedimentos Esparmatofitas emergentes (helófitos) 4 Incluye la capa superficial del sedimento Limos: sedimentos muy finos (<0,1 mm) con 3 Capa superficial del sedimento (<3cm) restos orgánicos finos Arenas y limos (<2mm) 2 Capa superficial del sedimento (<3cm) Algas 1 Incluye los elementos minerales del soporte Superficies uniformes duras naturales y 0 Raspado de superficie artificiales (rocas, baldosas, margas y arcillas compactas)
  38. 38. Protocolo IRS Muestreo sustratos marginales Bote 1: Se recogen 4 muestras de acuerdo a la tabla de sustratos Si hay mas de 4 sustratos, solo se recogen los 4 primeros siguiendo el orden de la tabla y en la clase de velocidad mas representativa de cada uno de ellos. Si solo hay 3 sustratos, la cuarta muestra se recoge de aquel que tiene mas superficie y cambiando (si es posible) la clase de velocidad. Si solo hay dos sustratos se recogen dos muestras de cada uno de ellos y cambiando (si es necesario) la clase de velocidad. Si solo hay un sustrato se recogen 4 muestras del mismo cambiando la clase de velocidad. Si només n’hi ha 1 s’agafen tots del mateix, variant la classe de velocitat. Para cada sustrato se utiliza el mejor método posible de muestreo.
  39. 39. Protocolo IRS Muestreo sustratos dominantes Bote 2: Se recogen 4 muestras de acuerdo a la tabla de sustratos Si hay mas de 4 sustratos, solo se recogen los 4 primeros siguiendo el orden de la tabla y en la clase de velocidad mas representativa de cada uno de ellos. Si hay 4 sustratos se recoge una muestra de ellos en la clase de velocidad mas representativa. Si solo hay 3 sustratos, la cuarta muestra se recoge de aquel que tiene mas superficie y cambiando (si es posible) la clase de velocidad. Si solo hay dos sustratos se recogen dos muestras de cada uno de ellos y cambiando (si es necesario) la clase de velocidad. Si solo hay un sustrato se recogen 4 muestras del mismo cambiando la clase de velocidad. Si només n’hi ha 1 s’agafen tots del mateix, variant la classe de velocitat. Para cada sustrato se utiliza el mejor método posible de muestreo.
  40. 40. Protocolo IRS Muestreo sustratos dominantes Bote 3: Se recogen 4 muestras de acuerdo con la superficie ocupada independientemente de la tabla de sustratos Si hay mas de 4 sustratos, se recogen los sustratos no muestreados en el Bote 2 y en la clase de velocidad mas representativa de cada uno de ellos. Si hay menos de 4 sustratos y ya han estado muestreados anteriormente, se van tomando Surbers según la dominancia de superficie y variando la clase de velocidad. Para cada sustrato se utiliza el mejor método posible de muestreo.
  41. 41. Protocolo IRS Al final deberíamos tener como mínimo: 4 muestras de los que ocupan >50% de la superfície 2 muestras de los ocupan enter 25-50% 1 muestra de cada uno de los que ocupan entre 5-25% superfície Les muestras de los botes 1, 2 y 3 pueden ponerse en varios botes si hay mucho material. Lógicamente hay que etiquetarlo todo correctamente De esta manera tenemos diferentes informaciones posibles: B1 + B2: muestreo que sirve para el índice IBGN B2 + B3: Hábitats dominantes (similar Aqem con menos muestras) B1: Habitats marginales B1+B2+B3: Lista global, puede ser equivalente a protocolo Guadalmed. La ventaja de este protocolo es que permite comparar con muestras históricas.
  42. 42. Protocol IRS Principis generals D’aquesta manera es poden fer llistes faunístiques que donen 4 informacions diferents: P1 + P2: mostreig adequat per obtenir l’índex IBGN P2 + P3: Llista d’hàbitats dominants (seria +/- equivalent al Aqem, però amb menys mostres individuals) P1: Llista dels hàbitats marginals P1+P2+P3: llista global Això permetria calcular diverses mètriques en el futur i fer comparacions amb els valors dels índexs que s’han anat fent de forma històrica.
  43. 43. Muestreo quantitativo Surber sampler malla de 250 µm o de 500 µm Sustrato < 5%: Hábitats Marginales x 4 = Bote 1 Sustrato > 5%: Hábitats Dominantes x 4 + 2 (4) = Bote 2 A. Lista de Macroinvertebrados de Hábitats Marginales (Bote 1) B. Lista de Macroinvertebrados de Hábitats Dominantes (Bote 2) C. Lista Global de Macroinvertebrados (Bote 1+2)
  44. 44. Habitats Dominantes Habitats Marginales
  45. 45. Protocol IRS Atención en el campo para los taxa Límites de la determinación taxonómica Los sustratos muy grandes (piedras, trocos) hay que quitarlos para que no dañen a los animales.. Los organismos muy grandes como efemerópteros o plecópteros separarlos en el campo para que no se dañen, ponerlos en viales individuales. Animales muy grandes o que están protegidos por ley (cangrejos, camarones, moluscos, odonatos) se identifican y se cuentan en campo y luego se liberan. Conservación puede ser congelados, formol o alcohol según los usos.
  46. 46. Taxons Niveau systématique Protocol IRS Plecoptera Ephemeroptera Genre Genre Laboratorio Trichoptera (sauf Limnephilidae) Genre Trichoptera Limnephilidae Sous-Famille Coleoptera (sauf Dytiscidae, Genre Hydrophilidae et Curculionidae) Límites de la determinación Coleoptera (Dytiscidae, Hydrophilidae) Sous-Famille Coleoptera Curculionidae Famille taxonòmica Megaloptera Genre Balance entre inromación y Heteroptera (sauf Corixinae) Famille Heteroptera Corixinae Sous-Famille tiempo de de trabajo Planipennia Genre Dependerá de los índices que Odonata (sauf Coenagrionidae) Genre Odonata Coenagrionidae Famille utilicemos. Tabla para IBGN. Lepidoptera Famille Hymenoptera Genre Utilizar las claves existentes. Diptera Famille Individuos mas pequeños solo (Hydr)acarina PRESENCE Crustacea (sauf Asellidae) Genre a familia. Distribución Crustacea Asellidae Famille proporcional por géneros. Bivalvia Genre Gastropoda (sauf Planorbidae) Genre Gastropoda Planorbidae Famille Hirudinea et Branchiobdellida Famille Oligochaeta Classe Bryozoa PRESENCE Nematoda PRESENCE Gordiacea PRESENCE Turbellaria Famille Hydrozoa PRESENCE Porifera PRESENCE
  47. 47. Protocol IRS Triatge i quantificació (1) Primero lavar los individuos en un recipiente con malla de 0,5 mm Submuestreo si hay muchos individuos. Contaje de los individuos a nivle de familia en aumento x2 (puede ser en el mismo recipiente). Separara varios individuos de una misma família si es necesario determinarlos a nivel genérico (no hace falta separar los quironómidos en este caso). Gaurdar siempre 10 individuos mínimo de cada família aunque no se identifiquen a género. Para las família con varios géneros el número final de individuos será dependiente de si es una familia con bajo número de géneros (1-3) para loque necesitaremos un mínimo de 20 individuos o alto (>4), y en este caso se necesitan un mínimo de 40. Hay que mantener este protocolo para cada bote y cada una de las submuestras..
  48. 48. Protocol IRS Elproblema del tiempo Aunque la mayoría de la información se aporta en el primer ¼ de hora, aproximadamente se llega al 80% de los taxa en una media hora para los sustratos minerales y en una hora para los demás . Una indicación del tiempo a dedicar se da en la tabla adjunta EL TIEMPO TOTAL DE SEPARACIÓN Y CLASIFICACIÓN NO DEBE SER INFERIOR A UNA HORA NI SUPERIOR A 12. Nombre de Substrats minéraux 4 3 2 1 0 prélèvements Autres substrats 0 1 2 3 4 unitaires Durée de tri minimum 1 1,5 2 2,5 3 en heures maximum 2 2,5 3 3,5 4
  49. 49. ¿Que método es mejor?
  50. 50. Cuantos individuos contar? (Colombia)
  51. 51. Rio Argos, Murcia. Individuos y calidad del agua (Bonada et al, 2002, proyecto Guadalmed) SEPARACIÓN SECUENCIAL 50 100 150 200 250 300 >300 Total nº Familias 15 15 15 18 19 19 19 BMWP´ 68 68 68 79 80 80 80 Lenítico nº Familias 12 12 13 16 17 17 17 BMWP´ 52 52 62 71 79 79 79 Lótico nº Familias 7 7 7 7 7 8 8 BMWP´ 39 39 39 39 39 91 91 Tabla resumen de los valores BMWP’ y FBILL para los distintos grupos CAMPO CAMPO + LABORATORIO BMWP’ FBILL BMWP’ FBILL Grupo I 122 10 122 10 Grupo II 127 10 131 10 Grupo III 170 10 201 10 Grupo IV 139 10 166 10
  52. 52. Metodología GUADALMED Surber Multihabitat 23 23 18 18 13 13 Taxa Taxa 8 8 y = 4,4971Ln(x) - 1,8338 3 R2 = 0,9741 y = 4,0804Ln(x) - 2,4885 3 R2 = 0,845 -2 0 25 50 75 100 125 150 175 200 -2 0 25 50 75 100 125 150 175 200 -7 -7 Número Individuos Número Individuos Surber Reófilos 3- Minutos Kicking 23 23 18 18 13 13 Taxa Taxa 8 8 y = 3,9062Ln(x) - 2,8756 y = 2,8838Ln(x) - 1,449 3 R2 = 0,9172 3 R2 = 0,8937 -2 0 25 50 75 100 125 150 175 200 -2 0 25 50 75 100 125 150 175 200 -7 -7 Número Individuos Número Individuos RIO PEU-PEU CHILE
  53. 53. RIO PEU-PEU CHILE Totales Familias 29 30 25 23 Número de taxa 19 20 18 15 10 5 0 Metodologia Surber Multihabitat Surber Reofilos Tres Minutos Kicking GUADALMED Metodo de Muestreo
  54. 54. Abundancia: Puede ser también útil Abundancias relativas (Orden) Trichoptera 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% Ephemeroptera 30% 20% Diptera 10% 0% GRUPO 1 GRUPO 2 GRUPO 3 GRUPO 4 A RA CNIDA COLEOP TERA CRUSTA CEA DIP TERA EP HEM EROP TERA HEEROP TERA LEP IDOP TERA M EGA LOP TERA M OLLUSCA ODONA TA A NNELIDA TRICHOP TERA RIO PEU-PEU CHILE
  55. 55. (abundancia relativa) 0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 0,00 5,00 10,00 15,00 20,00 25,00 30,00 35,00 Leptophlebiidae Leptophlebiidae Chironomidae Chironomidae Leptoceridae Hydropsychidae Hydropsychidae Leptoceridae Oligochaeta Elmidae Corydalidae Chilinidae Psephenidae Grupo 3 Grupo1 Aeglidae Acari Limnephilidae Aeglidae Baetidae Taxa mas abundantes (>1%) Sialidae Taxa mas abundantes (>1%) Oligochaeta Elmidae Hydroptilidae Empididae Hyalellidae Sericostomatidae Baetidae Sialidae (abundancia relativa) 0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 Leptophlebiidae Leptophlebiidae RIO PEU-PEU CHILE Chironomidae Hydropsychidae Hydropsychidae Oligochaeta Corydalidae Oniscigastridae Gomphidae Baetidae Grupo 4 Hirudinidae Grupo 2 Sphaeridae Chironomidae Taxa mas abundantes (>1%) Aeglidae Taxa mas abundantes (>1%) Los taxa dominantes también ayudan Helicophidae Leptoceridae Chilinidae Hydrobiosidae Psephenidae Leptoceridae
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