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Toma, conservación y envío de muestras de animales

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Toma, conservación y envío de muestras de animales

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  • Toma, conservación y envío de muestras de animales


    En este ppt, está presente desde los procedimientos de bioseguridad, la relación de los grupos de riesgo con niveles de bioseguridad, y fases en la realización: pre analítica, analítica y post analítica.
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  • Toma, conservación y envío de muestras de animales
    En este ppt, está presente desde los procedimientos de bioseguridad, la relación de los grupos de riesgo con niveles de bioseguridad, y fases en la realización: pre analítica, analítica y post analítica.
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  • 1. Universidad de CuencaFacultad de Ciencias Agropecuarias Escuela de Medicina Veterinaria y Zootecnia
    Bacteriología y Micología
    María Estela Encalada Paredes
  • 2. Toma, conservación
    y envío de muestras de animales
  • 3. Bioseguridad
  • 4. Recipientes aprobados para
    desperdicios de riesgo biológico
  • 5.
  • 6.
  • 7.
  • 8. RELACIÓN DE LOS GRUPOS DE RIESGO CON NIVELES DE BIOSEGURIDAD
    TIPO DE LABORATORIO, PRÁCTICAS Y EQUIPOS
  • 9.
  • 10.
  • 11.
  • 12.
  • 13.
  • 14. Examen
    (laboratorio)
  • 15. FASES EN LA REALIZACION
    • Fase Pre analítica
    • 16. Fase Analítica
    • 17. Fase Post analítica
  • FASE PRE-ANALITICA
    • Evaluación del paciente o especímenes
    • 18. Solicitud de pruebas.
    • 19. Selección del especimen: recolección, conservación, empaque, envío, transporte y recepción de muestras en el laboratorio
  • FASE ANALÍTICA
    • Revisión y ejecución de métodos y técnicas de laboratorio e interpretación de los resultados
  • FASE POST- ANALÍTICA
    • Introducción de resultados, mediante diferentes formas de producción científica: informes, ensayos, casos clínicos, monografía, tesina, tesis, etc.
    • 20. Canalización de los resultados a diferentes instituciones, empresas, como también a profesionales con trabajo independiente.
  • Normas generales
    Identificación de las muestras
    Consideraciones generales
  • 21. Historia
    clínica
    Vestimenta
    Procedimientos
    Instrumental
  • 22.
  • 23. Empaque
  • 24. Hielo: seco, natural
    Conservación
    Gel refrigerante
    Doble caja
    Externa e interna
  • 25.
  • 26.
  • 27.
  • 28.
  • 29.
  • 30.
  • 31.
  • 32.
  • 33.
  • 34.
  • 35. AMIES
    Para coprocultivo
    Para bacterias
    anaerobias
    MEDIOS DE TRANSPORTE
    Carbón activado y
    sin carbón activado
    CARY BLAIR
    FORMOL AL 10%
    AMORTIGUADO
    TIOGLICOLATO SÓDICO
    Para histopatología
  • 36.
  • 37. MEDIOS DE TRANSPORTE
    Hisopo con muestra (medio Stuart)
  • 38. MEDIOS DE TRANSPORTE
  • 39.
  • 40. Toma de muestras con hisopos cloacales para ver la prevalencia de Campylobacter en granjas de broilers
  • 41.
  • 42. RECIPIENTES SEGÚN TIPO DE MUESTRAS PARA CULTIVO
    Sangre: en botella de hemocultivo/ en tubo estéril con anticoagulante
    Otros (LCR, articulares, pleurales, etc): en tubo estéril/ en medio de cultivo (BHI caldo)/ en jeringa estéril con aguja sellada (caucho o corcho).
    Orina: frasco estéril en refrigeración
    Leche: tubo estéril en refrigeración
    Tejidos y órganos: frasco estéril en refrigeración/ solución estéril de glicerina al 50% en solución salina.
    Coprocultivos: hisopo (cotonete) de heces en recipiente (tubo) con medio de CARY BLAIR
  • 43.
  • 44.
  • 45.
  • 46.
  • 47.
  • 48.
  • 49. Bolsas de Riesgo Biológico
  • 50. Envío
  • 51.
  • 52.
  • 53.
  • 54.
  • 55.
  • 56. MUESTRAS PARA CULTIVO BACTERIOLÓGICO
    Tejidos y órganos
    Hisopos
    Heces
    Leche
    Orina
    Cerebro
  • 57. ENFERMEDADES QUE REQUIEREN CONSIDERACIONES ESPECIALES
    Antrax (carbón bacteridiano)
    Pierna negra (carbón sintomático)
    Edema maligno
    Metritis equina contagiosa
    Enterotoxemia clostridial
    Paratuberculosis (Enfermedad de Johne)
    Micoplasmosis
    Disentería porcina
    Campilobacteriosis
    Brucelosis
  • 58. Micosis superficiales
    Cultivos micóticos
    Micosis profundas
    Muestras de alimentos
  • 59. HEMOCULTIVOS
  • 60. CULTIVOS ANAEROBIOS
    CONDICIONES CLÍNICAS QUE SUGIEREN UNA INFECCIÓN POR ANAEROBIOS
    • Exudados mal olientes.
    • 61. Infecciones profundas causadas por la penetración de una mucosa o piel.
    • 62. Tejido necrótico, gangrena o formación de una pseudomembrana.
    • 63. Gas en el tejido o exudado.
    • 64. Endocarditis con hemocultivo negativo.
    • 65. Infección asociada con una condición maligna u otra enfermedad que produce destrucción de tejido y afecta la circulación.
    • 66. Heridas causadas por mordedura.
    • 67. Abscesos o infecciones que no responden a terapia con gentamicina u otros aminoglucósidos.
    • 68. Pleuritis séptica, neumonía por aspiración.
    • 69. Fracturas asociadas con trauma grave de tejidos.
    • 70. Infecciones asociadas con cirugías del sistema gastrointestinal.
    • 71. Procesos sépticos como el piometra.
  • MUESTRAS ADECUADAS PARA CULTIVO ANAEROBIO
    • Líquidos corporales normalmente estériles (pleural, peritoneal, LCR, bilis, líquido articular).
    • 72. Muestras quirúrgicas de lugares normalmente estériles.
    • 73. Muestras de abscesos y aspirados de heridas profundas.
    • 74. Aspirados trans-traqueales.
    • 75. Sangre recolectada apropiadamente.
  • RECIPIENTES PARA ANAEROBIOS
    Hisopos con atmósfera anaerobia
    Viales y tubos con atmósfera anaerobia y base de agar con indicador para transporte de líquidos o hisopos
    Tubos con atmósfera anaerobia y medio de transporte prerreducido para líquidos e hisopos
  • 76. MUESTRAS NO ADECUADAS PARA CULTIVO ANAEROBIO
    • Saliva
    • 77. Muestras cervicales o vaginales.
    • 78. Heces.
    • 79. Exudados traqueales, naso traqueales y faríngeos.
    • 80. Efluentes de ileostomía y colestomía.
    • 81. Piel y exudados de heridas superficiales.
    • 82. Muestras de orina excepto las obtenidas por punción.
  • ANÁLISIS DE AGUA
    MUESTRA DE
    AGUA
    Evitando al máximo la contaminación
    Frascos estériles de boca ancha
  • 83. ANÁLISIS DE AGUA
    Si el tiempo de traslado de la muestra de
    agua al laboratorio excede más de seis
    horas, mantener a tº entre 6-10 ºC;
    Esto evita valores falsos
  • 84. TOMAY ENVÍO DE MUESTRAS DE LECHE AL LABORATORIO
    Para estudio bacteriológico:
    • Lavar, enjuagar y secar la ubre.
    • 85. Con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos.
    • 86. Con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones. Dejar secar durante dos minutos.
    • 87. Ordeñar recogiendo 3 mL aproximadamente, en un recipiente estéril sin tocar los bordes, tomando proporcionalmente de todos los cuartos.
    • 88. En casos de que la infección esté plenamente localizada en uno de los cuartos, o se requiera localizar el cuarto afectado, siguiendo las mismas recomendaciones, tomar 2 a 3 mL de leche del cuarto afectado, o de cada uno por separado.
    • 89. Identificar las muestras correctamente y mantenerlas refrigeradas hasta su llegada al laboratorio.
  • TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HERIDAS ABIERTAS Y EXUDADOS AL LABORATORIO
  • 90. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ABSCESOS, EDEMAS Y LÍQUIDO ARTICULAR AL LABORATORIO
  • 91. TOMA Y ENVÍO DE ÓRGANOS Y TEJIDOS AL LABORATORIO
  • 92. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE EXUDADO PREPUCIAL AL LABORATORIO
  • 93. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE SEMEN AL LABORATORIO
  • 94. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE FETO Y PLACENTA AL LABORATORIO
  • 95. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE SECRECIÓN VAGINAL AL LABORATORIO
  • 96. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE HECES FECALES AL LABORATORIO
  • 97. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE TEJIDOS (HISTOPATOLOGÍA) AL LABORATORIO
  • 98. TOMA Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ORINA AL LABORATORIO
  • 99. TOMA Y ENVÍO DE SANGRE AL LABORATORIO
    • Consideraciones generales para la toma de muestras de sangre.
    • 100. Para exámenes hematológicos.
    • 101. Frotis sanguíneo.
    • 102. Para estudio químico o serológico
    • 103. Para estudio bacteriológico
    • 104. Para pruebas de coagulación
  • 105.
  • 106. Sangre
  • 107.
  • 108.
  • 109.
  • 110.
  • 111.
  • 112.
  • 113.
  • 114. Cerdos
  • 115.
  • 116.
  • 117. Método para obtener sangre de la vena cava superior de un cerdo
  • 118. Vena
    Marginal
  • 119. Bovinos
  • 120. Yugular
  • 121.
  • 122. Coccígea
  • 123.
  • 124. Ovinos
  • 125. Yugular
  • 126. 2
    3
    1
  • 127.
  • 128. 4
    5
  • 129.
  • 130. 6
  • 131. Equinos
  • 132. Yugular
  • 133.
  • 134. Perros
  • 135. Yugular
  • 136. Método para obtener sangre de la vena yugular de un perro
  • 137.
  • 138. Cefálica
  • 139. Método para obtener sangre de la vena cefálica de un perro
  • 140. Método para obtener sangre de la vena cefálica de un perro
  • 141. Gatos
  • 142. Femoral
  • 143. Método para obtener sangre de la vena femoral de un gato
  • 144. Conejos
  • 145. Auricular
  • 146.
  • 147. Aves
  • 148. Yugular
  • 149.
  • 150.
  • 151. Radial
  • 152.
  • 153.
  • 154.
  • 155.
  • 156.
  • 157. Cubital
    Cutánea
  • 158.
  • 159.
  • 160.
  • 161. Metatarsal
  • 162.
  • 163.
  • 164. Animalessilvestres
  • 165.
  • 166.
  • 167.
  • 168.
  • 169.
  • 170. Suero
    Se inclinan tubos
  • 171. Sin anticoagulante
    No
    refrigeración
    24 horas
    Congelar
    Sin coágulo
    Varios días,
    suero
    Correcta retracción del coágulo
  • 172. ANEXOS
  • 173. Apertura de la cavidad torácica
    Disección
  • 174. Apertura de la cavidad
    abdominal.
    Extracción de pulmones
    y traquea.
  • 175. Intestino con extremos anudados
  • 176. Toma de hígado ovino
  • 177.
  • 178.
  • 179. Toma: contenido del cuajar ovino
  • 180. Toma: líquido torácico ovino
  • 181. Toma: muestra nasal, porcino
  • 182. 155
    Muchas gracias