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    Prof. Luiz Henrique - Livro fitopatologia embrapa Prof. Luiz Henrique - Livro fitopatologia embrapa Document Transcript

    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas
    • Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária Embrapa Amazônia Oriental Ministério da Agricultura, Pecuária e AbastecimentoFitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Luiz Sebastião Poltronieri Jaqueline Rosemeire Verzignassi Editores Técnicos Embrapa Amazônia Oriental Belém, PA 2007
    • Exemplares desta publicação podem ser adquiridos na:Embrapa Amazônia OrientalTrav. Dr. Enéas Pinheiro , s/nCaixa Postal 48CEP 66095-100 - Belém, PAFone: (91) 3204-1044Fax: (91) 3276-9845www.embrapa.brE-mail (sac): sac@cpatu.embrapa.brApoio:Agência de Defesa Agropecuária do Estado do Pará (Adepará)Alumínio Brasileiro S/A (Albrás)Agroindústria Palmasa S/AAgropalmaSococoAssociação Nacional de Defesa Vegetal (ANDEF)Bayer CropScienceSecretaria Executiva de Agricultura do Estado do Pará (Sagri)Superintendência Federal de Agricultura (SFA/MAPA)DinagroFederação de Agricultura do E stado do Pará (Faepa)Serviço Nacional de Aprendizagem Rural (Senar-AR/PA)Secretaria Executiva de Ciência, Tecnologia e Meio Ambiente do Estado do Pará (Sectam)Supervisão editorialRegina Alves RodriguesSupervisão gráficaGuilherme Leopoldo da Costa Fernandes As revisões técnica, ortográfica e de digitação de cada capítulo são de responsabilidade de seu (s) respectivo (s) autor (es)Normalização bibliográficaCélia Maria Lopes PereiraRegina Alves Rodrigues Todos os direitos reservados. A reprodução não-autorizada desta publicação, no todo ou em parte, constitui violação dos direitos autorais (Lei no 9.610).Editoração eletrônicaEuclides Pereira dos Santos Filho Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas / editores técnicos, Luiz Sebastião Poltronieri e Jaqueline Rosimeire Verzignassi. - Belém, PA: Embrapa Amazônia Oriental, 2007.Projeto gráficoEuclides Pereira dos Santos Filho 425p. : il. ; 25,5 cm ISBN: 978-85 87 690-685Capa 1. Planta cultivada - Doença - Amazônia - Brasil.Genildo O. Mota 2. Planta cultivada - Praga - Amazônia - Brasil. I. Poltronieri, L.S., editor. II. Verzignassi, J.R. editor.1a edição CDD: 6321a impressão (2007): 100 exemplares © Embrapa 2007
    • AutoresAlexandre Mehl LunzEmbrapa Amazônia Oriental, CP 048, CEP 66095-100, Belém, PA.E-mail: amehl@cpatu.embrapa.brAlonso da Mota LamasFiscal Federal Agropecuário MAPA – SFA/PI. Rua Tamaturgo de Azevedo, 2315, Centro-Sul, CEP 64.001-340, Teresina – PI. E-mail: alonsolamas@hotmail.comAna Veronica Silva do NascimentoDep. de Agronomia, Lab. de Biotecnologia Vegetal, Universidade Federal Rural dePernambuco. Av. Dom Manoel de Medeiros Dois Irmãos, Recife, PE, CEP: 52171-900.E-mail: averonicasilva@yahoo.com.brAngelo PalliniUniversidade Federal de Viçosa, Depto. Biologia Animal. Entomologia. CEP 36570-000Viçosa, MG. E-mail: pallini@.ufv.brAntonio Alberto Rocha OliveiraEmbrapa Mandioca e Fruticultura Tropical, CP 007,CEP 44.380-000, Cruz das Almas, BA. E-mail: alberto@cnpmf.embrapa.brAntonio Sergio Kimus BrazDep. de Genética, Instituto de Biociencias, Universidade Estadual Paulista Júlio deMesquita Filho, Botucatu, SP, CEP: 18618-000. E-mail: askbraz@gmail.comAristóteles Pires de MatosEmbrapa Mandioca e Fruticultura Tropical, CP 007, CEP 44.380-000, Cruz das Almas, BA.E-mail: apmatos@cnpmf.embrapa.brArmando Bergamin FilhoE.S.A. Luiz de Queiroz, CEP 13418-900, Piracicaba, SP. E-mail: abergami@esalq.usp.brBernhard HauUniversitat Hannover, Herrenhauser Strasse. 2, 30419, Hannover, Alemanha.E-mail: hau@ipp.uni-hannover.deDauri José TessmannUniversidade Estadual de Maringá, Depto de Agronomia, Av. Colombo, 5790, CEP 87020-900,Maringá, PR. E-mail: djtessmann@uem.brEnilton Nascimento de Santana.Instituto Capixaba de Pesquisa, Assistência. Técnica e Extensão Rural, EstaçãoExperimental Linhares Fitopatologia. BR 101, Km 151, Caixa Postal 62, Linhares, ES,CEP: 29900-970. E-mail: enilton@incaper.es.gov.br
    • Francisco Ferraz LaranjeiraEmbrapa Mandioca e Fruticultura Tropical, CP 007, CEP 44.380-000, Cruz das Almas, BA.E-mail: chico@cmpmf.embrapa.brFrancisco Murilo ZerbiniDep. de Fitopatologia, Universidade Federal de Vicosa, Vicosa, MG, CEP: 36570-000.E-mail: zerbini@ufv.brHamilton OliveiraDepartamento de Biologia Animal, Universidade Federal de Viçosa (UFV), CEP 36570-000, Viçosa, MG. E-mail: hamilton@insecta.ufv.brJaqueline Rosemeire VerzignassiEmbrapa Amazônia Oriental, CP 048, CEP 66095-00, Belém, PA.E-mail: jaque@cpatu.embrapa.brJoana Maria Santos FerreiraEmbrapa Tabuleiros Costeiros, Caixa Postal 44,CEP 49001-970, Aracaju, SE. E-mail: joana cpatc embrapa.brJoão Batista VidaUniversidade Estadual de Maringá, Depto de Agronomia, Av. Colombo, 5790, CEP 87020-900, Maringá, PR. E-mail: jbvida@uem.brJosé Clério Rezende PereiraEmbrapa Amazônia Ocidental, C. P. 319, CEP 69010-970, Manaus, AM.E-mail: jclerio@cpaaembrapa.brJosé de Jesus Sousa LemosUniversidade Federal do Ceará. FEAAC / DTE. Av. da Universidade, 2431,Benfica,CEP: 60020-180, Fortaleza, CE. E-mail: lemos@ufc.brJosé Ferreira da SilvaUniversidade Federal do Amazonas. Av. Gal. Rodrigo Octavio Jordão Ramos, 3000.Campus Universitário. Faculdade de Ciências Agrárias. Departamento de ProduçãoAnimal e Vegetal. 69077-000 Manaus, AM. E-mail: jfsilva@ufam.edu.brJosé Raul ValérioEmbrapa Gado de Corte. Embrapa Gado de Corte, CP 154, CEP 79002-970, CampoGrande, MS. E-mail: jraul@cnpgc.embrapa.brJúlio César Tocacelli ColellaUniversidade Estadual de Maringá, Depto. de Agronomia, Av. Colombo, 5790,CEP 87020-900, Maringá, PR. E-mail: ctocacelli@gmail.comLeonardo Bolzani TorresDep. de Fitopatologia, Universidade Federal de Vicosa, Vicosa, MG, CEP: 36570-000.E-mail: e34634@correio.ufv.brLílian AmorimE.S.A. Luiz de Queiroz, CEP 13418-900, Piracicaba, SP.E-mail: liamorim@esalq.usp.brLourenço Zarzar Correa de MeloCooperativa dos Produtores de Flores do Estado de Pernambuco (Floragreste), Av. CíceroBatista de Oliveira, 4261, CEP 55.640-000, Gravatá, PE. E-mail: louzar@gtanet.com.br.
    • Luadir GasparottoEmbrapa Amazônia Ocidental, C. P. 319, CEP 69010-970, Manaus, AM.E-mail: gasparot@cpaa.embrapa.brLuiz Antonio PalladiniEstação Experimental de Caçador , Caixa Postal 591, CEP 89500-000, Caçador, SC.E-mail: palladini@epagri.sc.gov.brMadelaine VenzonEmpresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais (Epamig), Centro Tecnológico daZona da Mata (CTZM), Vila Gianetti 47, CEP 36570-000 Viçosa, MG. E-mailvenzon@epamig.ufv.brMarcos A. M. FadiniEmpresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais (Epamig), Vila Gianetti 46,CEP 36570-000, Viçosa, MG. E-mail: fadini@epamig.brMaria de Lourdes Reis DuarteEmbrapa Amazônia Oriental, CP 48, CEP 66095-000, Belém, PA.E-mail: mlourdes@cpatu.embrapa.br, mdlrd2000@yahoo.com.brMarilda Pereira CaixetaUniversidade Estadual de Maringá, Depto de Agronomia, Av. Colombo, 5790, CEP 87020-900,Maringá, PR. E-mail: mpcaixeta@hotmail.comMilton Leite Alves da CunhaSuperintendência Federal de Agricultura no Pará-SFA/PA/MAPA, Divisão Técnica.Av. Almirante Barroso, 5384, CEP 66610-000. Belém, PA.E-mail: dt-pa@agricultura.gov.brMurilo Geraldo de CarvalhoDep. de Fitopatologia, Universidade Federal de Vicosa, Vicosa, MG, CEP: 36570-000.E-mail: mcarvalho@ufv.brNilton Fritzons SanchesEmbrapa Mandioca e Fruticultura Tropical, CP 007, CEP 44.380-000, Cruz das Almas, BA.E-mail: sanches@cnpmf.embrapa.brPatrícia da Silva Leitão LimaCentro Universitário de Parauapebas – CEUP. Unidade Descentralizada de Parauapebas -UDP (UFRA-Carajás). Sala da Diretoria da UFRA. Rua A, S/N°, Quadra Especial, BairroCidade Nova, CEP: 68.515-000, Parauapebas, PA. E-mail: patleitao@yahoo.com.brPaulo Manoel Pontes LinsEmpresa Socôco S.A. Agroindústrias da Amazônia, Rod. PA 252, Km 38, CEP 68450-000,Caixa Postal 015, Moju, PA. E-mail: pmplins@uol.com.brPaulo Roberto Coelho LopesEmbrapa Semi-Árido, C.P 23, CEP 56302-970, Petrolina, PE.E-mail: proberto@cpatsa.embrapa.brPoliane Alfenas ZerbiniDep. de Fitopatologia, Universidade Federal de Vicosa, Vicosa, MG, CEP: 36570-000.E-mail: palfenas@ufv.br
    • Rafael Coelho RibeiroEmbrapa Amazônia Oriental/Universidade Federal Rural da Amazônia. EmbrapaAmazônia Oriental, CP 048, CEP 66095-100, Belém, PA. E-mail: rafaufra@yahoo.com.brReginaldo Teodoro de SouzaEstação Experimental de Viticultura Tropical, Embrapa Uva e Vinho, Caixa Postal 241,CEP15700-000 Jales, SP. E-mail: recco@cnpuv.embrapa.brRogério Eiji HanadaInstituto Nacional de Pesquisas da Amazônia - INPA, CP 479,CEP 69.010-970, Manaus, AM. E-mail: rhanada@inpa.brTelma Fátima Coelho BatistaUniversidade Federal Rural da Amazônia. Avenida Tancredo Neves, 2501, CEP 66077-530,Belém, PA. E-mail: telmabatistacoelho@bol.com.brWagner Campos OtoniDep. de Biologia Vegetal, Universidade Federal de Vicosa, Vicosa, MG, CEP: 36570-000.E-mail: wotoni@ufv.brWalkymário de Paulo LemosEmbrapa Amazônia Oriental, CP 048, CEP 66095-100, Belém, PA.E-mail: wplemos@cpatu.embrapa.brWalter Santos Evangelista JúniorUniversidade Federal do Pará, CEP 68501-970, Marabá, PA.E-mail: evangelista@insecta.ufv.br
    • Agradecimentos A todos os palestrantes, participantes e patrocinadores do III Workshop sobrePragas e Doenças de Cultivos Amazônicos e I Simpósio sobre Doenças e Pragas de CultivosAmazônicos. Registra-se aqui o apoio decisivo da Embrapa Amazônia Oriental, representadapelo seu Chefe Geral Dr. Jorge Alberto Gazel Yared, assim como dos membros da ComissãoOrganizadora do Evento.
    • Apresentação A Amazônia, de clima quente e úmido, condições extremamente favoráveisà produção agrícola, apresenta alta diversidade biológica, cujas espécies podemtornar-se pragas e doenças dos cultivos de interesse econômico. Tal fato podelevar à redução da produtividade e, conseqüentemente, à perda de competitividadedo agronegócio. O III Workshop sobre Pragas e Doenças de Cultivos Amazônicos e ISimpósio sobre Doenças e Pragas de Cultivos Amazônicos, realizado em Belém,PA, de 12 a 14 de setembro de 2007, representou um fórum importante paradiscussões, com a presença de pesquisadores, produtores, extensionistas,representantes de órgãos públicos e do setor privado, trazendo os mais recentesconhecimentos gerados sobre pragas e doenças das principais plantas cultivadasna Amazônia. Várias culturas e tecnologias foram discutidas, incluindo-se fruteirastropicais como bananeira, maracujazeiro, mamoeiro, abacaxizeiro e coqueiro;floricultura tropical e temperada; pastagem; pimenteira-do-reino; sistemasagroflorestais e cultivo protegido; manejo de plantas daninhas e tecnologia deaplicação de produtos fitossanitários; aspectos legais de trânsito vegetal; mercadosnacionais e internacionais para os produtos da agricultura sustentável e segurançaalimentar. Esta publicação, que reúne as palestras apresentadas no referido Evento,certamente será de grande utilidade para diversos atores ligados ao setor produtivoe servirá como documento orientador para o manejo integrado de pragas e doençasdas principais plantas cultivadas na Amazônia. Jorge Alberto Gazel Yared Chefe Geral da Embrapa Amazônia Oriental
    • SumárioFitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas ................3Capítulo 1 ................................................................................................... 17Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenosde Solo. Armando Bergamin Filho; Bernhard Hau; Lílian Amorim;Francisco Ferraz Laranjeira ...................................................................................... 17Capítulo 2 ................................................................................................... 37Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil. Luadir Gasparotto;José Clério Rezende Pereira; Rogério Eiji Hanada .................................................. 37Capítulo 3 ................................................................................................... 53Indução de Resistência para o Controle de Doenças doMamoeiro. Antonio Alberto Rocha Oliveira ....................................................... 53Capítulo 4 ................................................................................................... 73Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro.Aristóteles Pires de Matos; Nilton Fritzons Sanches ................................................ 73Capítulo 5 ................................................................................................... 91Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em CondiçõesTropicais. João Batista Vida; Jaqueline Rosemeire Verzignassi; Dauri JoséTessmann; Júlio César Tocacelli Colella; Marilda Pereira Caixeta ........................ 91
    • Capítulo 6 ................................................................................................. 115Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimentodos Frutos do Maracujazeiro. Francisco Murilo Zerbini; Ana VeronicaSilva do Nascimento; Poliane Alfenas Zerbini; Leonardo Bolzoni Torres; AntonioSergio Kimus Braz; Enildo Nascimento de Santana; Wagner Campos Otoni;Murilo Geraldo de Carvalho ................................................................................... 115Capítulo 7 ................................................................................................. 129Avanços no controle da Fusariose da Pimenteira-do-reino(Piper nigrum L.) por meio de Microrganismos Benéficos.Maria de Lourdes Reis Duarte ................................................................................ 129Capítulo 8 ................................................................................................. 143Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical.Alonso da Mota Lamas............................................................................................. 143Capítulo 9 ................................................................................................. 161Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas.Lourenço Zarzar Correa de Melo ........................................................................... 161Capítulo 10 ...............................................................................................187Cigarrinhas-das-pastagens: Importância Econômica eConsiderações sobre Alternativas de Controle.José Raul Valério ...................................................................................................... 187Capítulo 11 ...............................................................................................203Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestais noEstado do Pará. Telma Fatima Coelho Batista; Alexandre Mehl Lunz;Rafael Coelho Ribeiro; Patrícia da Silva Leitão Lima .......................................... 203Capítulo 12 ...............................................................................................219Monitoramento e Controle das Principais Pragas doAbacaxizeiro. Nilton Fritzons Sanches; Aristóteles Pires de Matos ............. 219
    • Capítulo 13 ...............................................................................................249Potencial de Emprego de Percevejos Predadores em CultivosAmazônicos. Walkymário de Paulo Lemos; Walter Santos Evangelista Júnior;Rafael Coelho Ribeiro .............................................................................................. 249Capítulo 14 ...............................................................................................275Manejo Ecológico de Ácaros-praga em FruteirasTropicais. Marcos A.M. Fadini; Madelaine Venzon; Hamilton Oliveira;Angelo Pallini ............................................................................................................ 275Capítulo 15 ...............................................................................................297Produção Integrada de Coco: Práticas Fitossanitárias.Paulo Manoel Pontes Lins; Joana Maria Santos Ferreira .................................... 297Capítulo 16 ...............................................................................................333Manejo de Plantas Daninhas na Amazônia.José Ferreira da Silva ............................................................................................... 333Capítulo 17 ...............................................................................................343Tecnologia de Aplicação de Agrotóxicos para a Proteçãodas Culturas. Luiz Antonio Palladini; Reginaldo Teodoro de Souza ........... 343Capítulo 18 ...............................................................................................357A Agricultura Sustentável Frente aos Desafios dos MercadosNacional e Internacional. Paulo Roberto Coelho Lopes......................... 357Capítulo 19 ...............................................................................................371Normas Nacionais e Internacionais para TrânsitoVegetal. Milton Leite Alves da Cunha ................................................................ 371
    • Capítulo 20 ...............................................................................................393Sustentabilidade na Produção de Itens da SegurançaAlimentar no Maranhão: Avaliação a partir da Evoluçãoda Produção Agrícola Familiar do Estado entre1930 e 2006. José de Jesus Sousa Lemos ......................................................... 393Capítulo 21 ...............................................................................................419Estratégias de Controle Biológico por Conservação emFruteiras Tropicais. Madelaine Venzon; Angelo Pallini ............................ 419
    • Capítulo 1 Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Armando Bergamin Filho; Bernhard Hau; Lílian Amorim; Francisco Ferraz Laranjeira A epidemia é um sistema e como tal comporta-se como um todo em res posta a estímulos dirigidos a qualquer parte. Obviamente o patógeno, o hospedeiro e a doença constituem-se em subsistemas do sistema epi-demia. Dependendo do interesse do observador, qualquer um dos três subsistemas podeser elevado à categoria de sistema e estudado isoladamente: isto é fácil de ser visualizadono caso do hospedeiro, que não depende nem do patógeno nem da doença para suaexistência, mas também é possível no caso do patógeno, seja quando se considera suasobrevivência na ausência do hospedeiro, seja quando se considera seu crescimentosaprofítico em meio outro que a planta. A doença é a interação entre patógeno e hospe-deiro, sob a influência do ambiente e do homem. A análise epidemiológica temporal eespacial, apresentada a seguir, aplica-se indistintamente tanto a epidemias causadaspor patógenos aéreos quanto àquelas causadas por patógenos veiculados pelo solo.Análise temporal A curva de progresso da doença, usualmente expressa pela plotagem da pro-porção de doença versus tempo, é a melhor representação de uma epidemia. Por inter-médio dela, interações entre patógeno, hospedeiro e ambiente podem ser caracteriza-das, estratégias de controle avaliadas, níveis futuros de doença previstos e simuladoresverificados. J.E. Vanderplank definiu, do ponto de vista epidemiológico, dois grupos de do-enças: as doenças de juros compostos e as doenças de juros simples. No primeirogrupo, plantas infectadas durante o ciclo da cultura servirão de fonte de inóculo paranovas infecções durante o mesmo ciclo. É o caso típico da ferrugem asiática da soja, porexemplo, cujo agente causal (Phakopsora pachyrhizi), em condições favoráveis, podeproduzir uma geração a cada 7-10 dias. Esta situação é análoga ao crescimento decapital a juros compostos, onde os juros ganhos rendem novos juros; no caso de doen-ças de juros compostos, plantas doentes rendem novas plantas doentes durante o cicloda cultura. Para que isto ocorra, está implícita uma movimentação do patógeno a partirde plantas doentes em direção a novos sítios de infecção. No segundo grupo, plantasinfectadas durante o ciclo da cultura não servirão de fonte de inóculo para novas infec-
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasções durante o mesmo ciclo. É o caso típico de muitas doenças veiculadas pelo solo,como a murcha do algodoeiro, por exemplo, cujo agente causal (Fusarium oxysporum f.sp. vasinfectum) coloniza principalmente o interior do xilema das plantas infectadas. Estasituação é análoga ao crescimento de capital a juros simples, onde os juros ganhos nãorendem novos juros; no caso de doenças de juros simples, o aumento gradativo do nú-mero de plantas doentes durante o ciclo da cultura não é devido, primariamente, à movi-mentação do patógeno a partir de plantas doentes em direção a novos sítios de infecçãoe, sim, ao inóculo original, neste caso clamidósporos, previamente existente no solo. Como seria a curva de progresso típica de cada um desses grupos? Para ocaso das doenças de juros compostos, considerando que plantas doentes (ou lesões)dão origem a novas plantas doentes (ou novas lesões) no mesmo ciclo da cultura, avelocidade de aumento da doença é proporcional à própria quantidade de doença emcada instante. Assim, se uma lesão der origem a 10 lesões, 10 lesões darão origem a100, 100 a 1000, 1000 a 10.000 e assim por diante. Esta cinética de crescimento é ex-pressa matematicamente pela equação diferencial (1) onde dx/dt é a velocidade de aumento da doença, x, a quantidade de doença er, a taxa de infecção. A integração de 1 leva a (2) onde x0 é a quantidade de doença no tempo t0. A curva descrita pela equação 2tem a forma típica de um J e é conhecida como curva exponencial. Para o caso das doenças de juros simples, considerando que plantas doentes(ou lesões) não dão origem a novas plantas doentes (ou novas lesões) no mesmo cicloda cultura, a velocidade de aumento da doença não tem qualquer relação com a quanti-dade de doença em cada instante. Como já discutido, o aumento gradativo do número deplantas doentes durante o ciclo da cultura é função do inóculo original previamente exis-tente. A quantidade de inóculo existente é, na maioria dos casos, desconhecida, mas,por conveniência, considerada constante durante cada período de vegetação. A fraçãode plantas que se torna doente (x) depende da freqüência de contatos efetivos entrehospedeiro e patógeno (inóculo original). Contato efetivo é definido como aquele contatoque leva à doença. Assim, (3) onde Q é a quantidade de inóculo previamente existente e R, a taxa de infecção.O produto QR representa o número de contatos efetivos. Tanto Q quanto R são conside-rados constantes. A integração de 3 resulta em (4)Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 18p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas onde x0 é a quantidade de doença no tempo t0. A curva descrita pela equação 4é uma linha reta. Seriam os modelos exponencial (equação 2) e linear (equação 4) espelhos fiéisda realidade? Simulariam eles com razoável precisão o crescimento da doença em con-dições naturais? As epidemias reais, para vários patossistemas, mostram um acordoparcial entre estes modelos e a realidade: aparentemente, com quantidades pequenasde doença, os modelos ficam próximos da realidade; à medida que a quantidade dedoença aumenta, aumenta também o divórcio entre realidade e modelo. E, pensandobem, as coisas não poderiam ser diferentes: tanto o modelo exponencial quanto o linearpermitem à quantidade de doença crescer até o infinito. Nenhum processo biológico com-porta-se dessa maneira: leveduras ou bactérias cultivadas em meio de cultura não cres-cem ao infinito, pois o meio, entre outras causas, esgota-se; a quantidade de doença, domesmo modo, não pode tender ao infinito, pois seu crescimento é limitado, entre outrascausas, pela crescente indisponibilidade de tecido sadio. Um fator de correção obvia-mente faz-se necessário, fator este que reduza a velocidade de crescimento da doençaproporcionalmente à diminuição da oferta de tecido sadio. A equação 1 (juros compos-tos) pode, assim, ser alterada para (5) onde (1 - x) representa a quantidade de tecido sadio (x, neste contexto, é sem-pre expresso em proporção de doença). A integração de 5 produz (6) Em conseqüência, o valor da taxa r (chamada de taxa aparente de infecção) écalculado por (7) A curva descrita pela equação 6 tem a forma de S, é conhecida pelo nome decurva logística e pode ser linearizada plotando-se na ordenada 1n(x / 1 - x)) ao invés dex. O valor de 1n(x / (1 - x)) é conhecido pelo nome de logito de x. É digno de nota queeste modelo, o modelo logístico, confunde-se com o modelo exponencial para baixasquantidades de doença (aproximadamente 5% ou 0,05 de proporção de doença). Asdiferenças são crescentes à medida que x aproxima-se de 1. Pelo mesmo raciocínio, a equação 3 (juros simples) pode ser alterada para (8) onde (1 - x) representa a quantidade de tecido sadio. A integração de 8 produz (9)Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 19p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O produto QR (quantidade de inóculo inicial e taxa de infecção) é calculado por (10) A curva descrita pela equação 9 é conhecida pelo nome de curvamonomolecular (inicialmente usada para descrever reações químicas monomolecularesde primeira ordem) e pode ser linearizada plotando-se na ordenada 1n(1 / (1 - x)) aoinvés de x. O valor 1n(1 / (1 - x)) é conhecido pelo nome de monito de x. A exemplo dosmodelos exponencial e logístico, aqui também, para baixos valores de x (até aproxima-damente 5% ou 0,05), os modelos linear e monomolecular confundem-se. As diferenças,porém, acentuam-se à medida que x aproxima-se de 1.Análise espacialPadrões espaciais ao acaso e agregado O padrão espacial de uma doença numa linha de plantio ou numa parcela podeser ao acaso ou agregado. Padrão ao acaso em doenças cujos patógenos são veicula-dos pelo ar significa que a probabilidade de um esporo cair sobre uma planta hospedeiraé igual para todas as plantas hospedeiras. Assim, a ocorrência da doença não é influen-ciada pela distância até a fonte de inóculo, seja a fonte localizada na mesma planta ou navizinhança próxima. Padrão espacial ao acaso está intimamente relacionado a iguaisoportunidades de infecção. Se, no entanto, em condições naturais, o patógeno se disper-sa apenas a curtas distâncias (por respingos de chuva, por exemplo), a probabilidade deuma planta ser infectada é maior para aquelas plantas situadas próximas à fonte deinóculo do que para aquelas situadas longe da fonte de inóculo. Neste caso, o padrãoespacial da doença não será ao acaso e, sim, agregado, com focos visíveis ao redor dasfontes primárias de inóculo. Agregação é apenas um dos possíveis desvios para o pa-drão espacial ao acaso ou aleatório. O outro desvio possível é a regularidade ou unifor-midade. Padrão espacial regular de doença existe numa linha de plantio, por exemplo,caso plantas doentes e sadias ocorram de forma alternada. Esse padrão regular nãoocorre de forma natural, mas pode ser provocado, por exemplo, com o plantio alternadode variedade suscetível e variedade resistente.Padrões espaciais em linhas de plantio Dois tipos de análise serão apresentados para investigar o padrão espacial deplantas doentes numa linha de plantio. Em ambos os caso assume-se que o ‘status’ deuma planta pode ser caracterizado apenas como sadio ou doente; severidade de doençanão pode ser considerada neste contexto. Se as categorias binárias forem designadaspor 0 (sadia) e 1 (doente), o padrão da doença na linha é dado por determinada seqüên-Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 20p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicascia de 0 e 1, por exemplo, 0 0 1 0 1 0 0 1 1 0 1 0 1 0 1 0 1 1 0 1 para uma linha contendo20 plantas. A questão pertinente é se essa seqüência reflete um padrão ao acaso ouagregado de plantas doentes. Teste ‘run’ - Neste teste, o número de ‘runs’ é considerado como um critério depadrão aleatório. Um ‘run’ é definido como uma seqüência de um ou mais símbolos idên-ticos, os quais são seguidos ou precedidos por um símbolo diferente ou por símbolonenhum (no começo ou fim de uma linha). A seqüência seguinte de 10 plantas tem seis‘runs’: 0011010111 1 2 345 6 Se uma doença está se disseminando de planta para planta, plantas doentesdevem estar agregadas, o que leva a poucos ‘runs’. Por outro lado, se plantas doentesestiverem distribuídas ao acaso na linha, o número de ‘runs’ deve ser grande. Para que se possa concluir estatisticamente a respeito de agregação ou distri-buição espacial ao acaso, é necessário saber o número de ‘runs’ e sua variação espera-da teórica. Assim, caso existam N plantas numa linha e m dentre elas estejam doentes,as fórmulas seguintes podem ser usadas para calcular o valor esperado E(R) de ‘runs’ esua variância σ2(R) assumindo-se padrão espacial ao acaso: (Eq. 11) E(R) = 1+2m(N-m)/N (Eq. 12) σ2(R) = 2m(N-m)[2m(N-m)-N]/[N2(N-1)] Para realizar o teste, os ‘runs’ observados (R) e os esperados E(R) são compa-rados. Para um número razoavelmente alto de plantas (usualmente N>20), é útil proce-der-se a uma estandardização por meio do cálculo de ZR, o qual tem distribuição normal: (Eq. 13) ZR = [R+0,5-E(R)] / σ(R) A constante 0,5 é chamada de correção para continuidade e é introduzida paraminimizar o efeito da natureza discreta do número de ‘runs’. O valor de ZR será um gran-de número negativo se houver agregação porque R será, nesse caso, muito menor queE(R). Como o teste é usualmente aplicado somente para diferenciar distribuição espacialagregada de distribuição espacial ao acaso, rejeita-se a hipótese de distribuição espacialao acaso se ZR<-1,64. Alguns exemplos teóricos serão apresentados a seguir, sempre considerando20 plantas numa linha, 12 das quais doentes: portanto, N = 20; m = 12.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 21p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Exemplo I. 01100101110101101011 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 (...) 14 R = 14 Número de ‘runs’ esperados para distribuição espacial ao acaso de acordo coma Eq. 11: E(R) = 1+2·12·8/20 = 10,6 A variância correspondente é (Eq. 12): σ2(R) = 2·12·8[2·12·8-20]/[20·20·19] = 4,3453 Para o valor estandardizado (Eq. 13): ZR = [14+0,5-10,6]/4,34531/2 = 1,87 Como o número observado de ‘runs’ é maior que o número esperado, a seqüên-cia examinada não exibe um padrão agregado, o que também é mostrado pelo valorpositivo de ZR. Exemplo II. 01110001101100111110 1 2 3 4 5 6 7 8 9 R=9 Como N e m são os mesmos do exemplo anterior, E(R) e σ2(R) também têm omesmo valor. ZR pode ser determinado por: ZR = [9+0,5-10,6]/4,34531/2 = -0,527 Neste caso, o número observado de ‘runs’ é menor que aquele esperado nocaso de padrão espacial ao acaso, mas a hipótese da nulidade não pode ser rejeitada ea seqüência de plantas ainda é considerada aleatória. Exemplo III. 01111110001110000111 1 2 3 4 5 6 R=6 Com esses valores, ZR é determinado como: ZR = [6+0,5-10,6]/4,34531/2 = -1,967 Aqui, como ZR é menor que -1,64, a hipótese da nulidade é rejeitada e o padrãoespacial na linha é considerado agregado. Os três exemplos discutidos mostram que é necessário haver um consideráveldesvio da aleatoriedade para que a hipótese alternativa de agregação seja aceita. Umexame superficial do exemplo II levaria a maioria das pessoas a optar pelo padrão agre-gado, fato desmentido pelo teste objetivo.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 22p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Teste de ‘doublet’ - Na análise de ‘doublet’, o número de ‘doublets’, isto é, duasplantas doentes adjacentes, é usado como o critério de decisão. As plantas dentro dalinha são outra vez caracterizadas como 0 (planta sadia) e 1 (planta doente). Se existirem10 plantas numa linha exibindo o padrão 0 0 1 1 0 1 0 1 1 1, três ‘doublets’ podem seridentificados. Se o padrão espacial da doença for agregado, o número de ‘doublets’ serágrande; o contrário é verdadeiro no caso de um padrão espacial ao acaso. Também neste tipo de análise, o número observado de ‘doublets’ será compa-rado com o número esperado de acordo com a hipótese da aleatoriedade. ConsiderandoN plantas numa linha, com m plantas doentes, as fórmulas seguintes são válidas para ocálculo do número esperado de ‘doublets’ E(D) e sua variância σ2(D): (Eq. 14) E(D) = m(m-1)/N (Eq. 15) σ2(D) = m(m-1)[N(N-1)+2N(m-2)+N(m-2)(m-3)-(N-1)m(m-1)]/N2(N-1)] Para conduzir o teste de ‘doublet’, o número observado de ‘doublets’ (D) é com-parado com o número esperado E(D). Para um grande número de plantas (N>20), énovamente possível calcular um valor estandardizado de ZD com base na distribuiçãonormal: (Eq. 16) ZD = (D+0,5-E(D)]/??(D) No caso de agregação, o valor observado D será maior que o esperado E(D) e,assim, ZD terá um grande valor positivo. Uma linha de plantas exibirá padrão agregado seZD > 1,64 (P = 0,05). As mesmas seqüências dos três exemplos anteriores (teste ‘run’) serão apre-sentadas a seguir para o teste de ‘doublet’ (com 20 planta numa linha, 12 das quaisdoentes: N = 20; m = 12). Exemplo I. 01100101110101101011 D=5 Note que uma seqüência 111 define dois ‘doublets’; uma seqüência 11111 defi-ne quatro ‘doublets’, etc. O esperado número de ‘doublets’, segundo a hipótese de alea-toriedade, é dada pela Eq. 14: E(D) = 12·11/20 = 6,6 A variância dos ‘doublets’, de acordo com a Eq. 15 é: σ2(D) = 12·11[20·19+2·20·10+20·10·9-19·12·11]/[20·20·19] = 1,25 Com a Eq. 16, calcula-se o valor estandardizado (ZD): ZD = [5+0,5-6,6]/1,251/2 = -0,98Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 23p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Como o número observado de ‘doublets’ é menor que o número esperado, opadrão da doença certamente não é agregado, o que também se reflete no valor de ZD. Exemplo II. 01110001101100111110 D=8 Valores de E(D) e σ2(D) são idênticos ao exemplo anterior (mesmos valores deN e m). O valor de ZD é calculado de acordo com a Eq. 16: ZD = [8+0,5-6,6]/1,251/2 = 1,70 Neste caso, o número observado de ‘doublets’ é maior que o esperado sob ahipótese de aleatoriedade. O valor de ZD mostra que a hipótese da nulidade pode serrejeitada em favor da hipótese alternativa, o que significa que as plantas doentes exibempadrão agregado na linha de plantio. Exemplo III. 01111110001110000111 D=9 ZD = [9+0,5-6,6]/1,251/2 = 2,59 Neste caso, ZD é muito maior que 1,64 (o limite a 5% de probabilidade) e, assim,o padrão de plantas doentes é considerado agregado. Para o exemplo teórico II, como demonstrado, os testes ‘run’ e de ‘doublet’ apre-sentaram resultados diferentes. No teste ‘run’, concluiu-se que o padrão espacial de plantasdoentes era ao acaso enquanto que no teste de ‘doublet’ a aleatoriedade foi rejeitada e opadrão agregado, aceito. Qual desses testes é mais confiável? Após comparação dosdois testes com dados simulados, considera-se superior a análise de ‘runs’. Para parcelas experimentais com muitas linhas de plantio, sugere-se que asdiversas linhas sejam combinadas para formar uma linha maior. Esta é, então, analisadacom os métodos apresentados anteriormente. Deve-se levar em conta, no entanto, atransição entre diferentes linhas: assim, um par de plantas doentes não deve ser contadocomo um ‘doublet’ se as plantas doentes estiverem em linhas adjacentes.Padrões espaciais em parcelas ou campos experimentais Diversos métodos estão disponíveis na literatura para a análise de padrões es-paciais em parcelas ou campos experimentais como, por exemplo, comparação comdistribuições estatísticas, índices de dispersão, autocorrelação, áreas isópatas, lei deTaylor, etc. Há excelentes artigos e livros que tratam da interpretação de dados espaciaisnos contextos da epidemiologia e da ecologia. Uma breve descrição desses métodosserá dada a seguir.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 24p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasComparação com distribuições estatísticas Para analisar o padrão espacial da doença em parcelas ou campos experimen-tais, uma moldura pode ser colocada sobre a parcela de tal forma a dividi-la em ‘quadrats’.‘Quadrats’ são definidos como uma unidade de amostragem e têm usualmente a formaretangular, com dimensões a critério do pesquisador. Em cada ‘quadrat’, o número depontos (ou plantas doentes) é determinado e uma distribuição de freqüência é construída.A distribuição de freqüência, obviamente, dependerá do número de ‘quadrats’ ou do ta-manho do ‘quadrat’. Como o tamanho ideal do ‘quadrat’ para cada situação não é conhe-cido, recomenda-se a análise utilizando-se diferentes tamanhos. Para analisar o padrão espacial da Fig. 1, cada parcela foi dividida em 36‘quadrats’ (Fig. 2). A próxima etapa da análise é contar os ‘quadrats’ que contêm nenhumponto (ausência de plantas doentes), um ponto, dois pontos, etc. A distribuição de fre-qüência conseguida para os três casos está apresentada na Tabela 1. As três distribui-ções de freqüência são obviamente diferentes: a Fig. 2B tem alta incidência de ‘quadrats’com nenhum ponto, conseqüência da concentração de plantas doentes em determinadaárea da parcela; a Fig. 2C tem predominância de ‘quadrats’ com um ou dois pontos (comuma exceção com três pontos), o que é uma clara indicação de padrão regular; a Fig. 2Atem alta incidência de ‘quadrats’ com 0, 1 e 2 pontos. Fig. 1. Padrões espaciais ao acesso (A), agregado (B) e regular (C) de pontos.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 25p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 2. “Quadrats” (6 x 6) para determinar as distribuições de freqüência dos três padrões espaciais da Fig. 1. De modo semelhante aos outros testes discutidos neste capítulo, a perguntaque precisa ser respondida é qual a distribuição de freqüência esperada no caso dospontos apresentarem um padrão espacial ao acaso. A resposta pode ser dada com basena distribuição binomial, que é caracterizada pelos parâmetros p e n. O parâmetro p é aprobabilidade de um ponto se localizar num determinado ‘quadrat’. Como há um total de36 ‘quadrats’, esta probabilidade é dada por p = 1/36 = 0,027. O parâmetro n é o númerode todos os pontos (plantas doentes) existentes, neste caso n = 54. A probabilidade queum ‘quadrat’ contenha r pontos pode ser calculada usando-se a distribuição binomial: (Eq. 17) comAnálise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 26p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 1. Distribuição de freqüência para os padrões espaciais da Fig. 2. O número de ‘quadrats’ com r pontos esperados é obtido multiplicando-se P(r)pelo número total de ‘quadrats’ na parcela. As freqüências observadas e esperadas paraa Fig. 2A estão apresentadas na Tabela 2. Há alto grau de semelhança entre elas, o queindica padrão espacial aleatório para a Fig. 2A. Um método objetivo para comparar asduas distribuições de freqüência é o teste Chi-quadrado.Tabela 2. Freqüências observadas e esperadas para as distribuições binomial e dePoisson na Fig. 2A.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 27p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O cálculo das probabilidades P(r) com a Eq. 17 pode ser muito trabalhosa paraaltos valores de n. Se n for grande e p, pequeno, a distribuição binomial pode ser substi-tuída pela mais conveniente distribuição de Poisson. Esta distribuição estatística depen-de somente de um parâmetro (λ), que determina o número médio de pontos por ‘quadrat’.A probabilidade que r pontos ocorram num determinado ‘quadrat’ é dada por: (Eq. 18) P(r) = λr exp(-λ)/r! Para a determinação do número esperado de ‘quadrats’, a probabilidade P(r) énovamente multiplicada pelo número total de ‘quadrats’, neste caso 36 (Fig. 2A). Oparâmetro λ é o número total de pontos dividido pelo número de ‘quadrats’: λ = 54/36 =1,5. As distribuições de freqüência observada e esperada mostram grande concordânciaentre si (Tabela 2). Há também alto grau de similaridade quando se compara a distribui-ção binomial com a distribuição de Poisson (Tabela 2): ambas descrevem situação dealeatoriedade. Uma diferença entre as duas distribuições é que para a binomial o númeromáximo de pontos num ‘quadrat’ é restrito (valor máximo = n); para a distribuição dePoisson, ao contrário, probabilidades positivas podem ser calculadas mesmo para valo-res mais altos. A distribuição de Poisson só deve ser aplicada para dados binários caso a fre-qüência de doença seja menor que 20%. Além das distribuições binomial e de Poisson,ambas específicas para padrões espaciais ao acaso, outras distribuições estatísticaspodem ser ajustadas às freqüências observadas no caso de ocorrer agregação, como asdistribuições binomial negativa (para dados de contagem) e beta-binomial (para dadosbinários).Mapas O mapeamento (bi ou tridimensional) é uma técnica útil na visualização ediscernimento de possíveis relações entre dados e variáveis, tais como fatores edáficos,hídricos e, também, fontes de inóculo. Neste último caso, atenção especial é dada àque-las fontes localizadas fora da área avaliada, que podem ajudar a melhor compreender opatossistema. Em adição ao mapeamento, áreas ou linhas isópatas podem ser construídas,por meio de ‘softwares’ apropriados, evidenciando locais de mesmo nível de doença.Índices de dispersão O cálculo da maioria dos índices de dispersão D (relação variância/média, índi-ces de Lloyd, índice de Morisita, etc.) descritos na literatura é baseado na relação entre avariância e a média do conjunto de dados da área experimental considerada. Essesíndices podem indicar padrões espaciais regulares (D < 1), aleatórios (D = 1) ou agrega-dos (D > 1) e são válidos para dados de contagem (como o número de lesões por plantaou o número de insetos por folha).Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 28p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O índice de Morisita (IM), por exemplo, é calculado pela fórmula: Q (Eq. 19) IM = Q[ ∑ X (X i =1 i i − 1)] /[ N onde Q é o total de ‘quadrats’, Xi, o total de pontos no ‘quadrat’ i, e N, o total detodos os pontos (=ΣXi). Para o exemplo da Fig. 2 (N = 54, Q = 36), os resultados são osseguintes: • Fig. 2A: IM = 36 · 86 / (54 · 53) = 1,082 • Fig. 2B: IM = 36 · 154 / (54 · 53) = 1,937 • Fig. 2C: IM = 36 · 38 / (54 · 53) = 0,478 Esses resultados indicam que o padrão da Fig. 2A é ao acaso, o da Fig. 2B,agregado, e o da Fig. 2C, regular. O teste de Chi-quadrado pode ser empregado paraconfirmar objetivamente essas indicações. Pode-se demonstrar que índices de dispersão de modo geral (como o índice deMorisita), baseados que são nas premissas da distribuição de Poisson, não devem serusados para dados de incidência (especialmente para incidências maiores que 20%).Para esse tipo de dado (binário), a melhor aproximação de uma condição de aleatorieda-de é dada pela distribuição binomial e, assim, o índice de dispersão apropriado deve seroutro. De fato, índice de dispersão, a rigor, é a relação entre a variância observada e avariância teórica do processo em estudo (D = variância observada / variância teórica).Deriva desta definição a sempre utilizada relação variância observada e média (D =variância observada / média), uma vez que a variância da distribuição de Poisson é suaprópria média. Já para a distribuição binomial, a variância é igual a Vbin = p(1-p)/n, onde pé a incidência na parcela e n, o número de plantas por ‘quadrat’. Já a variância observadaé calculada por Vobs = Σ(Xi-np)2/n2(N-1), onde ?Xi é o somatório do número de plantassintomáticas em cada ‘quadrat’ i e N é o número total de ‘quadrats’ em cada área. A utilização de índices de dispersão apropriados para dados de incidência vem,de forma gradual, ocupando espaço na literatura fitopatológica. Apesar de muito usados,os índices de dispersão têm a grande limitação (assim como a comparação com distribui-ções estatísticas) de não levarem em conta a posição relativa de cada medida.Lei de Taylor Populações de diferentes espécies apresentam graus de agregação caracterís-ticos. A partir de dados de distribuição espacial de diversas populações de uma espécie,pode-se relacionar linearmente o logaritmo da variância observada (Vobs) e o logaritmo damédia: (Eq. 20) log(Vobs) = log (A) + b log(média)Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 29p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Esta é a chamada lei de Taylor. Os parâmetros da equação, assim, represen-tam a característica espacial de uma dada espécie. Mais especificamente, Taylor enfatizouo emprego do parâmetro b como um índice de agregação: quando b > 1, o padrão espa-cial é agregado (tanto mais agregado quanto maior for o valor de b); quando b = 1, aoacaso; quando b < 1, regular. A lei de Tylor é inadequada para dados de incidência e pode ser modificadapara a forma: (Eq. 21) log(Vobs) = log (A) + b log(variância teórica) Para o caso de dados binários (como incidência de doença) a variância teóricaé a variância binomial (Vbin), já referida anteriormente. Assim, (Eq. 22) log(Vobs) = log (A) + b log(Vbin) Uma distribuição espacial ao acaso é indicada por b = 1 e A = 1 [log(A) = 0], istoé, log(Vobs) = log (Vbin), ou, variância observada = variância binomial. Isto é o mesmo quedizer que D = 1 para todo o conjunto de dados. Se b = 1 e A > 1, então D é fixo e igual aA para todo o conjunto de dados, isto é, D não varia com p. Se b > 1, segue-se quelog(Vobs) aumenta com log(Vbin) numa taxa maior que Vbin, isto é, D varia com mudançasem p. Neste contexto, b é considerado um índice de agregação, embora a interpretaçãodo valor de b nunca deva ser separada da interpretação do valor de A. A grande vantagem da lei de Taylor sobre outros métodos de estudo do padrãoespacial de doenças é que a agregação de todo o conjunto de dados é descrito pelomenor número de parâmetros (A e b). Outras abordagens (como os índices de disper-são, por exemplo) requerem um parâmetro (D) para cada subconjunto de dados. Adicio-nalmente, os parâmetros da lei de Taylor permitem uma visão dinâmica de como muda aagregação da doença em função do tempo (e de maiores incidências). Quando a lei deTaylor for usada para comparar diferentes doenças ou uma mesma doença em diferen-tes condições, cuidado deve ser tomado para que as amostragens sejam feitas conside-rando-se gama semelhante de intensidades de doença, caso contrário resultados errô-neos podem ser obtidos.Estudos de casoPadrão espacial da clorose variegada dos citros e de outras doençastransmitidas por cigarrinhas A clorose variegada dos citros (CVC), causada por Xylella fastidiosa, tem suaepidemiologia temporal e espacial bem estudada no Brasil. Três aspectos serão desta-cados neste item com respeito à análise espacial: teste ‘run’, lei de Taylor e áreas isópatas.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 30p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Aplicando o teste ‘run’ (Eq. 11-13) a diversos pomares do Estado de São Paulo,Laranjeira (1997) não encontrou evidência de maior agregação nas linhas de plantio (queapresentam distância entre plantas menor que entre linhas). Resultados idênticos foramtambém relatados por Gottwald et al. (1993) para pomar localizado em Bebedouro-SP.Neste caso, os autores encontraram, inclusive, maior agregação entre linhas do que nalinha de plantio. Assim, tratos culturais (roçagem, gradagem, aplicação de defensivos eadubos, etc.), sempre realizados ao longo da linha de plantio, não parecem contribuirpara a disseminação da bactéria. A resposta de escape de cigarrinhas, ou seja, o vôoinduzido por perturbações mecânicas no seu ambiente, é variável conforme o gênero dovetor. Assim, é possível que as cigarrinhas capazes de transmitir X. fastidiosa em citrosnão tenham uma boa resposta de escape ou, nesse movimento, não tenham preferênciapela planta mais próxima. Dessa maneira, a passagem de máquinas no talhão não induzos insetos ao vôo ou, caso induza, os vetores não tendem a pousar nas plantas maispróximas (dentro das linhas de plantio, em função do menor espaçamento). Esta últimahipótese parece ser a verdadeira, conforme demonstrado a seguir, com a aplicação dalei de Taylor para dados binários. Levantamentos bimensais realizados em seis talhões durante 20 mesesresultaram em b = 1,13 (Eq. 22), com R 2 = 0,983, para a lei de Taylor (LARANJEI-RA, 1997). O valor de 1,13 diferiu de 1 pelo teste Chi-quadrado, o que implica empadrão agregado de plantas sintomáticas. No entanto, a diferença da unidade ébastante pequena, sugerindo plantas doentes apenas levemente agregadas nospomares avaliados. Leve agregação indica que as cigarrinhas vetoras realizam vôoscurtos de uma árvore para outra sem, porém, necessariamente, pousarem em plan-tas adjacentes àquelas já colonizadas. Digno de nota é que outros patossistemasenvolvendo cigarrinhas vetoras e diferentes tipos de patógeno apresentam valoresde b bastante semelhantes: ‘aster yellows’ em alface/fitoplasma, b=1,18;enfezamento do milho/fitoplasma e espiroplama, b=1,12; ‘rayado fino’ do milho/ví-rus, b=1,19. Esses resultados indicam que o padrão espacial de doenças com vetoré muito mais função do comportamento do vetor do que de fatores característicosdo patógeno ou do hospedeiro. A análise de áreas isópatas permitiu a Laranjeira (1997) postular que talhõesmais velhos com alta incidência de CVC são as principais fontes de inóculo da bactériapara pomares recém-implantados. Ao contrário do que acontece com o mal de Pierce davideira, também causado por X. fastidiosa, outras hospedeiras do patógeno parecemdesempenhar papel secundário na epidemiologia da CVC. Adicionalmente, o estudo deáreas isópatas mostrou, em dois casos, o papel importante desempenhado por mudascontaminadas no início da epidemia.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 31p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasPadrão espacial e etiologia do amarelecimento fatal do dendezeiro emBenevides, PA Um aspecto raramente discutido na literatura fitopatológica, em contraste com aliteratura médica, é o emprego de padrões espaciais de plantas doentes para inferir arespeito da natureza (biótica ou abiótica) do agente causal. Um dos motivos para tal éque a obtenção de dados consistentes sobre o padrão espacial de plantas doentes re-quer, via de regra, vários anos de coleta, tempo geralmente suficiente para que o agentecausal (biótico ou abiótico) seja identificado inequivocamente. Uma exceção é o declíniodos citros, ainda de etiologia desconhecida, mas cada vez mais considerado de causaabiótica em virtude de suas características epidemiológicas. O trabalho de Laranjeira et al. (1998), aqui discutido, analisa a distribuição espa-cial de plantas de dendê (Elaeis guineensis) com sintomas de amarelecimento fatal (AF)como contribuição ao esclarecimento de sua etiologia. Mesmo tendo ciência que umdeterminado padrão não indica necessariamente o processo que o originou, a premissabásica do trabalho é que doenças bióticas de causa desconhecida devem apresentarpadrão espacial de plantas doentes semelhante ao padrão espacial encontrado em do-enças de causa biótica já devidamente caracterizadas. Apesar de ser assunto recente eainda controvertido, as doenças de causa biótica, especialmente quando o hospedeiro éperene, exibem padrões definidos de aparecimento e de crescimento de focos, além demostrarem agregação estatisticamente significativa de plantas doentes a partir de inci-dências relativamente elevadas, usualmente entre 10% e 15%. Duas propriedades marcantes caracterizaram as epidemias de AF em Benevides,Pará, sob o enfoque espacial, conforme quantificado pelo índice de dispersão (D = Vobs/Vbin) (LARANJEIRA et al. 1998): primeiro, a forte e freqüente agregação de plantas afeta-das (plantas sintomáticas encontravam-se agregadas em 93,75% das situações analisa-das) e, segundo, as incidências p extremamente baixas nas quais a agregação foi esta-tisticamente detectada. Via-de-regra, doenças de causa infecciosa (ou biótica), por suaprópria infecciosidade, necessitam de limiares de incidência maiores para que agrega-ção significativa seja detectada, quando comparadas com doenças de causa não-infec-ciosa (ou abiótica). Para as epidemias de AF analisadas por Laranjeira et al. (1998),valores de incidência tão baixos como 3,2% ou 3,8% foram suficientes para que agrega-ção significativa fosse detectada. Discorrendo sobre o mesmo assunto, van de Lande(1993) vai além e relata agregação significativa para o AF em Victoria, Suriname, paraincidência de 0,7% (P<0,05). Em outros blocos, incidências de 1,5%, 8,3% e 9,3% tam-bém foram suficientes para que agregação significativa fosse detectada. No mesmo es-tudo (VAN DE LANDE, 1993), ainda com o dendezeiro, uma doença sabidamente decausa biótica (‘marchitez sorpresiva’, causada por Phytomonas e transmitida por insetospentatomídeos) só mostrou agregação a incidências consideravelmente mais elevadas(19,1%<p<34,4%). A julgar por esses indícios, os processos que dão origem aos pa-drões espaciais de uma doença de causa biótica (‘marchitez sorpresiva’) e os processosque dão origem aos padrões espaciais do AF são bastante diferentes.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 32p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Houve relação significativa entre log(Vobs) e log(Vbin) (Eq. 22) para cada uma dassituações analisadas, com valores de R2 entre 0,970 e 0,997. Os valores de b e de Aforam estatisticamente maiores que 1, para todas as análises, mostrando agregação deplantas sintomáticas em todos os blocos. A amplitude de variação do parâmetro b entreblocos foi pequeno (1,321<b<1,597). Análise conjunta dos dados, considerando todos osblocos e todas as datas de avaliação, resultou em b = 1,282, log(A) = 0,891 e R2 = 0,901.Neste caso, também, b e A diferiram de 1, confirmando o padrão espacial agregado doAF. Os resultados obtidos com a lei de Taylor confirmam e ampliam aqueles obtidos comos índices de dispersão, ou seja, plantas com sintomas de AF exibem acentuada agrega-ção desde incidências extremamente baixas, tendência que se acentua em função dotempo e do conseqüente aumento da incidência (LARANJEIRA et al. 1998). A análise de áreas isópatas não permitiu a identificação de nenhum padrão es-pacial definido para o AF. Assim, áreas de maior incidência de plantas sintomáticas (fo-cos) podem ser encontradas nas bordas dos blocos, mas podem, também, ser encontra-das no centro dos blocos. Em alguns casos, a situação é ainda mais confusa, pois focosde plantas sintomáticas são encontrados tanto nas bordas como no centro dos blocos(LARANJEIRA et al. 1998). Com relação ao crescimento dos focos, os mapas de áreasisópatas mostram progressão radial, às vezes com velocidades iguais em todas as dire-ções, dando origem a formas circulares, às vezes com velocidades maiores na direçãoNorte-Sul (ou Sul-Norte), dando origem a formas alongadas nesse sentido, às vezes comvelocidades maiores no sentido Leste-Oeste (ou Oeste-Leste), dando origem a formasalongadas nessa direção (LARANJEIRA et al. 1998). A ausência de padrão que caracteriza o aparecimento e o crescimento de focosde AF também sugere o envolvimento de processos formadores não-bióticos (LARAN-JEIRA et al. 1998). Em sua análise de áreas isópatas para a clorose variegada dos citros,Laranjeira (1997) encontrou, de forma consistente, os primeiros focos de plantas doentesnas bordas dos blocos, indicação clara que o patógeno, e seu vetor, sobrevivem nospomares mais velhos infectados por X. fastidiosa. Nenhum padrão pôde ser definidopara o AF, uma vez que focos foram encontrados indistintamente nas bordas e no centrodos talhões. Deve-se mencionar, finalmente, a associação entre proximidade de riachos ouáreas alagadas e maiores incidências de AF. Essa associação também sugere causaabiótica para o AF e está de acordo com as conclusões de análise epidemiológica tempo-ral feita na mesma área e na mesma época (BERGAMIN FILHO et al. 1998).Influência da espécie do vetor na epidemiologia da tristeza dos citros A tristeza dos citros foi observada pela primeira vez no Brasil em 1937, na re-gião do vale do rio Paraíba, São Paulo. Seu agente causal, o vírus da tristeza(Closterovirus), é um dos patógenos de maior importância econômica da cultura, afetan-Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 33p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasdo-a em todos os países produtores. No Brasil, o vírus é transmitido de maneirasemipersistente por diversas espécies de afídeos, principalmente Toxoptera citricida eAphis gossypii. A primeira coloniza o citros, que é seu principal hospedeiro, e transmite ovírus com alta eficiência; a segunda migra apenas acidentalmente para o citros, não ocoloniza, e transmite o vírus com baixa eficiência. T. citricida não ocorria nos EstadosUnidos e nos países da América Central e Caribe até o início da década de 90. Ainda nãoocorre na região mediterrânea. O progresso temporal da tristeza quando T. citricida está presente no pomar étão mais rápido que a causa para tal não deve ser apenas sua maior eficiência de trans-missão. Estudos experimentais conduzidos na Espanha, Flórida e Califórnia (na ausên-cia de T. citricida e presença de A. gossypii) mostraram que, em média, 95% das plantasde um pomar tornam-se sintomáticas após 8 a 15 anos; na Costa Rica e RepúblicaDominicana (na presença de T. citricida e A. gossypii), no entanto, a mesma incidênciade tristeza é alcançada em apenas 2 a 6 anos. Uma explicação adicional (além da maior eficiência de transmissão) para essadramática mudança no progresso temporal da tristeza deve ser procurada no comporta-mento espacial de seus vetores. É sugerido que A. gossypii tem o hábito de, ao deixaruma planta cítrica, voar para plantas distantes (entre 100 a 200 m), muitas vezes deixan-do o pomar e interrompendo a cadeia de transmissão do patógeno. Esse comportamentodo vetor produz um padrão espacial ao acaso de plantas com sintomas de tristeza, fatocomprovado recentemente, por meio da lei de Taylor (Eq. 22), para pomares da Califórniae da Espanha: os parâmetros A e b não diferiram da unidade. Em pomares onde T.citricida estava presente, ao contrário, a lei de Taylor mostrou padrões espaciais agrega-dos de plantas sintomáticas, tanto na Costa Rica (onde b foi maior que 1) quanto naRepública Dominicana (onde A foi maior que 1), fato explicado pelo hábito de T. citricida,ao se locomover, voar para plantas próximas daquela previamente colonizada.Dispersão a longa ou a curta distância: qual traz maior vantagem para opatógeno? O primeiro cientista a se preocupar com essa questão foi Vanderplank (1967),algumas décadas atrás. Ele baseou sua argumentação para respondê-la na dispersãode Phytophthora infestans em batata e sua conclusão foi surpreendente para a época:“Patógenos com apenas um mecanismo de disseminação – seja para curtas distâncias,seja para longas distâncias – estão mal servidos”. Mecanismos de dispersão para curtasdistâncias, diz Vanderplank (1967), confinam o patógeno a focos já ocupados por lesõesou plantas doentes, limitando o livre progresso da epidemia às áreas limítrofes do foco,cada vez menores em relação à área total do foco. Mecanismos de dispersão para lon-gas distâncias levam propágulos do patógeno para bem longe da fonte primária de inóculo,muitas vezes para fora da plantação, impedindo o rápido progresso da epidemia.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 34p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Uma mistura dos dois mecanismos, portanto, parece ser indispensável para quepatógenos possam ter sucesso na arte de causar epidemias (e, conseqüentemente, naarte de sobreviver). Dispersão a curta distância é necessária para que o patógeno colo-nize e reproduza-se abundantemente numa área recém conquistada; dispersão a longadistância é necessária para que o patógeno escape do local já conquistado e, assim,amplie sua distribuição geográfica. Vanderplank (1967) postula, ainda, que o mecanismopara curtas distâncias deve se repetir com maior freqüência, já que esta é uma atividaderecorrente durante o ciclo da doença, ao contrário do mecanismo para longas distâncias,que deve se constituir num evento raro (mas não menos importante). Vanderplank (1967)também deixa claro que dividir os mecanismos de dispersão em apenas dois grupos(curtas e longas distâncias) é uma simplificação excessiva que não espelha a realidade:na verdade, cada patógeno bem sucedido certamente desenvolveu durante sua evolu-ção inúmeros mecanismos de dispersão, cada um mais apropriado para determinadasdistâncias, o que permite sua sobrevivência sob várias condições de ambiente. Foram necessários 25 anos e o desenvolvimento do computador para que es-sas previsões de J.E. Vanderplank pudessem ser verificadas por meio de modelo desimulação. Num trabalho de grande repercussão, Zawolek e Zadoks (1992) não só con-firmaram a necessidade de mais de um mecanismo de dispersão para que patógenospossam ser bem sucedidos, como chegaram a quantificar, ainda que de forma prelimi-nar, a freqüência de ocorrência de cada um deles numa situação ideal para o patógeno:80% para eventos de disseminação a curta distância e 20% para eventos de dissemina-ção a longa distância. O reexame do patossistema tristeza dos citros, descrito nesta mesma seção, àluz das hipóteses de Vanderplank (1967), e Zawolek e Zadoks (1992), ilustra de formainequívoca a importância de diferentes mecanismos de dispersão para a competênciaepidêmica e a capacidade de sobrevivência de patógenos em geral: o vírus da tristeza naAmérica do Norte e na América Central, sem Toxoptera citricida, só tinha mecanismo dedispersão a longa distância e, por esse motivo, apresentava importância secundária; aintrodução de T. citricida mudou completamente o cenário; T. citricida (com seu hábito decolonizar plantas cítricas vizinhas) representa o mecanismo de curta distância para opatógeno ocupar áreas próximas das fontes primárias de inóculo.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 35p.17-36, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasReferênciasBERGAMIN FILHO, A.; AMORIM, L.; LARANJEIRA, F.F.; BERGER, R.D.; HAU, B. Aná-lise temporal do amarelecimento fatal do dendezeiro como ferramenta para elucidar suaetiologia. Fitopatologia Brasileira, v. 23, p. 391-396,1998.GOTTWALD, T.R.; GIDTTI, F.B.; SANTOS, J.M. ; CARVALHO, A.C. Preliminary spatialand temporal analysis of Citrus Variegated Chlorosis (CVC) in São Paulo, Brazil. In: IOCVCONFERENCE, 12., 1993, Riverside. Proceedings... Riverside:International Organizationof Citrus Virologists, 1993. p. 327-335LARANJEIRA, F.F. Dinâmica espacial e temporal da clorose variegada dos citros.1997. Dissertação ( Mestrado) – Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Piracicaba. LARANJEIRA, F.F.; AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO, A.; BERGER, R.D. ; HAU, B. Aná-lise espacial do amarelecimento fatal do dendezeiro como ferramenta para elucidar suaetiologia. Fitopatologia Brasileira, v. 23, p. 397-403, 1998.VAN DE LANDE, H.L. Spatio-temporal analysis of spear rot and ‘marchitez sorpresiva’ inAfrican oil palm in Surinam. Netherlands Journal of Plant Pathology, v. 99, p. 129-138,1993.VANDERPLANK, J.E. 1967. Spread of plant pathogens in space and time. In: GREGORY,P.H. ; MONTEITH, J.L. (Ed.). Airborne microbes. Cambridge: Cambridge University,1967. p. 227-247.ZAWOLEK, M.W. ; ZADOKS, J.C. Studies on focus development: An optimum for thedual dispersal of plant pathogens. Phytopathology, v. 82, p. 1288-1297, 1992.Análise Espacial e Temporal de Epidemias de Patógenos de Solo Capítulo 1 36p.17-36, 2007.
    • Capítulo 2 Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Luadir Gasparotto; José Clério Rezende Pereira; Rogério Eiji HanadaIntrodução A bananeira é cultivada em todos os estados do Brasil, ocupando uma área de 520 mil hectares e uma produção estimada de 6,8 milhões de toneladas. A baixa produtividade está relacionada ao sistema de cultivode subsistência adotado. Os estados de São Paulo, Bahia, Pará, Santa Catarina, MinasGerais, Pernambuco, Ceará, Paraíba e Rio de Janeiro são os maiores produtores (FLO-RI et al. 2004). Nesses estados existem bananais altamente produtivos, onde as ativida-des são desenvolvidas em nível empresarial. Nas Regiões Norte e Nordeste do Brasil abanana é consumida como alimento básico, assumindo a mesma importância que temna África e nos países pobres da Ásia, América Latina e Caribe. A banana é a segunda fruta mais consumida no Brasil, cujo consumo percapita está em torno de 25 kg/ano. Constitui parte importante da renda dos peque-nos produtores e da alimentação da população mais carente, principalmente domeio rural, sendo de grande importância para a fixação do homem no campo e paraa geração de emprego rural, especialmente para os produtores com menor acessoà tecnologia. Apesar disso, não tem acompanhado o mesmo ritmo de expansão dafruticultura de exportação. Na grande maioria dos bananais, o manejo adotado, sobtodos os aspectos, é inadequado, refletindo baixa produtividade, em torno de 10 a12 t/ha. Além dessas limitações, um dos grandes problemas é a incidência de pragas edoenças altamente devastadoras. Entre as pragas, podemos citar o moleque-da-bana-neira (Cosmopolites sordidus (Germ.) (Coleóptera:Curculionidae)), que ocorre em todo oPaís, e a broca-gigante (Castnia licus (Lepidóptera: Castiniidae)), sério problema na Re-gião Norte. Entre as doenças, destacam-se o mal-do-panamá (Fusarium oxysporum fsp. cubense (E.F.Smith) Sn. & Hansen), o moko (Ralstonia solanacearum (Smith) Ya-buuchi et al.), a sigatoka-amarela (Mycosphaerella musicola Leach ex. Mulder) e a siga-toka-negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet). O mal-do-panamá dizimou, em todo o País, os plantios de banana da cultivarMaçã. O moko tem causado altos prejuízos nos bananais das várzeas dos rios amazôni-cos e constitui doença quarentenária para as demais regiões, exceto Sergipe, onde érelatada a sua ocorrência. A sigatoka-amarela, apesar de não destruir os plantios como
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasas demais doenças, onera os custos de produção nas regiões que atendem os mercadosmais exigentes e reduz drasticamente a produção nas demais regiões onde não se adotao controle químico. No Brasil, a sigatoka-negra foi identificada em fevereiro de 1998 nos municípiosde Tabatinga e Benjamim Constant (Estado do Amazonas), fronteira do Brasil com aColômbia e Peru (PEREIRA et al. 1998). Encontra-se disseminada nos estados dasregiões Norte, Sul, Sudeste e Centro-Oeste, exceto Tocantins, Goiás, Rio de Janeiro,Espírito Santo e em áreas livres no Sul do Pará e Norte de Minas Gerais. Em todas as regiões do mundo onde ocorre, a sigatoka-negra constitui-se noprincipal fator de queda na produtividade dos bananais e dos plátanos, com redução deaté 100% na produção, a partir do primeiro ciclo de cultivo. A doença, quando comparadacom a sigatoka-amarela, é extremamente destrutiva, pois provoca a morte prematuradas folhas, ataca um número muito maior de cultivares de bananeiras e, nas regiõesquentes e úmidas, como na Amazônia sempre úmida exige 52 pulverizações por anocom fungicidas protetores ou 26 com sistêmicos para seu efetivo controle. Na Costa Ricasão necessárias até 56 pulverizações anuais. O impacto da sigatoka-negra tem sido mais crítico na produção dos plátanos,pois os produtores destes normalmente praticam agricultura de subsistência e não dis-põem de recursos e tecnologias necessários para controlar a doença. No Amazonas, cerca de um ano após a constatação da doença, nos plantiosestabelecidos com cultivares suscetíveis, como Prata, Maçã, Nanica, Prata Graúda ouPrata Apodi e o plátano D’Angola, as perdas na produção atingiram 100% e em poucotempo os plantios foram abandonados. Cavalcante et al. (2004) diagnosticando o impac-to da sigatoka-negra na bananicultura do Estado do Acre, constataram que, no períodode 2000/2001, houve uma redução da 42% na produção total do estado e de 47% novalor da produção de 2001. No Município de Caroebe, no Estado de Roraima, a incidên-cia da sigatoka-negra nas cultivares Pacovan, Prata Comum e Maçã causou cerca de75% de redução no peso dos cachos.Sintomas Em bananeiras, os sintomas, inicialmente, são observados na face abaxial, pre-dominantemente na extremidade do limbo do lado esquerdo das folhas um ou dois, pormeio de pontuações claras ou áreas despigmentadas. Estas pontuações transformam-se em estrias (semelhantes aos cílios das pálpebras oculares) de coloração marrom-clara, com 2 a 3 mm de comprimento. Com o progresso da doença (Fig. 1), as estriasexpandem-se radial e longitudinalmente, ainda com coloração marrom-clara, e já podemse visualizadas também na face adaxial. A partir desse estádio, as estrias somente ex-pandem-se radialmente e adquirem coloração marrom-escura na face abaxial, assumin-Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 38p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasdo o formato de manchas irregulares. Estas adquirem coloração negra e coalescem,dando ao limbo foliar uma coloração próxima à negra, o que caracteriza a doença. Nosestádios mais avançados das manchas negras, inicia-se o processo de morte prematurade todo o limbo foliar, a partir das bordas. Fotos: Luís Gasparotto e M. R. ArrudaFig. 1. Diferentes aspectos do progresso dos sintomas da sigatoka-negra (Mycosphaerella fijiensis) em folhasde bananeira. Após o início da morte do limbo foliar nas regiões com coloração cinza-palha,podem ser visualizadas, na face adaxial, pontuações escuras representadas pelos peri-técios correspondendo à fase sexuada do patógeno. A partir do estádio de manchas decoloração marrom-escura, pode-se observar, próximo à nervura principal elevado nú-mero de lesões ou manchas, caracterizando a agressividade da doença quando compa-rada à sigatoka-amarela.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 39p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Pelo fato de a bananeira não emitir novas folhas após o florescimento, a doençatorna-se extremamente severa após a emissão do cacho, com reflexos na produtividadeda planta. Cerca de 40 dias após o florescimento, as plantas encontram-se com as folhastotalmente destruídas; os frutos não se desenvolvem, ficam pequenos, com maturaçãoprecoce e sem uniformidade. Na Heliconia psittacorum e H. hirsuta, os sintomas (Fig. 2) iniciais são pontoscloróticos na face abaxial, mais facilmente perceptíveis, quando o limbo foliar é colo-cado contra a luz. Posteriormente, ocorre expansão dos pontos cloróticos dando ori-gem a lesões ligeiramente arredondadas de coloração amarela na face adaxial e cre-me na face abaxial. Neste estádio, as lesões são mais facilmente visualizadas na faceabaxial. As lesões crescem radialmente, adquirindo coloração marrom-clara com bor-dos proeminentes de coloração amarela na face abaxial e amarelo-clara na face ada-xial. Em seguida, na face abaxial, as lesões adquirem em toda sua extensão a colora-ção marrom, com subseqüente redução do halo amarelo. Na mesma área correspon-dente, na face adaxial, forma-se uma lesão de coloração amarela mais intensa. A par-tir deste estádio, as lesões expandem radial e longitudinalmente, adquirindo a colora-ção marrom-escura na face abaxial e centro marrom-claro com halo proeminente naface adaxial. Em seguida, as lesões de coloração marrom-escura, de formato ligeira-mente elíptico, podem coalescer, e o limbo torna-se marrom na face abaxial e cloróticoem toda sua extensão na face adaxial por causa da coalescência de lesões com haloamarelo proeminente. Com o progresso, as lesões na face adaxial tornam-se marrom-claras. Então, inicia-se o amarelecimento do limbo foliar no sentido do ápice para abase. A face abaxial torna-se marrom a partir do ápice e a face adaxial adquire tonali-dade amarelo intenso. Mesmo nos estádios finais da doença não ocorre necrose dolimbo foliar na área das lesões, e as lesões de coloração marrom-escura apresentam-se com formato alongado do tipo elipse. A senescência não ocorre de forma individu-alizada na área correspondente à lesão, mas em todo o limbo foliar, que se tornadesidratado. Finalmente, todo o limbo adquire, na face abaxial, coloração palha (cinzacom manchas castanhas marrom-acinzentadas) e, na face adaxial, marrom-clara emtoda extensão do limbo.Epidemiologia A sigatoka-negra pode se estabelecer em todas regiões onde se cultivam pláta-nos e bananas, especialmente em regiões quentes e úmidas, com temperatura médiaentre 25 e 28ºC. Áreas com período seco prolongado e com pouca formação de orvalhodurante à noite são menos favoráveis ao desenvolvimento da doença, mesmo sob condi-ções de temperatura favoráveis (VARGAS, 1996). Segundo Jacome e Schuh (1992), ascondições predisponentes à sigatoka-negra ocorrem em temperaturas superiores a 21ºC,umidade relativa alta e período chuvoso prolongado.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 40p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fotos: Luís Gasparotto Fig. 2. Manchas em folhas de Heliconia psittacorum causadas por Mycosphaerella fijiensis. A duração do ciclo de vida do patógeno é influenciada pelas condições climáti-cas e suscetibilidade do hospedeiro. Na cultivar Prata Graúda ou Prata Apodi ou SH3640, nas condições de Manaus, os primeiros sintomas podem ser observados na folhadois, cerca de 20 dias após o início de abertura da vela (PEREIRA; GASPAROTTO,2001). Dez a 15 dias após, inicia-se a produção de conídios nas lesões sob forma deestrias e mais três a quatro semanas surgem pontuações negras nas áreas necrosadas,constituindo-se os estromas, nos quais estão imersos os peritécios com os ascosporos.Vicente (1998) cita que em Cuba o período de incubação da doença na época seca e friaé de 25 dias e no período quente e úmido é reduzido para 15 a 17 dias. Os ascosporos são liberados dos peritécios quando o limbo foliar é submetidoao molhamento, com maior abundância cerca de uma hora após o molhamento (VAR-GAS, 1996). Estudos em condições controladas demonstraram que a liberação de as-cosporos é promovida quando folhas com peritécios são umedecidas e que a liberaçãoé intensa quando períodos secos e úmidos são alternados.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 41p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Segundo Jacome e Schuh (1993), os conídios e ascosporos são as estruturas dedisseminação do M. fijiensis. Este produz grande quantidade de esporos, que são disper-sos pelo vento. Os ascosporos desenvolvidos em grande quantidade no interior dos peri-técios têm sido considerados o principal propágulo de disseminação de M. fijiensis embananais (STOVER, 1980). Burt (2003) avaliando a concentração de conídios e de ascos-poros com auxílio de armadilhas, colocadas em diferentes alturas dentro de uma planta-ção e em uma elevação com 1.000 m de altura a 5 km de distância, capturou esporos emtodos locais avaliados, registrando maior concentração no ar no período das 05h30min atéàs 08h30min da manhã, com redução acentuada a partir desse horário. Em todos locaishavia maior concentração de conídios em relação à de ascosporos. Segundo Stover (1980),a dispersão dos ascosporos de pequenas áreas com sigatoka-negra para novas áreas,pelo vento, é muito eficiente, e a distância é superior a 50 km. Calvo e Romero (1998)trabalhando na Costa Rica, constataram que não ocorre variação na concentração deesporos do M. fijiensis até 4 km da fonte de inóculo. O estabelecimento de barreiras fitos-sanitárias e de medidas legislativas impedindo a saída de material de banana para regiõeslivres da doença não são suficientes para evitar a disseminação do patógeno, mesmo agrandes distâncias ou quando existem barreiras naturais. Apesar de o vento ser considerado o principal meio de disseminação dos esporosdo fungo, as mudas doentes e as folhas infectadas que são colocadas entre os cachos paraevitar o ferimento dos frutos durante o transporte também constituem um meio eficiente erápido para a disseminação a longas distâncias. Jones (1990) considera que a importânciados ascosporos na disseminação do patógeno a longas distâncias tem sido superestimadae que o principal meio de disseminação é o transporte de mudas infectadas e folhas enfer-mas. Hanada et al. (2002) estudando a sobrevivência de conídios de M. fijiensis em diferen-tes materiais, constataram que os esporos sobrevivem por até 60 dias aderidos às folhas debananeira e nos tecidos de algodão das roupas dos operários; até 30 dias em pedaços depapelão, madeira e plástico, usados na confecção de caixas para embalagem dos frutos; até10 dias em pedaços de ferro; e na casca dos frutos, até o seu apodrecimento. Na casca defrutos verdes da cultivar Prata Anã, colhidos em um bananal com alta severidade da siga-toka-negra, foram encontrados até 11 mil conídios aderidos em cada fruto. Esses dadosindicam que os próprios frutos, embalagens e veículos que transitam nos bananais afetados,além dos próprios operários, podem disseminar o patógeno a longas distâncias. Uma das principais causas que limitam uma maior eficiência no controle da si-gatoka-negra é a falta de conhecimento detalhado da epidemiologia da doença, especi-almente em relação ao modelo de distribuição espacial e temporal da doença. Na avaliação do progresso da sigatoka-negra no plátano cultivar D’Angola, du-rante dois anos, em Manaus, AM, verificou-se que, durante o ano todo, as condiçõesclimáticas são extremamente favoráveis e a doença altamente agressiva, tendo as plan-tas, em todo o ano, apresentado no máximo seis a sete folhas. Nessas circunstâncias, oprograma de controle químico deve ser ininterrupto, o que é inviável economicamente,especialmente para os médios e pequenos produtores.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 42p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Em regiões ou paises onde existem períodos secos e chuvosos definidos, comono México (OROZCO; MURPHY, 1998), Republica Dominicana (CÉSPEDES; SUÁREZ,2003), Taiwan (CHUANG; JEGER, 1987) e algumas partes da Costa Rica (OLGUIM,1998), tem-se registrado que a severidade da doença é alta nos períodos com maiorumidade e reduzida nos períodos mais secos. Para se conhecer o comportamento dasigatoka-negra nas diversas regiões, onde se cultivam bananas ou plátanos, especial-mente em áreas onde se adota o controle químico, como as Regiões Sudeste e Sul doBrasil, é imprescindível avaliar o progresso da doença durante o ano, com a finalidade deestabelecer o início e a paralisação do programa de aplicações de fungicidas, ou seja,definir quando a sigatoka-negra é mais agressiva e causa danos econômicos.Resistência O uso de cultivares resistentes é a estratégia ideal, do ponto de vista sócio-econômico, principalmente para regiões onde a bananicultura é caracterizada pelo bai-xo nível de adoção de tecnologias e com baixo retorno econômico, como grande parteda Amazônia, principalmente a Amazônia Ocidental. É de fácil aplicação, não dependede ações complementares por parte dos bananicultores e não afeta a saúde da popula-ção e nem a preservação do meio ambiente. As cultivares recomendadas são: BRS Prata Caprichosa, BRS Prata Garantida,BRS Japira, BRS Vitória, Caipira, FHIA 01, FHIA 02, FHIA 18, FHIA 20, FHIA 21, Figo Cinza,Ouro, Pacovan Ken, Pelipita, Prata Zulu, Preciosa e Thap maeo. Além dessas cultivares, aBRS Conquista é uma nova cultivar registrada no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abas-tecimento que será lançada em março de 2008. A cultivar BRS Conquista pertence ao subgru-po genômico AAB, foi obtida por mutação natural em população da cultivar Thap Maeo, deporte médio a alto que apresenta resistência à sigatoka-negra, sigatoka-amarela e ao mal-do-panamá. Além da alta produtividade, a nova cultivar apresenta frutos de polpa creme,com bom equilíbrio entre açúcares e ácidos, conferindo-lhes sabor agridoce. Uma das ca-racterísticas marcantes dos frutos maduros é seu agradável e proeminente aroma. Nas Tabelas 1 e 2, são agrupadas, para melhor análise, as reações das cultiva-res às principais doenças e algumas características fitotécnicas destas.Controle químico O uso de fungicidas é a medida mais utilizada no controle da sigatoka-negra embananais comerciais em todo o mundo. Em razão do custo, só deve ser implementadoem bananais nos quais se adotam altos níveis de tecnologias e com retorno econômico.Na Amazônia Ocidental e parte da Oriental, o uso de fungicidas, além de extremamenteoneroso, torna-se muito problemático, em face do impacto ambiental, pois a região é ricaem mananciais de água e com exuberante biodiversidade, tornando-se econômica e eco-logicamente inviável. Associado a isso, as áreas de plantio são pequenas, pois a maioriaSituação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 43p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasdos bananais encontra-se em estruturas familiares, nas quais os agricultores não estãopreparados para usar essa tecnologia. Dessa forma, o controle químico da sigatoka-negraestá sendo implementado com maior intensidade, principalmente, nos pólos produtoresdos estados de São Paulo, Minas Gerais, Santa Catarina, Paraná e Rio Grande do Sul.Tabela 1. Reação das cultivares às principais doenças da bananeira.Tabela 2. Características das cultivares de bananeira resistentes ao fungo Mycosphae-rella fijiensis.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 44p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Os fungicidas avaliados no Campo Experimental da Embrapa Amazônia Oci-dental, em Manaus, AM, que se mostraram eficientes no controle da sigatoka-negra são:Azoxystrobin, Trifloxystrobin, Pyraclostrobin, Flutriafol, Tetraconazole, Tebuconazole,Propiconazole, Difenoconazole, Epoxiconazole, Imibenconazole, Tiofanato metílico, Bi-tertanol, Mancozeb e Clorothalonil e as misturas Azoxystrobin + Propiconazole e Pyra-clostrobin + Epoxiconazole (GASPAROTTO et al. 2006). A aplicação de fungicidas para o controle da sigatoka-negra pode ser por meioda pulverização, com a utilização de aviões e helicópteros; terrestre, com a utilização depulverizadores tratorizados e atomizadores costais. Apesar de existirem vários fungicidas eficientes no controle da doença, a gran-de dificuldade continua na forma de aplicação. A pulverização aérea é onerosa, viávelapenas para grandes áreas. Para os pequenos produtores a única forma é a pulveriza-ção terrestre, com baixa eficiência, em decorrência da dificuldade de se atingir a vela eas folhas um, dois e três, locais de infecção pelo patógeno. A eficiência desses métodosde aplicação é extremamente influenciada pelas condições climáticas (OROZCO-SAN-TOS, 1998). Em temperaturas elevadas, há maior evaporação e o óleo mineral utilizadocomo veículo pode causar fitotoxidez nas folhas. Em temperaturas baixas pode ocorrerinversão térmica e dificultar a pulverização aérea. Nos horários com ventos superiores a5 m.s-1 há acentuada deriva do produto aplicado. A escolha do sistema de aplicação depende da área cultivada, da topografia doterreno, do adensamento do estande e do equipamento disponível. Mais recentemente, Gasparotto et al. (2006) relatam que pesquisas estão sen-do desenvolvidas com o objetivo de viabilizar as aplicações de fungicidas por meio dadeposição de fungicidas na axila da folha número dois e da sua injeção no pseudocauleda bananeira. No primeiro caso, consiste em depositar o produto comercial na axila da folhanúmero dois da planta, com auxílio da uma seringa veterinária adaptada. A agulha con-vencional é substituída pela sonda (agulha mamária com dois furos laterais na extremi-dade), utilizada para aplicação de medicamentos no úbere das vacas para o controle damastite. Nessa sonda, acopla-se uma mangueira transparente de látex ou silicone comcerca de 25 cm de comprimento e 3 a 4 mm de diâmetro (Fig. 3A). Na outra extremidadeda mangueira acopla-se um cano metálico (conduíte do sistema de freios de veículospesados), com cerca de 2 m de comprimento e diâmetro semelhante à mangueira, coma outra extremidade do conduíte curvada, semelhante a um cabo de guarda-chuva(Fig. 3B). Na extremidade da seringa apresentada há outra saída com uma mangueirapreta ligada a um depósito de um litro, onde se coloca o fungicida, que está preso àcintura do operador (Fig. 3C). A seringa da marca Höpner já é produzida com a mesmasaída que acopla ao depósito de fungicida (Fig. 4).Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 45p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFotos: Luís Gasparotto Fig. 3. Detalhes das adaptações na seringa veterinária para deposição de fungicidas na axila da folha: A) Mangueira transparente de látex acoplada à sonda; B) Conduíte acoplado à extremidade da mangueira; C) Depósito de fungicida preso à cintura do operário; D) Vista geral da seringa adaptada; E) Deposição do fungicida na axila da 2a. folha. Fotos: Luís Gasparotto Fig. 4. Seringa veterinária da marca Höpper utilizada para depositar o fungicida diretamente na axila. Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 46 p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Gasparotto et al. (2005) constataram que o flutriafol ou o azoxystrobin aplica-dos na dose de 0,25 mL/planta, a intervalos de 60 dias, foram eficientes no controle dasigatoka-negra. As aplicações devem ser iniciadas em plantas a partir dos 4 meses deidade e interrompidas quando as plantas emitirem o cacho. Na família, as aplicaçõesdevem ser feitas apenas na planta-mãe, já que o fungicida transloca para as plantas filhae neta, protegendo-as. Quando a planta-mãe floresce, obedecendo aos intervalos de 60dias, as aplicações passam a ser feitas na planta-filha, e, assim, sucessivamente. Na Fig. 5, é apresentado um bananal da cultivar Prata Anã antes (A) e após (B)a aplicação do fungicida flutriafol na axila. Na mesma figura podem ser observadas plan-tas das cultivares Prata Anã (C e D), Maçã (E) e D’Angola (F) cujo controle da sigatoka-negra foi feito com a aplicação na axila. Fotos: Luís GasparottoFig. 5. Bananal da cultivar Prata Anã antes (A) e após (B) a aplicação de fungicida na axila e plantas dascultivares Prata Anã (C e D), Maçã (E) e D´Angola (F).Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 47p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Vale ressaltar que, para adotar essa técnica em escala comercial, há necessi-dade de definir quais fungicidas podem ser aplicados na axila das folhas, sem causarfitotoxidez. Até o momento, apenas o flutriafol e o azoxystrobin podem ser usados. Emtestes com outros fungicidas, observou-se que o tebuconazole, propiconazole, difeno-conazole e o triadimenol, na dosagem de 0,25 mL por planta, nessa forma de aplicação,foram altamente fitotóxicos, causando a queima da vela e morte da gema apical. A deposição do fungicida na axila da folha possibilita reduzir os custos operaci-onais e, principalmente, diminui a introdução de defensivos agrícolas na cadeia trófica,em curto prazo, pois enquanto que na pulverização convencional os intervalos entreaplicações variam de sete a quinze dias, na deposição do fungicida sistêmico na axila dafolha o intervalo será de no mínimo 60 dias. As vantagens dessa técnica em relação à aplicação aérea e/ou terrestre compulverizadores são: maior eficiência no controle da sigatoka-negra; redução significativado número de aplicações; fácil acesso aos pequenos produtores; menor contaminaçãoambiental, pois é colocado diretamente na planta, não havendo problemas de deriva;não há necessidade de veículo (óleo, água) e o operário não fica exposto ao produto,conseqüentemente, reduz drasticamente os problemas de intoxicações. Com relação à injeção de fungicidas no pseudocaule da planta, Moreira (2004)injetando o tebuconazole no pseudocaule da bananeira, aplicado quatro vezes a interva-los de 30 dias, controlou a sigatoka-amarela. A aplicação do fungicida foi feita com oauxílio de seringa veterinária, dotada da sonda utilizada para aplicar medicamentos noúbere das vacas. A sonda foi introduzida no pseudocaule da planta-mãe, atingindo ape-nas a 2ª e 3ª bainha viva externa, com inclinação de 45° até a sua base tocar no pseudo-caule. Como a recomendação do tebuconazole é 400 mL do produto comercial/ha, essevolume foi diluído em 5 L de água limpa. Considerando-se que um bananal, em média,tem uma população de 1.500 planta/ha, aplicaram-se 3 mL/planta-mãe. A primeira apli-cação foi feita na planta-mãe, entre esta e a planta-filha, a segunda na posição diametral-mente oposta à primeira, a terceira em uns dos lados e a quarta no outro lado. Quando aplanta-mãe emite o cacho, as aplicações passaram a ser feitas na planta-filha e, assim,sucessivamente. Moreira (2004) conclui que essa tecnologia é viável para o controle dasigatoka-amarela, reduzindo drasticamente os custos das aplicações e a poluição ambi-ental; dispensa o uso de equipamentos motorizados e/ou aéreos e não depende de mão-de-obra especializada e nem das condições climáticas para ser realizada. Recomen-dam-se mais pesquisas com perspectivas de utilizá-las no controle da sigatoka-negra. Cézar et al. (2002) injetando benomil e propiconazole no pseudocaule da culti-var Pacovan para o controle da sigatoka-amarela, verificaram que os produtos forameficientes, porém alertam sobre a necessidade de mais estudos para consolidar essaforma de aplicação. Martinez e Yamashiro (1989) injetando o triadimenol e o propicona-zole no pseudocaule da cultivar Nanica para controlar a sigatoka-amarela, consideraramos resultados insatisfatórios a regulares em relação à pulverização com o propiconazole.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 48p.37-51, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasGasparotto et al. (2005) injetando o flutriafol no pseudocaule da cultivar Prata Anã, con-seguiram controlar a sigatoka-negra, entretanto algumas plantas apresentaram sintomasde fitotoxidez. Apesar de este método de aplicação estar sendo usada em escala comercialpara o controle da sigatoka-negra nos bananais dos municípios situados no Vale daRibeira, no Estado de São Paulo, há necessidade urgente de mais pesquisas para com-provar a sua eficiência técnica e econômica.ReferênciasBURT, P. J. A. Airborne dispersal of Mycosphaerella fijiensis.In: INTERNATIONALWORKSHOP ON Mycosphaerella LEAF SPOT DISEASES, 2002, San José.Proceedings… Montpellier: INIBAP, 2003. p.111-121.CALVO, C.; ROMERO, R. Evaluación del gradiente de dispersión de la enfermedad de lasigatoka-negra del banano (Musa AAA). CORBANA, v. 23, n.49, p.51-56, 1998.CAVALCANTE, M. J. B.; SÁ, C. P.; GOMES, F. C. R.; GONDIM, T. M. S.; CORDEIRO, Z.J. M.; HESSEL, J. L. Distribuição e impacto da sigatoka-negra na bananicultura do Esta-do do Acre. Fitopatologia Brasileira, v.29, n.5, p.544-547, 2004.CÉSPEDES, C.; SUÁREZ, P. Estudio del desarrollo de la epidemia de sigatokanegra en el cultivo del plátano y su relación con factores cliáticos. In:POCASANGRE, L.; ROSALES, F. E.; GUZMÁN, M. (Comp.). Capacitacion e investiga-ción para el manejo integrado de la sigatoka-negra del plátano en America Latina yel Caribe: Documento II. Informe final. [San Jose, Costa Rica]: INIBAP, 2003. p.251-260. CEZAR, J. O.; LEITE, J. B. V.; RAMOS, J. V.; PEREIRA, J. L. M.; FRIFE FILHO, G. A.Efeito da aplicação de fungicidas via injeção no controle da sigatoka-amarela(Mycosphaerella musicola Leach) na bananeira. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE FRU-TICULTURA, 17., 2002, Belém. Anais... Belém, PA: Sociedade Brasileira de Fruticultura:Embrapa Amazônia Oriental, 2002. 1 CD-ROM.CHUANG, T. Y.; JEGER, M. J. Predicting the rate of development of black sigatoka(Mycosphaerella fijiensis var. difformis) disease in South Taiwan. Phytopathology, v.77, n.11, p.1542-1547, 1987.FLORI, J. E.; RESENDE, G. M.; PAIVA, L. E. Produção de bananeira ‘Grande Naine’superadensada e irrigada no Vale do São Francisco. Ciência e Agrotecnologia, v.28,n.5, p.1060-1065, 2004.GASPAROTTO, L.; PEREIRA, J. C. R.; HANADA, R. E.; MONTARROYOS, A. V. V. Siga-toka-negra da bananeira. Manaus: Embrapa Amazônia Ocidental, 2006. 177p.Situação Atual da Sigatoka-negra no Brasil Capítulo 2 49p.37-51, 2007.
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    • Capítulo 3 Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Antonio Alberto Rocha OliveiraIntrodução O Brasil é o primeiro produtor mundial de mamão (Carica papaya L.), com produção estimada de 1,6 milhões de toneladas por ano, situando- se entre os principais países exportadores, principalmente para o mer-cado europeu. O mamão é cultivado em quase todo território brasileiro, merecendo des-taque os estados da Bahia, Espírito Santo e Ceará, responsáveis por cerca de 90% daprodução nacional. O Estado do Pará ocupa a sexta posição, com uma produção deaproximadamente 17 mil toneladas em mil hectares, na safra 2004/2005 (IBGE, 2007).Em virtude da grande expansão da cultura no País, têm surgido muitos problemas fito-patológicos, destacando-se as doenças, as quais depreciam a qualidade do fruto, redu-zem a produtividade e a longevidade da cultura. Entre estas doenças, as de maior ex-pressão econômica são causadas por vírus (mancha anelar e meleira) e por fungos,como a varíola (Asperisporium caricae), antracnose (Colletotrichum gloeosporioides) eas podridões de Phytophthora e de pós-colheita. Com a finalidade de controlar essasdoenças, exceto as viroses, os produtores vêm aplicando fungicidas, cujos custos vêmaumentando a cada ano, além de apresentarem riscos para o meio ambiente e para asaúde do homem. Considerações sobre o uso de fungicidas na agricultura, como oneração docusto de produção, degradação dos recursos naturais, problemas de intoxicação deaplicadores de defensivos agrícolas, aumento dos riscos da presença de resíduos nosprodutos colhidos, assim como surgimento de raças do fungo resistente tem levado auma procura crescente por práticas de manejo de doenças mais racionais (ZADOKS,1992). Neste contexto, surgem termos como o controle alternativo de doenças de plan-tas, no qual se destaca a indução de resistência. Esta envolve a ativação de mecanis-mos de defesa latentes existentes nas plantas (HAMMERSCHMIDT; DANN, 1997). Estaativação pode ser obtida pelo tratamento com agentes bióticos (como microrganismosviáveis ou inativados) ou abióticos. Moléculas de origem biótica ou abiótica capazes deativar/induzir qualquer resposta de defesa nas plantas são chamadas de eliciadores(SMITH, 1996), podendo, neste caso, atuarem como indutores de resistência.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas No Brasil, experimentos de laboratório e campo têm demonstrado a viabilidadedo emprego dos métodos de indução de resistência em diversas culturas, como café,cacau, melão, mamão e outros (GUZZO et al. 2001; RIZZO et al. 2003; BENELLI et al.2004; DANTAS et al. 2004; CAVALCANTI; RESENDE, 2005). O maior interesse sobre ouso de controles alternativos se concentra na possibilidade de imunização de plantas, oque significa um controle que perdure por todo o ciclo vital do hospedeiro.Indução de resistência A indução de resistência em plantas a patógenos é conhecida desde o século20 e, nos dias que correm, fitopatologistas já conseguem perceber a imensa possibilida-de do fenômeno de indução de resistência para o controle de enfermidades de plantas(ROMEIRO, 1999; KUC, 2001). O termo indução de resistência pode ser utilizado para designar uma proteçãolocal, isto é, a indução de resistência apenas nos tecidos onde se efetuou o tratamentocom o agente indutor, como também pode indicar uma resistência sistêmica, que semanifesta à distância do local de aplicação do indutor (STICHER et al. 1997; HEIL; BOS-TOCK, 2002). A resistência induzida é dependente do intervalo de tempo entre o tratamentoinicial (tratamento indutor) e a subseqüente inoculação do patógeno (tratamento desafi-ador). Essa dependência indica que mudanças específicas no metabolismo da planta,envolvendo a síntese e/ou acúmulo de substâncias são importantes no fenômeno daresistência induzida (PASCHOLATI; LEITE, 1995). A sua duração pode ser de poucosdias a algumas semanas, ou mesmo durar todo o ciclo de vida da planta, passandoassim, a constituir um mecanismo de defesa constitutivo (MÉTRAUX et al. 2002; Durant;Dong, 2004). A resistência induzida em plantas pode ser ativada por uma série de substânci-as, entre as quais, o ácido salicílico e seus análogos (Gozzo, 2003). O ácido salicílico(AS) foi o primeiro composto derivado de plantas demonstrado como indutor de resistên-cia sistêmica adquirida (RSA). Posteriormente, um análogo de AS, ácido 2,6 dicloroiso-nicotínico (INA) foi o primeiro composto sintético a ativar RSA (Kessman et al. 1994;Oostendorp et al. 2001). Recentemente, outro análogo do AS, éster S-metil do ácidobenzo-(1,2,3)-thiadiazole-7-carbotióico (BTH), comportou-se como ativador potente deRSA, possibilitando a proteção em condições de campo, contra um amplo espectro dedoenças em diversas plantas (Castro et al. 2000; Perez et al. 2003; Cia, 2005; Töfoli ;Domingues, 2005).Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 54p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasIndução de resistência para o controle das principais doençasfúngicas do mamoeiro Na cultura do mamoeiro, a ocorrência de doenças fúngicas em relação ao danoé muito freqüente, sendo que um dos fatores limitantes à produção é a presença daspodridões de Phytophthora, da pinta preta ou varíola e das podridões pós-colheita (OLI-VEIRA; SANTOS FILHO, 2000). Para o controle destas doenças, diversas medidas sãorecomendadas, sendo que a mais utilizada pelos produtores tem sido o tratamento comfungicidas. No entanto, em longo prazo, além do surgimento de isolados dos patógenosresistentes às substâncias químicas utilizadas, os resultados para a sociedade como umtodo e para o ambiente podem se tornar negativos, por causa da poluição causada pelosresíduos (VENTURA et al. 2003). Visando eliminar estes inconvenientes, um dos méto-dos preconizados tem sido o da utilização de indutores de resistência. Entre os indutores abióticos, destaca-se o Acibenzolar-S-methyl (ASM), um pro-duto que interfere nos processos fisiológicos/bioquímicos das plantas, podendo ativarresistência sistêmica aos agentes patogênicos. Esse ingrediente ativo pertence à classequímica benzothiadiazole e é o primeiro representante de uma nova categoria de produ-tos utilizados na proteção de plantas, também chamados de ativadores de plantas ouindutores de resistência (LAWTON et al. 1996; YAMAGUCHI, 1998). O mesmo vemsendo avaliado em diversas culturas, entre elas a do mamoeiro (BENATO et al. 2002;ZHU et al. 2003; CIA, 2005; OLIVEIRA, 2005).Resistência induzida em mamoeiro contra podridões dePhytophthora As podridões de raízes, do caule e dos frutos, atribuídas a fungos do gêneroPhytophthora, provocam sérios prejuízos nas áreas onde ocorrem, chegando a reduzirem 35% a produção dos mamoeiros afetados (PERSLEY; PLOETZ, 2003). Duas espé-cies de Phytophthora são citadas como causadoras de podridões em mamão: P. palmi-vora Butler e P. parasitica Dastur. Nas sementeiras, a doença chama-se estiolamento outombamento de mudas. Contra as podridões de Phytophthora, um estudo foi conduzido por Zhu et al.(2003) em Aiea, Havaí, visando determinar o efeito da indução de resistência conferidapor ASM em plântulas de mamoeiro ‘SunUp’. Os tramentos consistiram da imersão deraízes em suspensão de benzothiadiazole nas dosagens de 0; 1; 5; 25 e 50 µM doingrediente ativo. Uma semana após o tratamento com o indutor de resistência, as plan-tas foram inoculadas com P. palmivora, mediante a imersão do sistema radicular numasuspensão de zoosporos na concentração de 1 x 104 ml-1. Um bloco de plantas inocula-das foi submetido ao tratamento controle com o fungicida metalaxyl. A avaliação dossintomas foi realizada seis semanas após a inoculação das plantas, conforme a seguinteescala: 0 = sem sintomas; 1 = moderado amarelecimento das folhas; 2 = amarelecimen-Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 55p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasto das folhas e moderada murcha foliar; 3 = murcha foliar e colapso; 4 = abscisão foliar emurcha do caule e 5 = planta morta. Os dados de crescimento das plantas (altura ediâmetro do colo) foram registrados em intervalos quinzenais. Os autores constataram que as plantas de mamoeiro ‘SunUp’ foram bastantesuscetíveis ao ataque de P. palmivora. Duas semanas após a inoculação do fungo, asplantas já exibiam os sintomas típicos da doença, tais como amarelecimento e murchadas folhas. Esses sintomas foram reduzidos em correspondência diretamente proporci-onal ao aumento das dosagens de BTH (Fig. 1).Foto: Cortesia Zhu et al. (2003). Fig 1. Efeito de benzothiadiazole (BTH) sobre a podridão de Phytophthora em plântulas de mamoeiro. Foi observada redução de 72% na severidade da doença na dosagem de 5 µMdo indutor de resistência. As dosagens de 25 e 50 µM de BTH não diferiram entre si naredução do índice de severidade, porém foram significativamente superiores aosdemais tratamentos ao proporcionarem redução de 81,2% e 82,4%, respectivamente(Tabela 1). Os efeitos da indução também foram observados na atividade das proteínasrelacionadas com a patogênese: -glucanase e quitinase. A aplicação de BTH nas raí-zes do mamoeiro estimulou a atividade de -glucanase tanto nas raízes como nas fo-lhas do mamoeiro, evidenciando a ação sistêmica do indutor (Fig. 2). Nas plantas trata-das com BTH, a atividade dessa enzima foi aumentada em duas vezes nas raízes e emtrês vezes nas folhas, quando comparadas com a testemunha tratada somente comágua destilada.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 56p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 1. Efeito do tratamento com benzothiadiazole (BTH) sobre o crescimento domamoeiro ‘SunUp’ e sintomas de podridão de Phytophthora. 1 Altura Diâmetro do colo Tratamento Severidade da doença (cm) (mm) H2O destilada 3,40a 90,1a 17,1a BTH a 1,0 ?M 3,25a 88,1a 16,0a BTH a 5,0 ?M 0,95a 91,0a 16,0a BTH a 25,0 ?M 0,64bc 88,4a 16,4a BTH a 50,0 ?M 0,60bc 85,2b 14,5b Metalaxyl 0,10c - -1 A severidade da doença foi estimada 6 semanas após a inoculação com P. palmivora , com base em escala de 0 (sadia) a 5 (planta morta).Médias com a mesma letra não são significativamente diferentes pelo teste de Walter-Duncan a p < 0,05.Fonte: Zhu et al., 2003.Fig. 2. Atividade de b-glucanase 24h após a imersão das raízes de mamoeiro ‘SunUp’ em suspensão dezoosporos de P. palmivora e 100 µM de BTH.Fonte: Zhu et al. (2003). De forma similar, a atividade da quitinase também foi maior nas plantas cujosistema radicular havia sido imerso na suspensão de BTH (Fig. 3). Nas folhas, a ativida-de enzimática das plantas tratadas com benzothiadiazole foi seis vezes maior que atestemunha. Nas raízes, essa atividade foi incrementada em seis vezes.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 57p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 3. Atividade de quitinase 24h após a imersão das raízes de mamoeiro ‘SunUp’ em suspensão de zoosporosde P. palmivora e 100 µM de BTH.Fonte: Zhu et al. (2003).Resistência induzida em mamoeiro contra pinta preta A varíola ou pinta preta é a doença mais comum do mamoeiro e ocorre tanto empomares comerciais como em pomares domésticos. Ainda que não cause prejuízos tãograndes como outras podridões, pelo fato das manchas limitarem-se à superfície dos frutos,o grande número de lesões causa mau aspecto e grande desvalorização comercial. O agente causal da varíola é o fungo Asperisporium caricae (Speg) Maubl., quesobrevive de um período ambiental favorável a outro em folhas velhas, lesões antigas,frutos e partes afetadas que permanecem no solo. Sob condições de umidade, o fungopode formar esporos e disseminar-se pela ação de respingos de orvalho ou da chuva,sendo arrastado para as partes verdes em desenvolvimento, germinando e penetrandonos pontos vulneráveis do mamoeiro. Um estudo conduzido por Oliveira (2005), em Hilo, cidade incrustada na princi-pal região produtora de mamão dos EUA, objetivou verificar o efeito da aplicação de umderivado benzotidiazólico (ASM) na indução de resistência à varíola, assim como avaliaro efeito do indutor no nível de proteínas totais solúveis e na atividade de quitinase eâ-1,3-glucanase nas folhas de mamoeiro. O ASM foi testado no mamoeiro ‘Rainbow,cultivar geneticamente modificada, em condições de casa de vegetação, nas concentra-ções de 0, 1, 5, 25, or 100 µM 25 e 100 µM i.a. de BTH.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 58p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Os resultados obtidos demonstraram que a pulverização de BTH nas folhas domamoeiro, uma semana antes da inoculação com A. caricae, influenciou a resistênciadas plantas contra a pinta preta (Fig. 4). O desenvolvimento da doença foi significativa-mente mais lento nas concentrações de 25 e 100 µM de BTH, resultando em menorseveridade da fitomoléstia nessas dosagens do indutor de resistência.Fig. 4. Efeito da aplicação de BTH, em várias concentrações, sobre a severidade de pinta preta em mamoeiro‘Rainbow’. As barras verticais representam ± o desvio padrão da média. A aplicação de BTH induziu a significativa produção de proteínas relacionadascom a patogênese nas folhas do mamoeiro (Fig. 5). Embora as plantas não inoculadascom A. caricae e as testemunhas que foram pulverizadas somente com água destiladatambém apresentassem produção dessas proteínas, um teor significativamente maiselevado foi observado quando o BTH foi aplicado nas concentrações de 25 e 100 µM. A atividade da enzima â-1,3-glucanase nas folhas de mamoeiros tratados comBTH a 25 e 100 µM foi significativamente maior do que nas plantas-testemunha ou plan-tas tratadas com as menores dosagens do benzothiadiaole (Fig. 6). De maneira similar,a atividade da quitinase, embora menos pronunciada, também foi significativa quandoBTH foi aplicado naquelas concentrações.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 59p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 5. Efeito da aplicação de BTH e inoculação de Asperisporium caricae sobre o teor de proteínas relacionadascom a patogênese nas folhas de mamoeiro ‘Rainbow’. Letras distintas representam diferença significativaentre os tratamentos pelo teste de Duncan (P≤ 0,05).Fig. 6. Efeito da aplicação de BTH e inoculação de Asperisporium caricae sobre a atividade de proteínasrelacionadas com a patogênese em mamoeiro ‘Rainbow”. Letras distintas, minúsculas para â-1,3-glucanasee maiúsculas para quitinase, representam diferença significativa entre os tratamentos pelo teste de Duncan(P≤ 0,05). Ao final do experimento, dez semanas após a inoculação com A. caricae, nãofoi observado efeito significativo do BTH, na dosagens de 1 e 5 µM, sobre o crescimentodas plantas. Como reflexo do controle parcial da pinta preta, as concentrações de 25 e100 µM BTH influenciaram significativamente a altura e o diâmetro das plantas, comresultados similares aos observados nas plantas não inoculadas com o patógeno(Tabela 2).Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 60p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 2. Efeito da aplicação de BTH e inoculação de Asperisporium caricae sobre ocrescimento de plântulas de mamoeiro ‘Rainbow’. Tratamento Altura (cm) Diâmetro do caule (mm) 0 ?M BTH 23,4a 7,3a 1 ?M BTH 24,5a 7,4a 5 ?M BTH 25,5a 7.5a 25 ?M BTH 28,2b 8,5b 100 ?M BTH 28,9b 8,6b Testemunha (não inoculada) 29,0b 8,7bLetras distintas, na mesma coluna, representam diferença significativa entre os tratamentos pelo teste de Duncan (P ? 0,05). O estudo evidenciou que o benzothiadiazole induz a resistência parcial do ma-moeiro contra o Asperisporium caricae, sendo esta indução dependente da concentra-ção do elicitor. As plântulas de mamoeiro não exibiram nenhum efeito fitotóxico quandoforam pulverizadas com BTH nas concentrações de 25 e 100 µM de BTH, indicando queo ativador de resistência tem potencial para controle da pinta preta em condições decampo.Resistência induzida em mamoeiro contra podridões pós-colheita O mamão é suscetível a várias doenças de pós-colheita, destacando-se as po-dridões fúngicas causadas por Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc.,Lasiodiplodia theobromae (Pat.) Griffon & Maulb., Phoma caricae-papaya (Tarr.)Punithalingam, Fusarium spp. e outros, que são responsáveis por perdas consideráveis(ALVAREZ; NISHIJIMA, 1987; ZAMBOLIM et al. 2002). O controle dessas doenças, emmamão, é feito por tratamento térmico combinado com fungicidas. Uma tecnologia emer-gente que tem a capacidade de reduzir doenças pós-colheita é o emprego de indutoresde resistência bióticos e abióticos (WILSON et al. 1994; FORBES-SMITH, 1999;VENTURA; COSTA, 2002). A antracnose, causada por Colletotrichum gloeosporioides, é uma das doençasem pós-colheita mais importantes do mamoeiro, resultante de infecções quiescentesque levam ao descarte de frutas. Apesar da existência de medidas de manejo tanto paraa pré-colheita como para a pós-colheita, o controle não tem sido satisfatório. O mamoei-ro, embora suscetível à antracnose pode, a exemplo de outras plantas, possuir mecanis-mos eficientes de resistência, que seriam acionados ou ativados quando em contatocom indutores (CIA, 2005).Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 61p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Na busca de um método alternativo de controle dessa doença, Benato et al.(2002) conduziram um experimento visando avaliar o efeito de ASM na proteção domamão contra a antracnose, pela indução de resistência. Frutos de mamão ‘Golden’, até1/8 amarelo, foram inoculados por ferimento com micélio de Colletotrichum gloeosporioi-des e, após incubação, foram submetidos a 10 tratamentos. Os tratamentos compreen-deram diferentes doses e modo de aplicação de ASM, com tratamento hidrotérmico(TT), em comparação com thiabendazole e prochloraz. Os frutos foram armazenadossob refrigeração e condições ambiente. Foram realizadas análises fitopatológicas e físi-co-químicas dos frutos, além de avaliação dos mecanismos bioquímicos de resistência,em resposta ao tratamento com ASM. Foi observada maior eficiência na redução dodesenvolvimento de C. gloeosporioides em mamão pelos tratamentos: (TT seguido deprochloraz-1000 µg.ml-1) e (TT seguido de ASM-12 µg.ml-1). Cia (2005) também realizou um estudo sobre os efeitos do ASM na proteçãopós-colheita de mamão contra a antracnose e no controle in vitro de C. gloeosporioides.Para tanto, mamoeiros em um pomar de Linhares, ES foram submetidos a seis trata-mentos iniciados na florada: 1 – testemunha (tratamento convencional); 2 – ASM (50 mgi.a. l-1); 3 – ASM (100 mg i. a. l-1); 4 – ASM (200 mg i. a. l-1); 5 – ASM (100 mg i.a. l-1) +azoxistrobina (160 mg i. a. l-1); 6 – tratamento 5 + clorotalonil (2.500 mg i.a. l-1), aplicadode forma intercalada. Na maturidade de colheita, os frutos foram inoculados comC. gloeosporioides (7x105 conídios.ml-1), por intermédio de injeção subcuticular, e arma-zenados a 25ºC/ 80% UR, sendo avaliados quanto à incidência e severidade da podri-dão, durante 7 dias, além das atividades das enzimas peroxidase, β-1, 3-glucanase equitinase e dos parâmetros físico-químicos (cor de casca e de polpa, firmeza, sólidossolúveis, pH e acidez total). No ensaio in vitro, foi avaliado o crescimento micelial, pelatransferência de um disco de micélio (3 mm) para o centro de placas contendo diferentesconcentrações de ASM incorporadas ao meio BDA (0, 1, 10, 100 e 1000 mg i. a. l-1), e agerminação de conídios, após a deposição de 40 µl da suspensão de esporos (105conídios.ml-1) e 40 µl de ASM nas diferentes concentrações, em quatro quadrantes paracada placa de poliestireno. Os resultados mostraram que a aplicação de ASM nas doses de 50, 100 e200 mg. l-1, reduziu a incidência da antracnose em pós-colheita, porém não diferiu signi-ficativamente da testemunha, a qual representa os frutos tratados da forma convencio-nal, ou seja, aplicação de fungicidas registrados para a cultura (Fig. 7). A severidade daslesões de C. gloeosporioides nos frutos foi reduzida significativamente pelo tratamento5, ASM + azoxistrobina, quando comparado aos frutos testemunha, nos quais foramaplicados diferentes fungicidas, a partir da florada (Fig. 7A e 8). De forma semelhante, otratamento 5 mostrou-se eficiente em reduzir e atrasar o aparecimento de sintomas nosfrutos (Fig. 7B).Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 62p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 7. Área abaixo da curva de progresso da doença (AACPD) para a severidade (A) e incidência (B) da antracnoseem mamões submetidos a diferentes tratamentos em pré-colheita. 1 – testemunha (tratamento convencional);2 – ASM (50 mg i.a. l-1); 3 – ASM (100 mg i. a. l-1); 4 – ASM (200 mg i. a. l-1); 5 – ASM (100 mg i.a. l-1) +azoxistrobina (160 mg i. a. l-1); 6 – tratamento 5 + clorotalonil (2.500 mg i.a. l-1), aplicado de forma intercalada.Letras distintas representam diferença significativa entre os tratamentos pelo teste de Duncan (P≤ 0,05).Fonte: Cia (2005).Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 63p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 8. Sintomas de antracnose em frutos provenientes de plantas tratadas em pré-colheita de formaconvencional (T1, tratamento 1), e com a mistura de ASM (100 mg i.a. l-1) + azoxistrobina (160 mg i. a. l-1),(T5, tratamento 5), após 7 dias de armazenamento a 25ºC/ 80% UR.Fonte: Cia (2003). De maneira geral, a autora constatou que o tratamento 5 reduziu em mais de50% a incidência de antracnose quando comparado à testemunha (tratamento conven-cional de campo). Esses resultados mostram ASM + azoxistrobina como promissores nocontrole da antracnose em pós-colheita, visto que a eficiência dos produtos foi compara-da com o tratamento de campo com fungicidas, adotado pelos produtores da região,além de não se observar efeito fitotóxico dos produtos nas plantas ou frutos, em decor-rência das aplicações. Desta forma, pode-se inferir que a aplicação de ASM é tão oumais eficiente que o programa convencional de aplicação de fungicidas para o controleda antracnose em frutos de mamoeiro, principalmente quando em mistura com a azoxis-trobina. Entretanto, Cia (2005) alerta para o modo de ação bastante específico da azo-xistrobina, recomendando o uso racional desse fungicida, com o objetivo de evitar odesenvolvimento de resistência de patógenos ao produto. Além da antracnose, Dantas et al. (2004) também avaliaram o potencial de in-dutores de resistência bióticos (Agro-Mos®) e abióticos (ASM) na proteção de mamãocontra outras podridões pós-colheita, objetivando o estabelecimento de uma técnica efi-ciente e pouco prejudicial ao meio ambiente. O indutor biótico Agro-Mos® é um manano-ligossacarídeo fosforilado derivado da parede da levedura Saccharomyces cerevisae1026 (Hansen), Improcrop Brasil, Curitiba-PR, que tem demonstrado eficiência no con-trole de doenças.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 64p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O efeito desses elicitores foi testado contra a antracnose, podridão deLasiodiplodia e podridão de Fusarium, por meio de avaliações da incidência, área abai-xo da curva de progresso da doença (AACPD) e análise bioquímica da atividade deβ-1,3-glucanase. A hipótese testada foi que os indutores utilizados seriam capazes deelicitarem respostas de defesa do fruto contra fungos causadores de podridões. Foramrealizadas quatro aplicações quinzenais durante a produção do mamão, seguindo-se detratamentos pós-colheita com diferentes dosagens dos produtos. Os resultados revelaram que os indutores de resistência utilizados foram mais eficazesna redução da antracnose (Tabela 3), constatando-se incidência da doença e AACPD significa-tivamente menor em relação ao tratamento testemunha. Embora os tratamentos com os induto-res não tenham diferido entre si, as maiores reduções na incidência foram proporcionadas pelostratamentos que receberam aplicações dos indutores em pré mais tratamento pós-colheita nasdosagens mais elevadas (P.AM-750 e P.ASM-100), ratificadas pelos valores das AACPDs de996,23 e 782,50 respectivamente, que contrastaram com a AACPD da testemunha de 3787,21.Tabela 3. Efeito de indutores de resistência (AM e ASM) após quatro aplicações em pré-colheita e pré mais tratamento em pós-colheita de mamão, sete dias após armazenamento. y Antracnose Podridão de Lasiodiplodia Podridão de Fusarium Tratamentos z Incidência (%) AACPD Incidência AACPD Incidência AACPD x Testemunha 86,46 b 3787,21x b 92,59 b 3674,93 c 98,61 c 4358,33 d Aplicações pré-colheita AM-500 33,31 a 1572,79 a 72,22 ab 3183,09 bc 73,57 b 3301,90 bc AM-750 26,04 a 1337,33 a 63,88 ab 2883,09 bc 77,08 bc 3278,96 bc ASM-50 28,64 a 1286,34 a 58,33 a 2628,91 ab 71,87 b 3278,96 bc ASM-100 23,94 a 999,89 a 51,38 a 2440,57 ab 70,83 ab 3120,59 abc Aplicações pré+pós-colheita P.AM-500 30,21 a 1436,70 a 61,11 ab 2758,00 bc 60,41 ab 2695,56 abc P.AM-750 19,77 a 996,23 a 49,99 a 2333,10 ab 55,21 ab 2547,62 ab P.ASM-50 22,89 a 1037,02 a 48,61 a 2416,36 ab 60,41 ab 2824,77 abc P.ASM-100 19,25 a 782,50 a 41,66 a 1949,85 a 48,95 a 2270,56 a CV (%) 31,09 24,05 18,33 13,62 13,40 12,61 x Médias de quatro avaliações (cada avaliação constituída por quatro repetições representadas por 15 frutos). Médias y seguidas pela mesma letra, na vertical, não diferem estatisticamente entre si pelo teste de Tukey (P=0,05). ASM = acibenzolar-S-methyl; AM = Agro-Mos ?. O número após cada sigla representa a dosagem utilizada em mg.ml -1 ou ml.ml -1 e z o P antes representa tratamento pré mais tratamento em pós-colheita. AACPD = área abaixo da curva de progresso da doença calculada com base na incidência da doença. Fonte: Dantas et al., 2004. Para a podridão de Lasiodiplodia todos os tratamentos com ASM reduziram emmédia cerca de 50% a incidência da doença nos frutos e mostraram AACPDs com dife-renças significativas quando comparados com a testemunha. Os tratamentos com AMnão foram eficientes no controle da podridão de Lasiodiplodia, não diferindo do trata-mento controle, exceto em pré mais tratamento em pós-colheita na dosagem de750 ì l.ml-1 (P.AM-750), que apresentou uma redução na incidência da doença de 50%.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 65p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas No caso da podridão de Fusarium a redução variou entre 23% a 51%, tendo ostratamentos pré mais tratamento em pós-colheita alcançado níveis mais expressivos naredução da doença, com o tratamento P.ASM-100 apresentando a maior redução (51%)e AACPD diferindo significativamente a testemunha. De um modo geral, os tratamentos somente em pré-colheita proporcionaramreduções na incidência das doenças, que embora não tenham alcançado níveis eleva-dos, sugerem uma persistência razoável dos indutores aplicados, além de suprimir oureduzir o inóculo inicial dos patógenos, que contribui para diminuir as podridões pós-colheita dos frutos. A avaliação do progresso das doenças no decorrer do número de aplicaçõesdos indutores (Fig. 9), demonstrou que de um modo geral houve um decréscimo naredução da incidência das três doenças estudadas, após a quarta aplicação com ASM,principalmente na dosagem mais elevada, sugerindo a necessidade de um intervalomaior entre cada aplicação. Dantas et al. (2004) sugerem que isso provavelmente ocor-reu por existir um custo energético para a planta após ser elicitada para produzir rea-ções de defesa. O indutor AM mostrou comportamento inverso ao indutor ASM. Após aquarta aplicação a incidência das doenças estudadas foi reduzida. Embora exista es-cassez de estudos sobre esse aspecto, alguns trabalhos mencionam que o custo ener-gético depende de vários fatores e que em raras situações ocorreu efeito negativo naplanta (HEIL, 2001). A atividade de β-1,3-glucanase, mensurada para a antracnose com os induto-res ASM e AM, demonstrou maiores incrementos em todos os tratamentos em pré maistratamento em pós-colheita, exceto com indutor Agro-Mos® na dosagem de 500 ì g.ml-1(P.AM-500) que não apresentou diferença significativa nos tratamentos com ASM empré-colheita (ASM-50 e ASM-100). A atividade correspondente ao tratamento controlefoi numericamente inferior aos demais tratamentos (Fig. 10), embora não tenha diferidosignificativamente dos tratamentos em pré-colheita AM-500 e AM-750. Isso sugere queapós um período prolongado da indução por Agro-Mos® (AM) a atividade de â-1,3-gluca-nase decresce com decorrer do tempo. Constatou-se também que níveis elevados na atividade da â-1,3-glucanase fo-ram correlacionados com redução substancial da antracnose, ratificados pela relaçãoinversa do coeficiente negativo de Pearson de 70% (Fig. 10), o que denota um provávelenvolvimento de â-1,3-glucanase na indução de resistência. A enzima â-1,3-glucanaseé uma proteína relacionada a patogênese (proteína-RP), caracterizada como PR-2, ca-paz de hidrolisar células fúngicas, agindo diretamente e/ou liberando fragmentos oligos-sacarídicos do fungo ou da parede celular da planta que elicitam respostas secundáriasde defesa da planta, caracterizando a ação antimicrobiana (LEUBNER-METZGER; MEINSJUNIOR, 1999).Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 66p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 9. Curvas de progresso da antracnose (A-B), podridão de Fusarium (C-D) e podridão de Lasiodiplodia(E-F) em função do número de aplicações, com quatro dosagens de indutores. C = testemunha;ASM = acibenzolar-S-methyl; AM = Agro-Mos®. O número após cada sigla representa a dosagem utilizada emì g.ml-1 ou ì l.ml-1 e o P antes representa pré mais tratamento em pós-colheita.Fonte: Dantas et al. 2004.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 67p.53-71, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 10. Relação entre a atividade de â-1,3-glucanase e incidência da antracnose em frutos de mamão apósa quarta aplicação de indutores em pré-colheita e pré mais tratamento em pós-colheita. As barras representamo desvio padrão da média. Médias seguidas da mesma letra não diferem estatisticamente entre si, pelo testede Tukey (P=0,05). C = Testemunha; ASM = acibenzolar-S-methyl; AM = Agro-Mos. O número após cadasigla representa a dosagem utilizada em ì g.ml-1 ou ì L.ml-1 e o P antes representa pré mais tratamento empós-colheita.ReferênciasALVAREZ, A. M.; NISHIJIMA, W. T. Postharvest diseases of papaya. Plant Disease, v.71, n.8, p.681-686, 1987.BENATO, E.A.; PASCHOLATI, J.M.M.; SIGRIST, J.M.M.; CIA, P.; SANTANA, S.L.; CA-MILI, E.C.; SILVA, C.A.R. Viabilidade do controle de antracnose em mamão pós-colheitapor indução de resistência por acibenzolar-S methyl. Fitopatologia Brasileira, v. 27, p.S84, 2002. Suplemento.BENELLI, A.I.H. ; DENARDIN, N.D. ; FORCELINI, C.A. Ação do acibenzolar-S-metil apli-cado em tubérculos e plantas de batata contra canela preta, incitada por Pectobacteriumcarotovorum subsp. atrosepticum atípica. Fitopatologia Brasileira, v.29, n.1, p.263-267,2004.CASTRO, R.M.; VIEIRA, M.; SCANAVACHI, V.; GUICHERIT, E. Redução na severida-de de doenças e incremento da produção e qualidade dos frutos de tomate estaqueadoem áreas comerciais através da aplicação do ativador de plantas acibenzolar-methyl.Fitopatologia Brasileira, v.25, p.S457, 2000. Suplemento.Indução de Resistência para o Controle de Doenças do Mamoeiro Capítulo 3 68p.53-71, 2007.
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    • Capítulo 4 Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Aristóteles Pires de Matos; Nilton Fritzons SanchesIntrodução D iversos agentes etiológicos têm sido relatados como capazes de atacar o abacaxizeiro em diferentes regiões produtoras do mundo, tanto no campo quanto na pós-colheita com conseqüências negativas para a pro-dutividade e qualidade dos frutos produzidos. Entre eles os fungos, com mais de 60espécies relatadas sobre o abacaxizeiro no mundo, são os mais importantes patógenosdesta cultura, causando perdas significativas na produção de frutos. Doenças causadaspor bactérias e vírus ocorrem em menor escala, entretanto, em algumas regiões produto-ras e condições ambientais favoráveis, doenças de etiologia bacteriana podem causarperdas elevadas na produção. Além de agentes bióticos, anomalias abióticas tambémafetam o abacaxizeiro de maneira significativa. Muitas das características do abacaxizei-ro, a exemplo da disposição de suas folhas, assim como os sistemas adotados para suaprodução comercial estão diretamente relacionadas com incidência e severidade de ata-que de pragas e doenças. De todas as doenças que afetam o abacaxizeiro a fusariosedestaca-se como a mais destrutiva, incitando perdas significativas à produção de frutos.Na pós-colheita as doenças consideradas como as mais importantes são a podridão-negra e a podridão-rósea, também conhecida como “pink disease”. Entre as anomaliasde causa não parasitária a queima-solar tem ocorrência bastante comum e importantenos plantios instalados em regiões sujeitas à ocorrência de temperaturas elevadas du-rante o desenvolvimento do fruto. Considerando a importância dessas doenças para o cultivo do abacaxi nas prin-cipais regiões produtoras do mundo, informações sobre sintomas, epidemiologia e ma-nejo integrado das mesmas são a seguir apresentadas.Fusariose Causada pelo fungo Fusarium subglutinans (Wr. & Rg.) Nelson, Tousson &Marasas, sinonímia Fusarium moniliforme (Sheld.) var. subglutinans Wr. & Rg., anamor-fa de Giberella fujikuroi (Saw.) Wollenw. var. subglutinans Edw., a fusariose é a maisséria ameaça à abacaxicultura brasileira. Essa doença foi primeiramente descrita emSão Paulo, causando podridão em frutos da cultivar Smooth Cayenne, e exsudação deuma substância gomosa a partir do frutilho infectado, daí a doença ter sido inicialmente
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasdenominada gomose. F. suglutinans tem como principal característica a capacidade deinfectar frutos e mudas do abacaxizeiro, o que aumenta ainda mais a importância dessadoença. Presente nas principais regiões produtoras de abacaxi do Brasil, a presença doagente causal da fusariose já foi relatada na Argentina, África do Sul e Estados Unidosda América, porém os sintomas observados naqueles países são completamente dife-rentes dos constatados no Brasil. Em Cuba, F. subglutinans foi isolado de frutos de ‘RedSpanish’, porém, naquele país, esse fungo não se mostra patogênico ao abacaxizeiro. Oagente causal da fusariose foi também detectado em abacaxis comercializados no Chile.No começo da década de noventa, a fusariose foi detectada na Bolívia, região de SantaCruz de la Sierra, de onde se dispersou atingindo a região El Chapare. No final dos anosnoventa F. subglutinans foi detectado na Venezuela. F. subglutinans pode infectar todas as partes do abacaxizeiro provocando aexsudação de uma substância gomosa a partir dos tecidos infectados. Nas plantas, as-sim como nas mudas, a lesão se localiza no caule, progredindo para a base da folha,ficando restrita à região aclorofilada da mesma. Um abacaxizeiro oriundo de uma mudainfectada pode mostrar, além da exsudação de goma, um ou mais dos seguintes sinto-mas externos: (a) abertura do “olho” da planta deixando à mostra as folhas mais novas(Fig. 1 A); (b) curvatura do talo/caule, geralmente para o lado onde a lesão está localiza-da (Fig. 1 B); (c) redução no comprimento das folhas, assim como no desenvolvimentogeral da planta (Fig. 1 C); (d) alterações na arquitetura da planta que passa a ter a apa-rência de um funil ou taça; (e) alterações na filotaxia da planta, aumentando o número defolhas por espiral; (f) clorose; (g) lesão com exsudação de substância gomosa na baseda folha e na região de inserção no caule (Fig. 1 D); h) morte da planta. Fotos: Aristóteles P. de MatosFig. 1. Sintomas externos da fusariose, Fusarium subglutinans, em plantas no campo; abertura do “olho”:B) curvatura do talo/caule; C) redução no comprimento das folhas e no desenvolvimento geral da planta;D) lesão na base da folha com exsudação de substância gomosa. Além da exsudação da substância gomosa a partir da região lesionada no caulee base das folhas, os filhotes infectados podem expressar alguns dos sintomas observa-dos nas plantas adultas. Sob condições favoráveis à incidência da fusariose nas mudas,esta doença pode provocar a morte das mesmas ainda aderidas à planta-mãe (Fig. 2).Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 74p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFotos: Aristóteles P. de Matos Fig. 2. Mudas tipo filhote de abacaxi ‘Perola’ infectadas por Fusarium subglutinans: exsudação de substância gomosa na base; B) mudas mortas em decorrência do ataque do patógeno. Nos frutos, onde a infecção ocorre pelas flores abertas, F. subglutinans incitauma podridão mole na polpa, com acúmulo de goma nos lóculos do ovário, substânciaesta que, com o progresso da doença, exsuda pelo frutilho infectado. Por causa da exaus-tão dos tecidos internos, em decorrência da exsudação de goma, os frutilhos infectadosse apresentam em nível inferior aos sadios adjacentes. Esses sintomas são mais facil-mente observados na fase de maturação dos frutos, especialmente em períodos chuvo-sos, muito embora possam ser detectados a partir do final da floração. É também nosfrutos maduros que se observa, com mais freqüência, a esporulação do patógeno emvolta dos frutilhos atacados assim como sobre a goma que exsuda das lesões (Fig. 3). Fotos: Davi Theodoro Jughans (A e B) e Nilton Fritzons Sanches (C e D). Fig. 3. Sintomas externos e internos da fusariose, Fusarium subglutinans, em frutos de abacaxizeiro: A) fruto e mudas infectados de uma mesma planta; B) sintomas externos de infecção por F. subglutinans; C) exsudação de resina a partir dos frutilhos infectados; D) lesão na polpa do fruto. Existem indicações do envolvimento de insetos no processo de infecção dosfrutos por F. subglutinans. Entre esses insetos, destacam-se a abelha arapoá, Trigonaspinipes; a broca-do-fruto, Strymon megarus; a abelha melífera, Apis melifera; e diversasespécies de formigas. Além do envolvimento de artrópodos na disseminação do patóge-no, as condições ambientais desempenham papel importante na incidência da fusariose,a qual é favorecida pela ocorrência de períodos chuvosos e frios durante o desenvolvi-mento da inflorescência. O fato de os plantios de abacaxi serem instalados anualmente,em várias épocas durante o ano e em áreas contíguas, constitui fator importante nadispersão de F. subglutinans, haja vista a ocorrência de plantas em diversos estádios dedesenvolvimento numa mesma área, contribuindo para a manutenção do inóculo durantetodo o ciclo da cultura.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 75p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasManejo integrado da fusariose do abacaxizeiro O controle integrado da fusariose do abacaxizeiro envolve o emprego simultâ-neo ou seqüencial de diversas ações, entre elas as especificadas a seguir, permitindo aexploração econômica e sustentável da cultura do abacaxizeiro.Controle cultural A primeira medida de controle da fusariose consiste na eliminação de restosculturais, principalmente daqueles plantios onde a incidência da doença foi elevada. Autilização de material propagativo sadio é componente de elevada importância no mane-jo integrado da doença haja vista que promove a redução no inóculo inicial. A seleçãopré-plantio é uma prática importante para o controle da fusariose uma vez que permite aeliminação das mudas que apresentam sintomas externos da doença, entretanto deve-se atentar para o fato de que essa prática apresenta eficiência relativamente baixa umavez que, aproximadamente, 40% das mudas infectadas não são descartadas quando daseleção pré-plantio. Por esta razão, deve-se dar preferência à utilização de mudas sabi-damente sadias como as obtidas por meio da técnica de seccionamento do caule, ou pormicropropagação. Durante o desenvolvimento vegetativo deve-se proceder a erradica-ção de todas as plantas que expressarem sintomas da fusariose, contribuindo para man-ter o inóculo em níveis baixos. Considerando o efeito sazonal sobre a incidência da fusa-riose nos frutos de abacaxi (Fig. 4), o controle dessa doença pode ser obtido mediante oestabelecimento de um programa de indução floral que possibilite o desenvolvimentodas inflorescências e colheita dos frutos em épocas desfavoráveis ao desenvolvimentoda doença. Fig. 4. Incidência da fusariose, Fusarium subglutinans, em frutos do abacaxi ‘Pérola’ em razão da época de produção na região de Coração de Maria, Bahia; dados de cinco anos de avaliação. Fonte: Matos (1999).Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 76p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasControle químico A tomada de decisão quanto à implementação do controle químico da fusariose fun-damenta-se no monitoramento da incidência da doença desde o terceiro mês após o plantio atéo tratamento de indução floral. Em sendo necessária a adoção do controle químico, as inflores-cências devem ser protegidas mediante a pulverização de fungicidas registrados para uso nacultura. O controle químico deve ser praticado sempre que as inflorescências se desenvolve-rem em períodos favoráveis à incidência da fusariose, e em plantios onde a ocorrer incidênciada doença durante a fase de desenvolvimento vegetativo. As pulverizações, utilizando-se ape-nas fungicidas registrados para este fim, devem começar logo após o aparecimento das inflo-rescências e continuar até o fechamento das flores, obedecendo a intervalos que variam desete a quinze dias a depender do grupo químico do fungicida utilizado.Controle genético A resistência genética é a alternativa mais eficiente e econômica, além de eco-logicamente correta para controle de doenças de plantas. O potencial da resistência ge-nética como medida de controle da fusariose do abacaxizeiro já foi demonstrado tantoem observações a campo quanto sob condições controladas de inoculação artificial. Di-versos genótipos já foram identificados como resistentes à fusariose a exemplo do AltoTuri, Amapá, Amarelo-de-Uaupés, Blanca, Cabezona, Fernando Costa, Huitota, InermeCM, Íris, Perolera, Piña Negra, Primavera, Rondon, Samba, Tapiricanga, Turi Verde eVer-o-Peso. Os abacaxis ‘Imperial’ e ‘Vitória’ apresentam resistência à fusariose, alémde outras características hortícolas desejáveis tais como frutos com elevado teor de só-lidos solúveis totais, acidez moderada, excelente sabor nas análises sensoriais, além deausência de espinhos nas folhas.Mancha-negra-do-fruto A mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro, causada pelos fungos Penicilliiumfuniculosum Thom e/ou Fusarium moniliforme Sheldon, está presente em todas as regiõesprodutoras de abacaxi do mundo, inclusive no Brasil. Esta doença causa perdas de inten-sidade variável a depender do potencial de inóculo, da cultivar e da época de produção.Uma característica interessante dessa doença é sua associação com o ácaro do fruto doabacaxizeiro, Steneotarsonemus ananas Tyron que atua como vetor do patógeno. Frutos de ‘Smooth Cayenne’ e de ‘Pérola’ infectados pelo agente causal damancha-negra-do-fruto geralmente não expressam sintomas externos da doença. Apósa remoção da casca para o consumo in natura, ou para o processamento industrial, é queos sintomas são detectados na forma de podridão coloração marrom-escura no frutilhoatacado (Fig. 5). Por outro lado, frutos das cultivares Perolera e Queen evidenciam colo-ração amarelo-alaranjada nos frutilhos infectados, que também se apresentam em nívelinferior em relação aos sadios que os circundam.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 77p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fotos: Nilton F. Sanches Fig. 5. Sintomas internos da mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro, cultivar Pérola. De maneira geral, a mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro se expressa sob aforma de podridão-mole, porém, algumas vezes o tecido infectado torna-se corticoso e alesão se expressa sob a forma de podridão seca. A ausência de sintomas externos emfrutos de ‘Smooth Cayenne’ infectados faz com que o descarte desses frutos em lotesdestinados à exportação in natura seja atividade altamente difícil. A incidência da mancha-negra-do-fruto varia de uma região para outra, assimcomo dentro de uma mesma região, a depender da época de produção e do potencial deinóculo. Essa sazonalidade é devida, principalmente, à ocorrência de períodos chuvo-sos, antes da abertura das flores, que contribuem para o aumento do potencial de inocu-lo, seguidos de períodos secos, necessários para aumentar a população do ácaro vetor.Manejo integrado da mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro Nas principais regiões produtoras de abacaxi do mundo o controle da mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro fundamenta-se na aplicação de agrotóxicos visando re-duzir a população da acarofauna presente na inflorescência. A implementação de medi-das de controle integrado pode aumentar a eficiência dessa prática.Controle cultural Considerando que a incidência da mancha-negra-do-fruto está sob a influência deefeito sazonal bastante significativo, seu controle pode ser obtido mediante o estabeleci-mento de um programa de indução floral que possibilite o desenvolvimento das inflores-cências em épocas desfavoráveis à doença, medida esta que permite a produção de frutossem a aplicação de produtos fitossanitários, portanto não agressiva ao meio ambiente.Controle químico A mancha-negra-do-fruto do abacaxizeiro tem seu controle fundamentado na aplica-ção de acaricidas/inseticidas, visando ao controle da acarofauna presente nas inflorescências,especialmente o ácaro vetor S. ananas. As pulverizações, quando necessárias, devem iniciarlogo após o tratamento de indução floral e continuar até o fechamento das últimas flores.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 78p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasPodridão-negra-do-fruto Também conhecida como podridão-mole, a podridão-negra do abacaxi, cau-sada pelo fungo Chalara paradoxa (De Seyn.) Sacc. = Ceratocystis paradoxa (DeSeyn.) Hohn (Teliomorfa: Ceratocystis paradoxa (Dade) C. Moreau), é uma doençade pós-colheita que pode ser responsável por perdas elevadas, tanto em frutos paraconsumo in natura, quanto naqueles destinados à indústria, sendo que neste caso,as perdas são diretamente proporcionais ao período de tempo entre a colheita e oprocessamento. A incidência de C. paradoxa nos frutos é mais elevada quando acolheita é realizada em períodos de alta precipitação pluvial e temperaturas em tornode 25ºC. Penetrando no fruto via ferimento do pedúnculo resultante da colheita,C. paradoxa provoca o desenvolvimento de uma lesão de coloração amarela intensa,que progride da base para o ápice, expandindo-se mais rapidamente no sentido verticaldo que lateral, conferindo à mesma o formato de um cone. Com o progresso da doençatoda a polpa se liqüefaz e o suco exsuda, restando no interior do fruto apenas as fibrasdos feixes vasculares. A penetração do patógeno também pode se dar via ferimentos nacasca dos frutos, provocados pelo manuseio inadequado na colheita e na pós-colheita;neste caso, origina-se uma lesão, inicialmente amarelada, que progride em direção aoeixo central, tornando-se escura com o progresso da doença (Fig. 6).Fotos: Aristoteles Pires de Matos Fig. 6. Sintomas internos da podridão-negra do abacaxi, Chalara paradoxa, decorrentes da Infecção pelo pedúnculo por meio de corte da colheita (A), e por ferimento na casca (B). C. paradoxa sobrevive em restos culturais, tanto em condições de campo,quanto nos armazéns de beneficiamento em pós-colheita. Vento, salpicos de chuvae insetos, estes últimos atraídos pelo cheiro adocicado dos tecidos infectados, sãoos principais agentes disseminadores do patógeno. A incidência da podridão-negraé intensificada pela associação de alta umidade relativa e temperatura amena. Poressa razão a doença se desenvolve rapidamente em frutos mantidos a 25ºC, e maislentamente naqueles armazenados a 12ºC, sob as mesmas condições de umidaderelativa.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 79p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasManejo integrado da podridão-negra do abacaxizeiro O controle da podridão-negra do fruto do abacaxizeiro deve ser uma atividaderotineira, iniciada desde o preparo do solo, continuando durante todo o ciclo da culturaaté a colheita, armazenamento, transporte e comercialização.Controle cultural A primeira medida de controle da podridão-negra-do-fruto consiste na elimina-ção dos restos culturais e de fontes de inóculo nas proximidades do local onde os frutossão processados em pós-colheita. Os frutos devem ser colhidos com uma parte do pe-dúnculo, aproximadamente 2cm de comprimento, e manuseados adequadamente tantona colheita quanto na pós-colheita de maneira a evitar ferimentos na superfície (Fig. 7) eembaladas de maneira adequada. Fotos: Aristóteles Pires de Matos (A), Denise Coelho Gomes (B) Fig. 7. Cuidados na colheita e na pós-colheita; A) fruto colhido comparte do pedúnculo; e B) acondicionados em caixas de papelão.Controle químico Frutos colhidos em épocas favoráveis à incidência da podridão-negra podemrequerer implementação do controle químico que tem como alvo os ferimentos do pedún-culo, resultantes do corte da colheita e da remoção das mudas tipo filhote, assim comodos ferimentos da casca dos frutos, causados pelo manuseio inadequado. Em havendonecessidade de realizar o controle químico da podridão-negra devem ser usados fungici-das registrados para este fim, assim como atentar para as exigências do mercador con-sumidor quando tipo de tratamento e produto utilizados.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 80p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasControle físico A ocorrência de chuva durante a colheita resulta em altos percentuais de frutosinfectados. Para evitar esse efeito, a colheita não deve ser realizada sob condições depluviosidade. Considerando o efeito da temperatura sobre o desenvolvimento do patóge-no, os frutos devem ser armazenados e transportados entre 7,5ºC e 10ºC, temperaturasestas que reduzem acentuadamente o desenvolvimento da doença. O tratamento hidro-térmico, 54oC por três minutos, tem se mostrado eficiente no controle da podridão-negra.Podridão-do-olho A podridão-do-olho, causada por Phytophthora nicotianae Breda de Haan var.parasitica (Dastur) G.M. Waterhouse, é uma doença disseminada na maioria das regiõesprodutoras de abacaxi do mundo causando perdas acentuadas na produção, principal-mente quando a infecção ocorre após o tratamento de indução floral. Perdas econômicastambém ocorrem logo após o plantio, em conseqüência da morte das plantas nos primei-ros meses de desenvolvimento, especialmente em plantios instalados em solos sujeitosao encharcamento ou com histórico de ocorrência da doença. Uma planta infectada por P. nicotianae var. parasitica mostra, inicialmente, alte-rações na coloração das folhas mais novas que passam de verde para amarelo-fosco ecinza. Na parte basal aclorofilada das folhas infectadas surgem lesões que expandemrapidamente. Uma faixa marrom separa o tecido infectado do sadio bloqueando o avan-ço do patógeno. Com o progresso da doença P. nicotianae var. parasitica alcança ocaule e, em estádio mais avançado as folhas do olho da planta podem ser removidascomo um todo, evidenciando uma podridão com odor fétido (Fig. 8). Fotos: Aristóteles Pires de Matos (A) e Nilton Fritzons Sanches (B) Fig. 8. Incidência de Phytophthora nicotianae var. parasítica em plantas de abacaxi logo após a instalação do plantio (A) e após o tratamento de indução floral (B).Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 81p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas P. nicotianae var. parasitica pode infectar a planta do abacaxizeiro em qualquerestádio de desenvolvimento. Solo contaminado com o patógeno, levado aos sítios deinfecção, seja por salpicos de água de chuva ou de irrigação, ou durante outras práticasculturais como a capina, constitui a principal fonte de inóculo.Manejo integrado da podridão-do-olho do abacaxizeiro O controle da podridão-do-olho do abacaxizeiro deve ser praticado rotineira-mente durante o desenvolvimento da cultura, com especial atenção para os períodosimediatamente após o plantio e após a indução floral.Controle cultural A primeira prática de controle da podridão-do-olho consiste na instalação doplantio em solos leves, bem drenados, com boa aeração e não sujeitos a encharcamen-to. A calagem deve ser efetuada sempre obedecendo a critérios técnicos uma vez que P.nicotianae var. parasitica torna-se mais importante em solos com valores de pH próximosda neutralidade. Por outro lado, a aplicação de enxofre para baixar o pH do solo visandoreduzir a população do patógeno, pode causar problemas no balanço dos nutrientes. Emsolos com histórico da doença, a instalação do plantio em leiras ou camalhões, aproxi-madamente 25 cm de altura, geralmente reduz a incidência da doença, entretanto, estaprática aumenta a necessidade de suprimento de água durante os períodos secos. Con-siderando a elevada suscetibilidade das coroas à infecção pelo patógeno, este tipo demuda não deve ser utilizado como material propagativo para instalação de novos planti-os em áreas com histórico da doença.Controle químico Em regiões produtoras de abacaxi onde a podridão-do-olho ocorre em altasincidências, deve-se adotar o controle químico mediante pulverizações sobre as mudas,duas semanas antes de remoção da planta-mãe, utilizando-se fungicidas registradospara uso na cultura do abacaxizeiro. Durante o desenvolvimento vegetativo a tomada dedecisão quanto à necessidade da adoção do controle químico é fundamentada no moni-toramento da doença. Em sendo recomendada, a aplicação de fungicida deve ser reali-zada três a quatro semanas após o plantio para controlar a podridão-do-olho nos primei-ros estádios de desenvolvimento das plantas. De maneira similar, deve-se realizar umapulverização, uma semana após o tratamento de indução floral, tendo como alvo a rosetafoliar, objetivando proteger a inflorescência em desenvolvimento contra a infecção pelopatógeno. A depender do potencial de inóculo no plantio, esta pulverização pode serrepetida num intervalo de até duas semanas. As pulverizações devem ser feitas de ma-neira localizada, cobrindo uma área de até 1,5 m de distância das plantas infectadas.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 82p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasPodridão-das-raízes Diversos patógenos podem causar podridões de raízes em plantas de abacaxi,porém Phytophthora cinnamomi Rands é o mais freqüentemente encontrado em associ-ação com essa doença. Entre os demais patógenos associados à podridão-de-raízes doabacaxizeiro destacam-se P. nicotianae var. parasitica, Pythium arrenomanes Drechsler,Pythium graminicola Subraman., Pythium splendens Hans Braun, Pythium tolurosum Coker& P. Patt., e Pythium irregulare Bruisman. Destes, P. arrenomanes é o que apresentamaior patogenicidade ao abacaxizeiro. A infecção das raízes do abacaxizeiro por P. cinnamomi provoca alterações nacoloração das folhas que se tornam amareladas. Com o progresso da doença as folhasperdem a turgescência, os bordos enrolam para fora e as extremidades encurvam parabaixo, lembrando os sintomas incitados pela murcha associada à cochonilha. Uma plan-ta com esses sintomas pode ser facilmente removida do solo, uma vez que seu sistemaradicular encontra-se completamente apodrecido (Fig. 9). A partir das raízes o patógeno,eventualmente, pode atingir o caule, progredindo em direção ao ápice e incitar podridão-do-olho, resultando na morte da planta. Fotos: Aristóteles Pires de Matos. Fig. 9. Planta de abacaxi infectada por Phytophthora cinnamomi: A) sintomas na parte aérea; B) apodrecimento do sistema radicular.Manejo integrado da podridão-das raízes do abacaxizeiro Sendo P. cinnamomi um habitante do solo, as ações de controle integrado inici-am com a escolha e preparo do solo e continuam por todo o ciclo da cultura.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 83p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasControle cultural A podridão-das-raízes do abacaxizeiro pode ser eficientemente controlada sejamediante a instalação de plantios em solos bem drenados e de boa aeração, seja emleiras ou camalhões, prática esta que reduz o encharcamento do solo, e, por conseguintea produção e liberação dos propágulos de P. cinnamomi, reduzindo assim a capacidadeinfectiva do patógeno. Em solos com histórico de ocorrência da podridão-das-raízes, oplantio deve ser feito em épocas desfavoráveis ao desenvolvimento da doença, permitin-do, assim, que as plantas estabeleçam um amplo sistema radicular antes da ocorrênciadas condições ideais para infecção. Solos com reação ácida reduzem sensivelmente aocorrência da doença.Controle químico Sob condições favoráveis à incidência da podridão-das-raízes, é necessário quese efetue o tratamento pré-plantio, mediante imersão das mudas numa calda fungicida.Para a definição do produto a ser utilizado é necessária a identificação do patógenopresente na área, haja vista que os fungicidas não apresentam a mesma eficiência decontrole sobre os diferentes agentes causadores da doença. A podridão-das-raízes nãoé uma doença de importância para a abacaxicultura brasileira.Mancha-amarela Presente em várias regiões produtoras de abacaxi do mundo tanto em plantas quantoem frutos, a mancha-amarela do abacaxizeiro é causada pelo “tomato spotted wilt virus”, etem como vetor várias espécies de tripes. Na África do Sul Thrips tabaci e Frankliniella schultzeijá foram identificadas como vetores da mancha-amarela, enquanto no Havaí Frankliniellafusca e Frankliniella occidentalis são os transmissores dessa doença. Não há relato da man-cha-amarela no Brasil. Os primeiros sintomas da mancha-amarela, como o próprio nome indica, consis-tem de manchas foliares amareladas, pequenas e arredondadas. Com o progresso da doen-ça as lesões alongam-se em direção a base das folhas, coalescem e necrosam o tecido. Dabase da folha infectada o vírus passa para a folha mais nova, próxima a ela, e assim suces-sivamente, até atingir o meristema apical, podendo causar a morte da planta. Nos frutos a infecção pode ocorrer durante a floração, resultando em áreas necró-ticas e cavidades de profundidade variável na polpa. Externamente os frutilhos infectadosapresentam coloração marrom escura e circundados por halo amarelado (Fig. 10). O frutotambém pode ser infectado por meio da coroa que expressa os mesmos sintomas das plan-tas jovens. Da coroa o vírus passa para a parte superior do fruto incitando necrose, podendoresultar na eliminação da coroa.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 84p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fotos: Aristóteles Pires de Matos. Fig. 10. Frutos de abacaxi ‘Smooth Cayenne’ com sintomas da mancha- amarela, causada pelo “Tomato spotted wilt virus”. Os diferentes materiais propagativos de uma mesma planta apresentam níveis dis-tintos de suscetibilidade à mancha-amarela sendo a coroa mais suscetível que os rebentões,enquanto os filhotes expressam suscetibilidade intermediária, característica esta de impor-tância para o manejo integrado da doença. Outro aspecto importante na epidemiologia damancha-amarela é o envolvimento de diversas espécies de tripes na disseminação da doen-ça. Esses artrópodos transportam o vírus das plantas hospedeiras para o abacaxizeiro. En-tre os hospedeiros do vírus da mancha-amarela do abacaxizeiro destacam-se plantas culti-vadas como tomate, berinjela, batata, fumo e petúnia, assim como plantas invasoras comoEmilia sanchifolia, Emilia sagitata, Bidens pilosa e Datura stramonium, de ocorrência comumem áreas cultivadas com o abacaxizeiro.Manejo integrado da mancha-amarela À semelhança de outras enfermidades do abacaxizeiro, o controle da mancha-amarela fundamenta-se na integração de práticas culturais, iniciando com a escolha do ma-terial propagativo a ser utilizado na instalação de novos plantios, devendo-se evitar o uso decoroas por apresentarem maior suscetibilidade ao patógeno. Considerando-se que culturascomo batata, beringela, fumo, petúnia e tomate, entre outras, são hospedeiros do agentecausal da mancha-amarela, deve-se evitar a instalação de abacaxizais próximos a plantiosdessas culturas, como também não se deve utilizá-las em consórcio, cultivos intercalares, oumesmo em rotação com o abacaxizeiro. Outra medida de controle da mancha-amarela con-siste na eliminação de plantas invasoras, hospedeiras do vírus.Podridão-rósea A podridão-rósea dos frutos do abacaxizeiro, também conhecida como “pinkdisease”, causada pela bactéria Pantoea citrea Kageyama et al., é uma das mais impor-tantes doenças da pós-colheita do abacaxizeiro. Caracteriza-se pelo desenvolvimentode uma coloração marrom-escura a avermelhada na polpa do fruto, facilmente observa-Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 85p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasda após o aquecimento durante o processamento industrial. P. citrea produz enzimaspromotoras de reações bioquímicas que dão origem a dímeros de moléculas de 2,5-diketogluconato, os quais sob efeito da temperatura durante o processamento industrialdesenvolvem coloração avermelhada na área infectada. Não há registro da ocorrênciada podridão-rósea dos frutos do abacaxizeiro no Brasil.Manejo integrado da podridão-rósea do abacaxizeiro Tendo em vista que a incidência da podridão-rósea do fruto do abacaxizeiroestá sob controle sazonal bastante significativo, a doença pode ser eficientemente con-trolada mediante o estabelecimento de um programa de indução floral que possibilite aprodução e colheita dos frutos em épocas desfavoráveis à sua incidência. Outra medidade controle cultural da podridão-rósea consiste em colher os frutos antes de sua comple-ta maturação. A ocorrência de correlação positiva significativa entre a população de inse-tos e incidência da podridão-rósea sugere o envolvimento desses artrópodos na dissemi-nação da doença. Assim sendo, o controle da podridão-rósea tem-se fundamentado naaplicação de inseticidas durante o período de flores abertas. A ação antagonista de várias espécies bacterianas sobre P. citrea indica a pos-sibilidade de controle biológico da podridão-rósea. Resultados promissores têm sido ob-tidos mediante o uso de Bacillus gordonae Pichinoty et al em associação com inseticidas.Queima-solar A queima-solar é uma anomalia do abacaxi resultante da exposição de uma desuas partes à ação dos raios solares. Embora os efeitos da queima-solar sejam maisevidentes em frutos que tombam para um lado, em períodos quentes e ensolarados sin-tomas podem ser observados, também, no lado do fruto voltado para o sol poente. Os sintomas externos da queima-solar iniciam com o aparecimento de uma des-coloração amarelada na casca do fruto que, com o passar do tempo passa a marromescura (Fig. 11). Em estádios mais avançados de desenvolvimento da anomalia podemocorrer rachaduras entre os frutilhos. Internamente, a polpa na região afetada tem suatranslucidez aumentada e, com o progresso da doença, assume consistência esponjosa,depreciando o valor comercial do fruto. A queima-solar pode causar perdas elevadas em épocas quentes e ensolara-das, razão pela qual deve ser controlada por meio da proteção mecânica dos frutos,aplicada a partir do fechamento das flores. Materiais como palha de plantas invasoras,papel (jornal), papelão, entre outros podem ser colocados sobre os frutos a fim de prote-gê-los contra a ação dos raios solares (Fig. 12). As folhas do próprio abacaxizeiro tam-bém podem ser usadas como agente de proteção, amarrando-as acima dos frutos.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 86p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fotos: Aristóteles Pires de Matos (A); Nilton Fritzons Sanches (B) Fig. 11. Queima-solar: A) desenvolvimento de sintomas no lado do fruto voltado para o sol poente; B) necrose severa como início de rachadura entre os frutilhos. Fotos: Aristóteles Pires de Matos Fig. 12. Proteção mecânica do fruto do abacaxizeiro contra a queima-solar: A) com papel; B) com palha. Existem indicações de que os danos causados pela queima-solar ocorrem emmenor intensidade em frutos de plantios instalados no sentido leste-oeste, em compara-ção com aqueles em posição norte-sul, uma vez que o menor espaçamento entre plantasna linha, no sentido leste-oeste favorece o auto-sombreamento, reduzindo os efeitosnegativos dos raios solares.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 87p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasReferênciasAGUILAR, J. A. E.; SANCHES, N. F. S. Disseminação de Fusarium moniliforme var.subglutinans do abacaxizeiro pele Trigona spinipes Fabr. 1973(Hymenoptera:Apidae). Cruz das Almas, BA: Embrapa-CNPMF, 1982. 4p. (Embrapa-CNPMF. Comunicado Técnico, 2).ALMEIDA, W. A. B. de; MATOS, A. P. de; SOUZA, A. da S. Effects of benzylaminopurine(BAP) on in vitro proliferation of pineapple (Ananas comosus (L.) Merr.). Acta Horticultu-rae, n.425, p. 235-242, 1997.CABRAL, J. R. S.; MATOS, A. P. de; SOUTO, G. F. Reação de germoplasma de abacaxià inoculação com Fusarium moniliforme var. subglutinans. Pesquisa Agropecuária Bra-sileira, Brasília, v.20, n.7, p.787-791, 1985.CABRAL, J. R. S. ; MATOS A. P. de. Abacaxi ‘Imperial’: variedade resistente à fusa-riose. Cruz das Almas, Bahia: Embrapa Mandioca e Fruticultura, 2003. Folder.CHA, J. S.; PUJOIL, C.; DUCUSIN, A.R.; MACION, E. A.; HUBBARD, C. H.; KADO, C.I. Studies on Pantoea citrea, the causal agent of pink disease of pineapple. JournalPhytopathology, v.145, p.313-319, 1997.CHALFOUN, S. M.; CUNHA, G. A. P. da. Relação entre a incidência da broca-do-fruto efusariose do abacaxi. Pesquisa Agropecuária Brasileira, v. 19, p. 423-426, 1984.FROSSARD, P. Influence de la température e de l’activité sur le développement en cultuede Thielaviopsis paradoxa, parasite de l’ananas. Fruits, v. 19, n. 8, p. 461-463,1964.GIACOMELLI, E. J.; TEÓFILO SOBRINHO, J. Seleção preliminar de alguns cultivares deabacaxizeiro resistentes à fusariose. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE FRUTICULTU-RA, 7., 1983, Florianópolis. Anais: Florianópolis: Sociedade Brasileira de Fruticultura,1983. v. 1, p. 145-161.GIACOMELLI, E. J.; ROESSING, C.; TEÓFILO SOBRINHO, J. Incidência de gomosenuma colecão de ananás e pseudo-ananás. Bragantia, v. 28, 1969. p. xxvii-xxxii, Nota,6.KIMATI, H.; TOKESHI, H. Nota sobre a ocorrência de Fusarium sp. causando resinosefúngica em abacaxi. Revista de Agricultura, v. 39, n. 3, p. 131-133, 1964.LIM, W. H.; ROHRBACH, K. G. Role of Penicillium funiculosum in the development ofpineapple fruit disease. Phytopathology, v. 70, p. 663-665, 1980.MATOS, A. P. de. Doenças e seu controle. In: Cunha. G. A. P. da; Cabral, J. R. S.; Souza,L. F. da S. O abacaxizeiro – cultivo, agroindústria e economia. – Brasília: EmbrapaComunicação para Transferência de Tecnologia, 1999. p. 269-305.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 88p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasMATOS, A. P. de; CABRAL, J. R.S. Manejo integrado da fusariose do abacaxizeiro.Cruz das Almas: Embrapa-CNPMF, 2005, 2p. (Embrapa-CNPMF, Abacaxi em Foco n.32).MATOS, A. P. de. Manejo integrado da podridão-do-olho do abacaxizeiro. Cruz dasAlmas: Embrapa-CNPMF, 2005. 2p. (Embrapa-CNPMF. Abacaxi em Foco, 33).MATOS, A. P. de. Manejo integrado da podridão-negra do fruto do abacaxizeiro.Cruz das Almas: Embrapa-CNPMF, 2005. 2p. (Embrapa-CNPMF. Abacaxi em Foco, 34).MATOS, A. P. de. Pineapple fusariosis in Brazil: an overview. Fruits, v. 41, n. 7/8, p. 417-422, 1987.MATOS, A. P. de; AGUILAR, J. A. E.; NEIVA, L. P. A. Método para determinar a dissemi-nação de Fusarium moniliforme var. subglutinans no abacaxizeiro. Pesquisa Agropecu-ária Brasileira, Brasília, v. 16, n. 3, p. 337-229, 1981.MATOS, A. P. de; CABRAL, J. R. S. Interação entre variedades de abacaxi e isolados deFusarium moniliforme var. subglutinans. Revista Brasileira de Fruticultura, Cruz dasAlmas, v. 10, n. 3, p. 55-61, 1988.MATOS, A. P. de; CABRAL, J. R. S.; SANCHES, N. F.; CALDAS, R. C. Effect of tempera-ture and rainfall on the incidence of Fusarium subglutinans on pineapple fruits. Acta Hor-ticulturae, n. 529, p. 265-272, 2000.MATOS, A. P. de; FERREIRA, D. M. V.; CORDEIRO. Z. J. M. Doenças do abacaxi. Infor-me Agropecuário, v. 26, n. 228, p. 7-11. 2005.MATOS, A. P. de; MOURICHON, X.; LAPEYRE, F. Reaction of pineapple accessions toinoculation with Fusarium moniliforme var. subglutinans. Fruits, v. 46, n. 6, p. 647-652.1991.MATOS, A. P. de; MOURICHON, X.; PINON, A. Occurrence of Fusarium moniliforme var.subglutinans on pineapple in Bolivia. Fruits, v. 47, n. 1, p.33, 1992.MATOS, A. P. de; SANCHES, N. F.; CUNHA, G. A. P. da; REINHARDT, D H. R. C.Fusariose do abacaxizeiro: incidência no fruto em função da época de produção. Pes-quisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 16, n. 2, p.205-207, 1981.MONTEALEGRE, J. R.; LUCHSINGER, L. E. Postharvest rot of pineapple fruits marketedin Chile. Fitopatologia, v. 25, n. 2, p. 51-53, 1990.REYES, M. E. Q.; ROHRBACH, K. G.; PAULL, R. E. Microbial antagonists control pos-tharvest black rot of pineapple fruit. Postharvest Biology and Technology, v.33, p.193-203, 2004.Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 89p.73-90, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasROHRBACH, K. G.; SCHENCK, S. Control of pineapple heart rot, caused by Phytophtho-ra parasitica and P. cinnamomi, with fosetyl Al, and phosphorous acid. Plant Disease, v.69, n. 4, p.320-323, 1985.WIJERATNAM, R. S. W.; HEWAJULIGE, I. G. N; ABEYRATNE, N. Postharvest hot watertreatment for the control of Thielaviopsis black rot of pineapple. Postharvest Biologyand Technology, v.36, p.323-327, 2005.WIJERATNAM, R. S. W.; HEWAJULIGE, I. G. N.; HERATH, H. M. A. U.; SITHAMPARA-NATHAN, T. New methods for control of Thielaviopsis fruit rot of pineapple. In: INTER-NATIONAL PINEAPPLE SYMPOSIUM, 4., 2002, Veracruz. Anais. Veracruz: Internatio-nal Society for Horticultural Science, 2002. p.148,Manejo das Principais Doenças do Abacaxizeiro Capítulo 4 90p.73-90, 2007.
    • Capítulo 5 Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais João Batista Vida; Jaqueline Rosemeire Verzignassi; Dauri José Tessmann; Júlio César Tocacelli Colella; Marilda Pereira CaixetaIntrodução M anejo integrado de doenças de plantas consiste “no uso de princípios e medidas de controle de forma integrados, visando o patógeno, o hos pedeiro e o ambiente, por meio da redução ou eliminação do inóculoinicial, da taxa de progresso de doença e por meio da manipulação do período de tempoem que a cultura permanece exposta ao patógeno em condições de campo”. Por isso, a interferência do homem, por meio de suas atividades, busca parali-sar ou retardar o início e o desenvolvimento de epidemias pelo uso de medidas de mane-jo adequadas. Vários fatores influenciam, decisivamente, no desenvolvimento de epide-mias em ambiente protegido, tais como: nível de suscetibilidade ou de resistência dohospedeiro, quantidade de inóculo e fatores do ambiente que exercem influência positivaou negativa tanto no hospedeiro quanto no patógeno. Outro aspecto a ser considerado na plasticultura é que, após dois anos, somen-te 20% a 30% dos plasticultores permanecem na atividade. Várias causas estão envolvi-das nos insucessos, com destaque para: - Carência de informações sobre a cadeia do agronegócio, tanto da “porteirapara fora”, quanto da “porteira para dentro”. A plasticultura é uma atividade de alta espe-cialização, exigindo elevado nível de informações em olericultura, tanto para produção,quanto para comercialização. Ressalta-se que existem poucas informações tecnológicasdisponíveis abordando o cultivo em ambiente protegido, como comportamento de varie-dades e híbridos, manejo de fertilizantes, manejo de água, manejo das culturas, de pra-gas, de doenças, entre outros. - A tomada de decisão de “o quê plantar” é econômica, pois o valor de comerci-alização, geralmente, é o que principalmente se leva em consideração quando se investenum agronegócio. Agora, “como plantar” é uma decisão fundamentada em aspectos téc-nicos.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Assim, mesmo que uma espécie de hortaliça apresente alguns aspectos técni-cos restritivos ao seu cultivo sob determinadas condições no agrossistema cultivo prote-gido, o agricultor insistirá em cultivá-la se ela apresentar perspectivas de alto rendimentoeconômico. Os aspectos sanitários estão inseridos nesse contexto. Variedades ou híbri-dos com alta suscetibilidade ou predisposição a patógenos serão cultivados em ambien-te protegido se apresentarem perspectivas de altos preços de comercialização.Características dos cultivos protegidos que os tornam maispredispostos a determinadas doenças Na estufa, as hortaliças são, geralmente, crescidas em condições (temperatura,umidade, luminosidade, evapotranspiração, microbiota da rizosfera e filosfera, irrigação,nutrição, técnicas de manejo das plantas) que diferem das condições para as quais fo-ram desenvolvidas (cultivo convencional), como determinado pelos fitofisiologistas. Omelhoramento genético, objetivando obtenção de cultivares adaptadas às condições deestufa tem sido raro, para não dizer inexistente. Acrescente-se, ainda, a redução, cadavez maior, da plasticidade genotípica das cultivares melhoradas, ocorrendo, como resul-tado, a menor adaptação às condições de cultivo em estufa e, conseqüentemente, maiorpredisposição a estresse e menor rusticidade. Na estufa maneja-se as plantas com oobjetivo de maximizar o potencial genético para produção, levando-as na direção deestresse fisiológico crônico. A conseqüência pode ser a maior predisposição às doenças.Alta densidade de plantas Somada à redução da intensidade de luminosidade proporcionada pela cober-tura plástica, a alta densidade de plantas implica em redução de penetração de luz nodossel das plantas, menor arejamento e aumento do período de molhamento pela águaoriginada pelo processo de gutação.Adubações pesadas Nesse aspecto destacam-se o balanço nutricional e o excesso de nitrogênio. Oexcesso de nitrogênio retarda a maturação de tecidos, tornando-os mais suculentos,aumentando a predisposição do hospedeiro a patógenos. È necessário que se conhe-çam as exigências nutricionais das espécies cultivadas e as formas de adubos que resul-tem em menor salinização do solo da estufa. Cultivos sucessivos em ambiente protegidotêm resultado em rápida salinização do solo da estufa, com resultados danosos para asculturas. A cultura do pepino tem sido a de maior sensibilidade ao efeito de salinizaçãodo solo da estufa, chegando ao extremo de queima foliar.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 92p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasEstiolamento de plantas O material plástico de cobertura das estufas, além de causar redução da den-sidade do fluxo da radiação solar entre 20% e 30%, possui efeito seletivo, permitindo apassagem de faixas espectrais entre 400 a 3000 nm. Esse fator, associado a outros,como pesadas adubações nitrogenadas (que resultam em maior crescimento das plan-tas), alta densidade de plantas e alta umidade do solo (que resulta em aumento daabsorção radicular) apresenta, como conseqüência, menor luminosidade incidente nasplantas.Maior predisposição das plantas aos efeitos cáusticos de compostos químicos Além de mudanças fisiológicas das plantas no interior da estufa, também podemocorrer alterações na anatomia, em relação às plantas em cultivo convencional (Tabela1). Uma das conseqüências da redução da luminosidade é a redução das barreiras pro-tetoras foliares naturais (cutícula). A cutícula, formada pelas camadas de cera e cutina, éreduzida, tornando as plantas muito mais suscetíveis à queima por produtos fitossanitá-rios e fertilizantes foliares.Tabela 1. Diferenças na anatomia foliar entre plantas de pepino “japonês” cultivadas emestufa plástica e em cultivo convencional..Menores variações da umidade do solo A umidade do solo se mantém mais próxima da capacidade de campo por maiorperíodo de tempo em relação aos cultivos convencionais, onde ocorrem variações emfunção de freqüências e intensidades das chuvas.Temperaturas mais elevadas As temperaturas (máximas e mínimas) no ambiente da estufa são mais eleva-das em relação ao cultivo convencional. Há necessidade que se tenha conhecimentoda fisiologia da espécie ser cultivada. A temperatura, juntamente com a umidade, cons-tituem os fatores do ambiente que mais influenciam na intensidade de doença, interfe-rindo no processo de infecção, de colonização, de esporulação e de sobrevivência depatógenos.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 93p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasManejo intensivo das plantas Plantas melhoradas, quando colocadas em clima e solo diferentes dos quaiselas estavam se desenvolvendo, podem apresentar mudanças fisiológicas e anatômi-cas, que levam à maior predisposição às doenças. As operações de poda, desbrota etutoramento ocorrem em alta freqüência nos cultivos protegidos. Muitos patógenos sãodisseminados, eficientemente, por meio de instrumentos de poda, de desbaste e de tuto-ramento, notadamente alguns vírus que apresentam transmissão mecânica.Doenças potenciais para a plasticultura de clima tropical - Tomateiro/pimentão: fusariose (Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici), podri-dão da raiz (Phytophthora capsici), pinta preta (Alternaria solani), talo-oco (Erwinia caro-tovora subsp. carotovora), meloidoginoses (Meloidogyne spp.), antracnose (Colletotri-chum gloeosporioides), murcha bacteriana (Ralstonia solanacearum) e viroses. - Cucurbitáceas (pepino, melão): podridão de Pythium (Pythium spp.), podridãoda raiz (Phytophthora capsici), míldio (Pseudoperonospora cubensis), mancha zonada(Leandria momordicae), mancha alvo (Corynespora cassiicola), podridão gomosa (Didy-mella bryoniae), meloidoginoses (Meloidogyne spp.), antracnose (Colletotrichum gloeos-porioides), mancha angular (Pseudomonas syringae pv. lachrymans), fusariose (Fusa-rium oxysporum f. sp. cucurbitae) e viroses. - Folhosas (alface, rúcula, agrião): podridão radicular (Pythium spp.).Medidas para prevenção, redução ou eliminação de doenças As medidas de controle devem ser empregadas de maneira integrada num sis-tema flexível: compatível com o controle de pragas, com o sistema de produção utilizadoe que seja econômico. Para o manejo de doenças em cultivo protegido, três pontos sãofundamentais: - Conhecer os fatores que favorecem as epidemias, fatores esses pertinentesao hospedeiro, ao clima e ao patógeno. - Efetuar, adequadamente, a diagnose ‘preventiva’ e ‘curativa, identificando ospotenciais patógenos que podem causar danos à espécie naquela região onde vai sercultivada e, caso eles ocorram, diagnosticá-los de forma correta. - Adotar, de forma associada, medidas eficientes de controle.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 94p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasModelo da estufa Desde a introdução da plasticultura no Brasil, vários modelos e alturas de pédireito foram empregados, em estufas geminadas ou individuais. O modelo da estufaestá diretamente relacionado com algumas variáveis climáticas do seu interior, influenci-ando no acúmulo de calor (temperatura) e na ventilação e estes fatores, por sua vez, vãoinfluenciar na umidade do ar e do solo. Essas variáveis climáticas são as que mais influ-enciam as epidemias de doenças de plantas. Atualmente, o modelo de estufa que mais tem sido empregado pelos plasticulto-res é o tipo túnel alto, com largura variando entre 5,0 e 7,0 m, pé direito de 2,0 a 3,0 m dealtura e não geminadas (individuais).Diagnose correta de doenças de causas bióticas e abióticas O primeiro passo para o uso de medidas de controle eficientes é identificar corretamenteo quê está levando ou poderá levar ao aparecimento de doença. A diagnose preventiva consisteem identificar os possíveis patógenos que poderão ocorrer e causar epidemias com a implanta-ção da cultura em estufas naquela região, como também a intensidade das doenças resultantes.Desenvolvendo esse diagnóstico, o plasticultor poderá empregar medidas de manejo com afinalidade de evitar que as doenças ocorram ou, se ocorrerem, elas se manterão abaixo do limiarde dano econômico. Após o estabelecimento do patógeno, deve-se proceder a diagnose correta.Em muitas situações, a diagnose imprecisa ou tardia da doença tem como resultado a adoção demedidas inócuas de controle e, conseqüentemente, danos e perdas elevados. O ambiente protegido pode tornar-se mais favorável para algumas doenças,tornado-as mais severas ou, ainda, doenças de pouca importância no cultivo convencio-nal podem tornar-se epidêmicas e muito destrutivas em cultivo protegido. Pode-se citar,como exemplo, a mancha alvo (Corynespora cassiicola), que tem sido citada como doen-ça de pouca importância em cucurbitáceas, mas que, nos últimos anos, tem-se tornadomuito destrutiva para a cultura de pepino “japonês” em estufas. Doenças de natureza abiótica ocorrem comumente nos cultivos em ambienteprotegido, como resultado de salinização, encharcamento e anaerobiose do solo, dastemperaturas do ar elevadas, da redução da luminosidade, entre outros. Os sintomasresultantes nas plantas, por causa desses fatores, podem ser confundidos com aquelescausados por patógenos. Além disso, plantas com doenças abióticas podem se tornarmais predispostas a doenças de natureza biótica.Uso de material de plantio sadio ou de variedades/híbridos resistentes O material de plantio constitui numa das principais fontes para a introdução depatógenos na plasticultura. Por isso, o primeiro e um dos mais importantes passos para osucesso do empreendimento consiste no emprego de sementes e mudas sadias. VáriosManejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 95p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicaspatógenos, causadores de grandes danos na plasticultura e/ou difíceis de controlar apóso estabelecimento, podem ser transmitidos, eficientemente, por sementes infectadas oucontaminadas. Grande parte das sementes de híbridos de hortaliças cultivadas em ambienteprotegido no Brasil é importada. Geralmente, nas embalagens, não é relatada nenhumainformação sobre a qualidade sanitária do lote de sementes. Sementes de meloeirosnobres e de pepino “japonês” podem apresentar elevadas porcentagens de patógenosassociados e/ou elevadas taxas de transmissão, como D. bryoniae (podridão gomosadas cucurbitáceas), Cladosporium cucumerinum e Corynespora cassiicola. Análises desementes importadas de pepino “japonês”, realizadas no Laboratório de Fitopatologia,do Departamento de Agronomia, da Universidade Estadual de Maringá, têm reveladotransmissão de Didymella bryoniae de até 3,5%, 19,3% e 35% para os híbridos Natsu-bayashi, Hokushin e Tsuyataro, respectivamente. Para melões nobres, os resultadostambém têm mostrado transmissão de patógenos importantes na ordem de 52%, 45% e28% para os híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho, respectivamente (Tabela 2).Ressalta-se, ainda, que os produtores de sementes de hortaliças têm tido dificuldades notratamento de sementes decorrente da necessidade de disponibilizar sementes livres deagrotóxicos para a agricultura orgânica.Tabela 2. Transmissão de Didymella bryoniae (porcentagem de plantas sintomáticas)por sementes de meloeiro nobre em dois substratos. Outro aspecto interessante sobre D. bryoniae é que o patógeno apresenta infec-ção latente em mudas de meloeiros nobres. Mudas infectadas permanecem assintomá-ticas e os sintomas se manifestam somente após o transplante para o solo da estufa. Osprimeiros sintomas de podridão gomosa só apareceram nas mudas 28 dias após a emer-gência (Fig. 1). Ressalta-se que a idade para transplante das mudas está em torno de 15e 20 dias. Diante da incerteza da boa qualidade sanitária e da possibilidade da presençade patógenos associados às sementes, recomenda-se o seu tratamento. Medidas alter-nativas, como uso de óleos essenciais, extratos de plantas e termoterapia, ou medidasconvencionais, como uso de fungicidas e antibióticos, podem ser empregadas para aredução ou a erradicação de patógenos associados às sementes.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 96p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 1. Progresso da podridão gomosa em mudas de híbridos de meloeiro nobre em substrato comercial (GASPAROTTO, 2006). Além desses, vários outros patógenos com alto potencial de dano em condiçõestropicais, podem ser veiculados por sementes. Citam-se, como exemplos, Fusarium oxys-porum f. sp. lycopersici, Phytophthora capsici, Ralstonia solanacearum, várias viroses,Pseudomonas syringae pv. lachrymans, Fusarium oxysporum f. sp. cucurbitae. Em casode sementes sadias, o tratamento químico com fungicidas também as protege de infec-ção por patógenos presentes no substrato de semeadura. Outro fator importante para a sanidade de mudas refere-se ao substrato para asua produção. O substrato deve estar livre de contaminação por patógenos, especial-mente aqueles causadores de tombamento de plântulas. Além disso, o substrato deveapresentar composição balanceada de nutrientes e estar livre de elementos tóxicos, comoalumínio, pois esses fatores podem contribuir para produção de mudas com maior pre-disposição à infecção por patógenos após o transplante. Quanto à resistência genética, é escassa a disponibilidade de espécies, híbridos e vari-edades de hortaliças empregadas em cultivo protegido. Pouca pesquisa foi desenvolvida para omelhoramento genético visando à obtenção de material resistente. Além disso, pouco se conhecedo nível de suscetibilidade das variedades/híbridos cultivados atualmente. As informações sãodisponibilizadas, na maioria das vezes, por meio de relatos pessoais, oriundos de observaçõesvisuais de pesquisadores ou plasticultores, os quais descrevem sobre intensidade de danos cau-sados por determinado patógeno em determinada cultura. Por exemplo, o híbrido de pepino“japonês” Natsubayashi tem mostrado nível elevado de resistência de campo a Oidium sp., coma doença aparecendo apenas no final do ciclo e em baixa severidade. Já, os híbridos Hokushin eTsuyataro são muito suscetíveis, ocorrendo grandes danos quando medidas eficientes de contro-le não são tomadas. As abóboras porta-enxerto Shelper e Excite Ikki são muito suscetíveis aOidium sp., sendo, no entanto, imune ao agente da podridão gomosa (D. bryoniae). Estudosrecentes em ambiente protegido na região Norte do Paraná mostraram que Hokushin, Natsu-bayashi e Tsuyataro possuem níveis alto, médio e baixo de resistência à D. bryoniae, com valoresde incidência ao final do ciclo de 14,8, 66,4% e 91,4%, respectivamente.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 97p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Dentre os meloeiros nobres em cultivo protegido tem sido observadas suscetibi-lidades alta, média e baixa à D. bryoniae, para os híbridos Bônus II, Sunrise e PrinceHakucho, respectivamente (Fig. 2). Fig. 2. Progresso da podridão gomosa em plantas de híbridos de meloeiro nobre em substrato comercial, transplantadas aos trinta dias para o substrato solo- areia (GASPAROTTO, 2006).Rotação de culturas O princípio de controle envolvido na rotação de culturas é a supressão ou aeliminação do substrato apropriado para o patógeno. A ausência do hospedeiro, do qualo patógeno é dependente, resulta na erradicação ou na redução da sua população. Éuma medida ecologicamente correta e muito eficiente no controle de doenças de plantas. Na plasticultura, a rotação é pouco eficiente para o controle de Meloidogynespp., visto que a maioria dos híbridos e cultivares plantados em estufas são suscetíveisao nematóide. Além disso, para as doenças cujos patógenos produzem estruturas desobrevivência, como Fusarium spp., D. bryoniae, S. sclerotioum, e para doenças quepossuem fonte de inóculo externo, a rotação de culturas tem pouco valor prático. Cabe ainda ressaltar que a seleção das culturas a serem exploradas na estufase faz, prioritariamente, voltada para o valor de comercialização da produção. Em razãodesse aspecto econômico, associado aos altos investimentos e à baixa lucratividade dasculturas potencialmente indicadas, torna-se difícil a utilização da rotação de culturas naplasticultura. No entanto, para algumas doenças, principalmente as bacterianas, é possíveladotar um sistema de sucessão de culturas. Em plasticultura, tem sido comum o cultivode meloeiro nobre no verão e de pepino “japonês” no inverno, e de tomate e pimentãoManejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 98p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasdurante todo o ano. Uma vez que a maioria das doenças bacterianas não é comum atodas essas culturas, é possível adotar um sistema de rotação ou sucessão que, se nãoeliminar, pelo menos contribui para redução parcial do inóculo inicial.Uso da enxertia A técnica da enxertia é compatível para algumas espécies de hortaliças e podeser empregada, com eficiência, para o controle de doenças, principalmente aquelas cau-sadas por patógenos radiculares. O tipo de enxertia empregada é o de fenda cheia e, emcultivo protegido, essa técnica tem sido mais utilizada na produção de pepino “japonês”,pois além de resultar na melhor sanidade da cultura, também contribui com melhor qua-lidade de frutos, maior precocidade na produção, maior resistência a alguns tipos deestresses, entre outros. Para pepino “japonês”, os híbridos de abóbora porta-enxertoShelper e Excite Ikki são os mais empregados no Brasil. Eles conferem resistência àpodridão gomosa, meloidoginoses, fusarioses, como também precocidade na produção,melhor qualidade de frutos, maior tolerância a extremos de temperaturas e à salinidadedo solo, entre outros. No entanto, essas abóboras são muito suscetíveis a Oidium sp.,transmitindo essa característica ao enxerto. Na região Norte do Paraná, em períodos detemperaturas mais amenas e baixa umidade do ar (meses de junho a setembro), ascondições de ambiente são tão favoráveis que, quaisquer medidas empregadas para omanejo do oídio em pepino “japonês” enxertado em abóboras porta-enxerto, não têmapresentado níveis altos de eficiência. Essas duas abóboras porta-enxerto também estão sendo testadas para a en-xertia de meloeiros nobres, com resultados promissores. Esses trabalhos vem sendodesenvolvidos pela equipe que atua em plasticultura da Universidade Estadual de Marin-gá. Além de pepino e meloeiro, a técnica da enxertia também poder utilizada paraoutras culturas em ambiente protegido como: tomateiro, no controle da murcha bacteria-na, verticiliose, fusariose e meloidoginoses; pimentão, no controle de murcha e podridãobacteriana e da verticiliose; berinjela, no controle de verticiliose.Manejo de água e fertilizantes A umidade, juntamente com a temperatura, constitui o binômio climático maisdeterminante para a ocorrência de epidemias. A água na forma de pressão de vapor naatmosfera (umidade relativa) pode ser manipulada até certo ponto no interior da estufa,por meio da abertura e fechamento das cortinas laterais. Quanto à água livre dentro daestufa, embora a cobertura plástica proteja as plantas da água da chuva e de orvalhoformado externamente, é bastante freqüente a presença de molhamento foliar resultantede formação de orvalho internamente (inversão térmica) e água de gutação liberada pe-las folhas. Dependendo das condições climáticas dentro da estufa, as folhas liberamManejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 99p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicaságua líquida por gutação o suficiente para ocorrer intenso molhamento e escorrimentodas folhas superiores para as folhas inferiores. Na região Norte do Paraná, tem-se cons-tatado que alguns patógenos podem ser beneficiados por esse tipo de água livre, como,por exemplo, Pseudoperonospora cubensis (míldio das cucurbitáceas) nas culturas depepino “japonês” e meloeiro nobre. A doença, às vezes, é mais severa no ambienteprotegido (associada à intensa água livre de gutação e temperaturas mais elevadas) queno cultivo convencional adjacente. No que se refere à presença de água livre no solo, o seu excesso provoca en-charcamento, favorecendo alguns patógenos radiculares como Rhizoctonia spp., Pythiumspp., Erwinia spp., entre outros. O encharcamento do solo também apresenta outrasimplicações indiretas na relação do hospedeiro com patógenos. O excesso de água nosolo tem, como conseqüência, a anaerobiose, o que afeta a respiração das raízes; umfator a mais de predisposição das plantas aos patógenos. Também, como a evapotranspiração é menor no interior da estufa em relaçãoao cultivo convencional, a variação do teor de umidade do solo é menor, permanecendo,por maior período de tempo, mais próximo da capacidade de campo. Esse fator temfavorecido os nematóides das galhas (Meloidogyne spp.), os quais têm sido um dos pro-blemas sanitários mais importantes em hortaliças na agricultura protegida. A fonte para captação de água de irrigação e sua distribuição nas estufas tam-bém podem constituir em importante via de introdução e disseminação de patógenos.Patógenos radiculares podem ser introduzidos e/ou disseminados nas estufas por meioda água de irrigação contaminada. Não é raro constatar gradiente ou a presença dedeterminada doença causada por patógeno radicular numa cultura hortaliça, cuja evi-dência de origem do inóculo seja a fonte de captação de água para irrigação. Quanto às adubações, para determinados nutrientes o seu desequilíbrio tornaas plantas mais predispostas à infecção por alguns patógenos. Adubações nitrogenadaspesadas, associadas a excesso de água no solo, agravam ainda mais esse problema.Na plasticultura da região Noroeste do Paraná, tem-se observado que adubações nitro-genadas em excesso têm resultado em maior intensidade de podridão gomosa, tanto emmeloeiros nobres, como em pepino “japonês”. Por isso, torna muito importante o plasti-cultor estar bem informado das necessidades de adubações da hortaliça por ele cultiva-da e suas relações com a predisposição das plantas a patógenos. Por exemplo, no culti-vo de pepino enxertado nos híbridos de abóbora Shelper e Excite ikki, deve-se reduzir asdoses de fertilizantes nitrogenados, uma vez que o sistema radicular dos porta-enxertosé muito mais vigoroso e possui maior capacidade de absorção de nutrientes do solo. Além dos aspectos nutricionais das plantas, a qualidade e a quantidade dosfertilizantes podem contribuir para acelerar o processo de salinização do solo da estufa,com todas as suas conseqüências maléficas, tornando-se um sério problema para oplasticultor. O potássio na forma de cloreto, por exemplo, é mais salinizante que o potás-sio na forma de sulfato; o húmus de minhoca é mais salinizante que o húmus de compos-tagem.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 100p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasControle de pragas Muitas espécies de insetos, além dos danos diretos causados nas culturas emambiente protegido, são eficientes vetores de fitovírus. Vírus do mosaico do pepino evírus do mosaico do mamoeiro - estirpe melancia podem ser transmitidos, eficientemen-te, por várias espécies de insetos-praga das culturas do pepino e do meloeiro nobre. Emcultivos de pepino “japonês” sob estufas na região Norte do Paraná, tem-se constatadodanos de até 40,0% na produção esperada, em decorrência unicamente a essas viroses.Por essa razão, o controle eficiente de pragas torna-se um importante fator para a sani-dade da cultura em se tratando de algumas viroses.Medidas profiláticas no manejo das plantas Tratos culturais, envolvendo contato com as plantas (podas, desbastes,amarrios, etc), podem constituir vias eficientes de disseminação de patógenos. Osmosaicos das cucurbitáceas (mosaico do pepino e mosaico do mamoeiro - estirpemelancia) são importantes viroses que podem ser eficientemente transmitidas porcontato. Em cultivos protegidos de meloeiro nobre na região Norte do Paraná, adisseminação do agente causal da podridão gomosa (D. bryoniae) pode causardanos totais na cultura dentro de dez dias quando disseminado por ferramenta depoda. Essa forma de disseminação da doença pode ser eficientemente contida peladesinfestação da tesoura de poda com hipoclorito de sódio (NaClO, 2.0%) após apoda de cada planta (Tabela 3).Tabela 3. Efeito da desinfestação da tesoura de poda com hipoclorito de sódio (2%) naincidência de Didymella bryoniae em dois híbridos de meloeiro rendilhado.Melhoria da aeração Com certa freqüência nas culturas de tomateiro e pimentão e, algumas vezes,na cultura de pepino, procede-se a eliminação da folha correspondente à penca de frutoscolhida, sem prejuízo na produção de frutos superiores. Isso proporciona melhor aera-ção da planta, melhor ventilação na estufa e, por conseguinte, melhor balanço de tempe-ratura e de umidade do ar e do solo, melhor penetração de luminosidade e melhor saúdedas plantas. Além disso, a eliminação de folhas velhas pode proporcionar a redução deinóculo.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 101p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasUso de produtos fitossanitários O controle químico de doenças de plantas e de insetos vetores, inclusive emcucurbitáceas, tem sido muito utilizado na agricultura, tanto pela sua característica desolucionar o problema em curto prazo, como pelo fato de, na maioria dos casos, ser aúnica medida eficiente disponível e economicamente viável para garantir alta produtivi-dade e qualidade da produção. Na plasticultura, o controle químico é o método de controle mais utilizado e,muitas vezes, acredita-se como sendo a medida mais eficiente para se obter sucesso naprodução. Por causa da grande possibilidade de ocorrer algumas doenças com alta ca-pacidade destrutiva e considerando o alto investimento, a possibilidade de alto retornoeconômico em pequena área de cultivo, a facilidade e a comodidade de uso de produtosfitossanitários, o resultado imediato após o seu uso e a necessidade de vigilância perma-nente da cultura tornam o plasticultor dependente da aplicação excessiva de defensivosagrícolas. Por isso, observa-se, comumente, a aplicação simultânea de fungicida, inseti-cida e antibiótico, como forma de prevenir os possíveis danos causados por patógenos.Isso tem levado ao uso excessivo de produtos fitossanitários, resultando em aumentosdos custos de produção e em maiores danos à saúde ambiental. Embora os produtos fitossanitários sejam indispensáveis na plasticultura, quandoutilizados inadequadamente podem trazer problemas para o homem e para o ambiente.Em razão da possibilidade de alta exposição nos cultivos protegidos (alta densidade deplantas e ambiente relativamente fechado), o aplicador deve tomar todas as precauçõespara evitar contato com o defensivo agrícola, sendo indispensável o uso de equipamentode proteção individual. Acrescenta-se, ainda, que as hortaliças de frutos exploradas emcultivo protegido são de colheita múltipla, com intervalos de dois a cinco dias, o que ànecessidade de maior atenção quanto ao período de carência dos produtos fitossanitários. Para o controle de algumas doenças fúngicas foliares com alta capacidade epi-demiológica como requeima de Phytophthora, oídios, alternarioses, míldios, mancha zo-nada, mancha alvo, cladosporioses e também dos insetos vetores de vírus, tem-se em-pregado, comumente, o controle químico, associado ou não a outras medidas comple-mentares de controle. Dentro de um programa de manejo integrado de doenças, o controle químicodeveria ser empregado após ter esgotado todos os métodos alternativos ou, ainda, fa-zendo parte de um conjunto de medidas para o controle de doenças da cultura instalada,obedecendo ao princípio da pluralidade. Vários grupos de produtos fitossanitários, de espectro amplo ou específico, re-comendados para o controle de patógenos ou insetos vetores que ocorrem em cultivoconvencional, estão disponíveis no mercado e podem ser utilizados em cultivo protegido.Muitos desses defensivos têm apresentado alta eficiência, enquanto outros têm apresen-tado eficiência duvidosa, como aqueles recomendados para o controle de bacterioses.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 102p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Alguns problemas, ainda sem respostas, têm dificultado a otimização do uso dedefensivos em cultivo protegido. Eficiência, dosagens, intervalos de aplicação, fitotoxidez,persistência e carência são informações essenciais disponíveis apenas para as culturasem cultivo convencional. A fitotoxidez de produtos fitossanitários tem sido um dos grandesproblemas na plasticultura. Plantas na estufa estão muito mais suscetíveis aos efeitos cáus-ticos e plasmolizantes desses produtos. Em cultivo protegido, estas informações são es-cassas e têm trazido dificuldades no controle das doenças pelos plasticultores. Em geral, o agente de assistência técnica e o plasticultor têm estabelecido seuscritérios para usar os defensivos tomando como referência as recomendações para ocultivo convencional e fazendo as adaptações que eles consideram mais corretas, ob-servando o potencial de inóculo, o poder destrutivo do patógeno, os fatores climáticos, onível de dano, a translocação, a persistência, o custo do produto fitossanitário e o lucroesperado com a produção.A conseqüência tem sido a grande heterogeneidade na esco-lha dos produtos, nas dosagens e nos intervalos entre aplicações e, conseqüentemente,resultados desencontrados, algumas vezes catastróficos, são obtidos. Não raramente,tem-se constatado ineficiência no controle e/ou sintomas de fitotoxidez, com danos parci-ais ou totais da cultura na estufa, resultante do uso inadequado de defensivos, principal-mente por escolha de princípio ativo inadequado, uso de dosagens mais elevadas e/ouaplicações sob altas temperaturas. Além disso, os produtos fitossanitários sistêmicos apresentam maior seletivida-de, podendo interferir menos nos microrganismos benéficos na filosfera. Para os fungici-das sistêmicos, por causa das suas especificidades, quando empregados inadequada-mente, poderão provocar problemas de resistência de fungos fitopatogênicos. A rotaçãoentre fungicidas com modo de ação específico e não específico é uma das recomenda-ções importantes, pois o uso de um único fungicida num sistema de monocultivo exerceintensiva pressão de seleção nas populações de patógenos resistentes. Para as doenças bacterianas, o uso de antibióticos e fungicidas cúpricos empulverizações tem sido de eficiência duvidosa. Doenças bacterianas, após o seu estabe-lecimento em cultivo protegido, têm sido de difícil controle. As medidas de controle reco-mendadas para as bactérias são de caráter preventivo e aplicadas de forma combinada.Mancha angular do pepino, por exemplo, após seu estabelecimento na cultura e sobcondições favoráveis, torna-se altamente destrutiva e o controle por produtos fitossanitá-rios não tem apresentado resultados satisfatórios. Para as doenças viróticas, cujos vírus são transmitidos principalmente por inse-tos, o controle químico do vetor poderá ou não ser eficiente. Para os vírus transmitidos deforma não persistente, o uso apenas de inseticida não se constitui em medida eficiente,pois o inseto vetor pode transmitir o vírus rapidamente, por meio da picada de prova.Para alguns vírus, como o CMV, a pulverização das plantas com óleo pode ajudar nocontrole. O óleo interfere na transmissão do vírus pelo pulgão vetor, pois atua de modo aprovocar a morte dos insetos por asfixia, em função da obstrução dos opérculos.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 103p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Além da possibilidade de se usar o controle químico para fungos, bactérias e insetosvetores de vírus nos cultivos protegidos também se vislumbra o seu uso para controlar nematói-des. Especialmente pepino e melão, quando cultivados em solos tratados com nematicida,desenvolvem-se extensos sistemas radiculares, completando o ciclo antes que a populaçãoresidual do nematóide possa aumentar e atingir o nível de dano econômico. Por outro lado, ouso de nematicidas em cultivo protegido pode trazer alguns inconvenientes. Alguns nematici-das disponíveis no Brasil apresentam longo período de carência. Esse fator pode restringir oseu uso, por exemplo, em pepino, cultura cuja colheita é iniciada 30 dias após o transplante.Além disso, os nematicidas são de alta toxicidade, podendo contaminar o lençol freático e exporao risco o aplicador. Estudos mostram que resíduos de carbofuran e aldicarb podem atingir olençol freático. Apesar destas desvantagens e mesmo com a possibilidade de uso de medidasalternativas, tem sido comum o uso de nematicidas em cucurbitáceas, pois Meloidogyne spp.tem causado grandes danos em pepino e meloeiro cultivados em estufas. Acrescenta-se, ain-da, que os nematicidas são agroquímicos caros e devem ser aplicados periodicamente, poisnão erradicam as populações de nematóides, que podem voltar a crescer rapidamente dentrode pouco tempo e atingir altos níveis. O espaço do solo, na região da rizosfera protegido pelonematicida aplicado localmente, é ultrapassado pelas raízes dentro de pouco tempo. Os defensivos agrícolas, quando mal empregados para o controle de doenças,poderão interferir no equilíbrio do agrossistema, alterando profundamente a dinâmicapopulacional de microrganismos no solo e no filoplano. Essas alterações resultam naredução do controle biológico natural, obtido com a indução de resistência, competição,parasitismo, predação e/ou antibiose e podem favorecer o desenvolvimento de doençasde importância considerada, inicialmente, secundária. Por isso, o uso de produtos fitossanitários na plasticultura deve ser feito comracionalidade, com conhecimento dos benefícios, malefícios e riscos e com a finalidadede tirar o máximo proveito. Nos últimos anos, alguns trabalhos têm enfatizado o emprego de produtos alternati-vos para o controle de doenças em cultivos protegidos, com resultados animadores (Tabela 4).Tabela 4. Eficiência de compostos no controle de oídio na cultura do pepino “japonês”em ambiente protegido.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 104p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Neste capítulo foram apresentados aspectos de caráter geral da agricultura pro-tegida, tratando de hortaliças de frutos e folhas, com ênfase às doenças. Procurou-sechamar a atenção para o lado desolador das doenças, quando medidas eficientes demanejo não são tomadas. No entanto, o aspecto negativo apresentado neste texto temcomo finalidade mostrar que é possível evitar ou reduzir os impactos das doenças. Mui-tos plasticultores estão satisfeitos com seu agronegócio, produzindo de maneira satisfa-tória, com plantas em bom estado sanitário e retorno econômico também satisfatório, oque tem resultado em sua melhoria socioeconômica. Os resultados satisfatórios são mui-to importantes para os profissionais vinculados direta ou indiretamente a esse agronegó-cio, que trabalham em prol do sucesso do agricultor.ReferênciasARAÚJO, J.P. Recentes avanços da pesquisa agronômica na plasticultura brasileira. In:ARAÚJO, J.P.; CASTELLANI, P.D. Plasticultura. Jaboticabal: FUNEP, 1991. p.41-52.BAILEY, B.J. Microclimate, physical processes and greenhouse technology. Acta Horti-culturae, v.174, p. 35-42, 1985.BERGAMIN FILHO, A.; AMORIM, L. Análise crítica dos programas de manejo integradosob cultivo protegido, pivô central e plantio direto. In: ZAMBOLIM, L. (Ed.) Manejo inte-grado - fitossanidade: cultivo protegido, pivô central e plantio direto. Viçosa: Suprema,2001. p.313-346.BETTIOL, W. Métodos alternativos para o controle de doenças de plantas. In: MICHERE-FF, S.J.; BARROS, R. (Ed.) Proteção de plantas na agricultura sustentável. Recife:UFRPE, 2001. p.123-140.BRUEHL, G.W. Soilborne plant pathogens. London: Macmillan, 1987. 368 p.DIAS, C.R. Efeito de quatro espécies de plantas medicinais sobre Meloidogyne in-cognita [(Kofoid & White, 1919) Chitwood, 1949] em ambiente protegido. 1997. 60f.Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Universidade Estadual de Maringá, Maringá.FARIA, G.S. Controle de oídio (Oidium sp.) em pepino japonês (Cucumis sativus L)e epidemiologia da podridão gomosa (Didymella bryoniae [Auersw] Rehm) em me-lão rendilhado (Cucumis melo L) e pepino em cultivo protegido. 2006. 39f. Disserta-ção (Mestrado em Agronomia) – Universidade Estadual de Maringá, Maringa.GASPAROTTO, F. Avaliação da sanidade de sementes de híbridos de melão indica-dos para cultivo protegido. 2006. Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Universida-de Estadual de Maringá, Maringá.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 105p.91-114, 2007.
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    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasVIDA, J.B.; ZAMBOLIM, L.; SILVA, E.M.. Quantificação de estruturas foliares protetoras,área celular e peroxidase de pepino cultivado em estufa plástica e convencionalmente.Fitopatologia Brasileira, v.25, p.347, 2000.VIDA, J.B.; ZAMBOLIM, L.; VALE, F.X.R.; COSTA, H.. Manejo de doenças em cultivosprotegidos. In: ZAMBOLIM, L. (Ed.) Manejo integrado - fitossanidade: cultivo protegi-do, pivô central e plantio direto. Viçosa: Suprema, 2001. p.53–118.ZAMBOLIM, L.; VENTURA, J.A. Resistência de doenças induzidas pela nutrição mineral.Revisão Anual de Patologia de Plantas, 1:275-318, 1993.ZAMBOLIM, L., COSTA, H., LOPES, C.A. ; VALE, F.X.R. Doenças de hortaliças em cul-tivo protegido. Informe Agropecuário, 20:114-125, 1999.ZAMBOLIM, L., COSTA, H., VALE, F.X.R. Efeito da nutrição mineral sobre doenças deplantas causadas por patógenos do solo. In: ZAMBOLIM, L. (Ed.) Manejo integrado -fitossanidade: cultivo protegido, pivô central e plantio direto. Viçosa: Suprema, 2001.p.347–408.ZAMBOLIM, L., VALE, F.X.R., COSTA, H. Controle integrado das doenças de hortali-ças. Viçosa: UFV. 1997. 122p.ZAMBOLIM, L.; COSTA, H.; LOPES, C.A.; VALE, F.X.R. Doenças de hortaliças em culti-vo protegido. In: ZAMBOLIM, L.; VALE, F.X.R.; COSTA, H. Controle de doenças deplantas - hortaliças. Viçosa: UFV, 2000. v.1, p.373-407.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 109p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas AnexosAnexo 1. Principais doenças que ocorrem em cultivos protegidos.Fonte: Zambolim et al. (2000) modificado por Vida et al. (2001).Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 110p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasAnexo 2. Diferenças entre os cultivos protegido e convencional relacionadas à produçãode hortaliças e à incidência e severidade das doenças.Fonte: Zambolim et al. (2000) modificado por Vida et al. (2001).Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 111p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasAnexo 3. Doenças em hortaliças em cultivo protegido.Fonte: Zambolim et al. (2000) modificado por Vida et al. (2001).Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 112p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasAnexo 4. Formas de sobrevivência de alguns fitopatógenos do solo em cultivo protegido.Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 113p.91-114, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasAnexo 5. Doenças abióticas ou distúrbios histo-fisiológicos de hortaliças em cultivo pro-tegido.Takazaki; Della Vecchia (1993) modificado por Vida et al. (2001).Manejo de Doenças em Cultivos Protegidos em Condições Tropicais Capítulo 5 114p.91-114, 2007.
    • Capítulo 6Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro F.M. Zerbini; A.V.S. Nascimento; P. Alfenas-Zerbini; L.B. Torres; A.S.K. Braz; E.N. Santana; W.C. Otoni; M.G. CarvalhoIntrodução O maracujazeiro pertence ao gênero Passiflora, constituído por mais de 580 espécies, sendo mais de 150, nativas do Brasil (BRUCKNER et al. 2002). O endurecimento dos frutos, que pode ser causado por duasespécies de vírus (Passionfruit woodiness virus, PWV e Cowpea aphid-borne mosaicvirus, CABMV), é a principal virose e uma das principais doenças dessa cultura. O primeirorelato do endurecimento dos frutos do maracujazeiro foi feito na Austrália, há mais decem anos (COBB, 1901). O agente causal da doença foi denominado Passionfruitwoodiness virus (PWV), até pouco tempo considerado o único vírus capaz de induziresse tipo de sintoma. Em 1993 Brand et al. (1993) clonaram e seqüenciaram o gene daproteína capsidial de uma estirpe de PWV da África do Sul vírus e, ao compará-la com aseqüência de estirpes de PWV da Austrália, concluíram que se tratava de uma novaespécie viral, por eles denominada “South African Passiflora virus” (SAPV). Essadenominação não foi aceita pelo Comitê Internacional de Taxonomia de Vírus (ICTV),uma vez que o SAPV apresentava alta identidade na seqüência de sua proteína capsidialcom isolados de CABMV (MCKERN et al. 1994). Assim, o ICTV reclassificou-o comopertencente à espécie CABMV (VAN REGENMORTEL et al. 2000). Plantas de maracujazeiro infectadas pelo PWV ou CABMV apresentammosaico e deformação foliar e produzem frutos pequenos, deformados e comendurecimento do pericarpo. A produtividade e o ciclo da cultura são reduzidos. Tantoo PWV quanto o CABMV são transmitidos de maneira não-circultória por váriasespécies de afídeos, além de serem facilmente transmitidos via extrato foliartamponado e por enxertia. Esses vírus infectam naturalmente espécies de Passiflorae de leguminosas, além de infectarem artificialmente alguns membros das famíliasAmaranthaceae, Chenopodiaceae, Solanaceae e Cucurbitaceae (MCKERN et al. 1994;TAYLOR ; GREBER, 1973). No Brasil, o endurecimento dos frutos já foi relatado nos principais estadosprodutores de maracujá, incluindo Bahia, Ceará, Minas Gerais, Pará, Rio de Janeiro eSão Paulo (BEZERRA et al. 1995; CHAGAS et al. 1981; CHAGAS et al. 1992; LIMA et al.1985). Em todos os casos, o PWV foi identificado como agente etiológico da doença,
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicascom base em características biológicas e sorológicas. Entretanto, a análise da seqüênciade aminoácidos da proteína capsidial de isolados procedentes de diversos estadosbrasileiros indicou que todos eles pertencem à espécie CABMV (NASCIMENTO et al.2006; NASCIMENTO et al. 2004). Até o presente, todos os isolados brasileirosseqüenciados pertencem a essa espécie, e a detecção molecular do PWV no Brasil aindaaguarda confirmação. Uma vez que medidas tradicionais de controle de viroses não têm tido sucessono caso do endurecimento dos frutos do maracujazeiro, uma alternativa para o controledessa virose é a obtenção de plantas de maracujazeiro transgênicas expressando porçõesdo genoma viral, a fim de obter resistência pelo mecanismo de silenciamento gênico pós-transcricional (post-transcriptional gene silencing, PTGS).Isolados virais Os isolados de CABMV utilizados para inoculação das plantas fazem parte dacoleção do Laboratório de Virologia Vegetal Molecular da UFV, e foram obtidos a partirda plantas de maracujá-amarelo nos estados de Minas Gerais e Pernambuco (isoladosMG-Avr e PE-Bnt) (COSTA, 1996), Bahia (isolado BA-Itb) (SANTANA et al. 1999), Paraíbae Sergipe (PB-Alh e SE-Nps) (Nascimento et al. 2004). O isolado PA-Iga foi obtido deplanta de maracujá-amarelo coletada no Município de Igarapé, PA, e foi cedido pelo Dr.Jorge Rezende (ESALQ-USP, Piracicaba, SP). O isolado ES-Vni foi obtido de planta demaracujá-amarelo no Estado do Espírito Santo, e foi cedido pelo Dr. Hélcio Costa (Incaper,Venda Nova do Imigrante, ES).Transformação genética A fim de obter plantas transgênicas de maracujá-amarelo (Passiflora edulis f.flavicarpa) resistentes ao endurecimento dos frutos, um fragmento não-traduzível dogenoma do isolado CABMV-[MG-Avr], contendo dois terços da região codificadora dapolimerase viral (NIb) e um terço da região codificadora da proteína capsidial (CP), foiinserido no sítio de BamH I do vetor binário pBI121 (Fig. 1). Plasmídeos recombinantesforam transformados em Agrobacterium tumefaciens LBA4404. A transformação genéticade maracujá-amarelo foi realizada por meio de co-cultivo de culturas de A. tumefaciens eexplantes (hipocótilos estiolados) de maracujá. Após o co-cultivo, os explantes foramtransferidos para meio MS contendo 1,0 mg/L de benzilaminopurina (BAP), 150 mg/L decanamicina e 250 mg/L de cefatoxima. As plantas foram regeneradas, e os transformantesselecionados, levando-se em conta sua capacidade de crescer em meio contendocanamicina.Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 116p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 1. Construção utilizada para a transformação genética de maracujá-amarelo. BE, borda esquerda doT-DNA presente no vetor pBI121; BD: borda direita do T-DNA; Nos pro: promotor do gene Nos que regula aexpressão do gene npt II; Nos ter: sinal de terminação da transcrição; 35S pro: promotor CaMV 35S queregula a expressão do transgene. O fragmento viral inclui dois terços do gene NIb e um terço do gene cp. doisolado CABMV-[MG-Avr].Resistência das plantas R0 A presença do transgene foi confirmada via PCR em 15 das 16 plantasregeneradas. As 15 plantas transformadas, contendo o transgene em hemizigose,foram propagadas via estaquia, e as plantas resultantes foram inoculadas com osisolados MG-Avr e PE-Bnt do CABMV. Plantas provenientes do transformante TE5-10 não apresentaram sintomas quando inoculadas com o isolado MG-Avr, mas osdesenvolveram quando inoculadas com o isolado PE-Bnt. A ausência de vírusnessas plantas foi confirmada por ELISA indireto. As plantas provenientes dosdemais transformantes foram suscetíveis a ambos os isolados. A análise moleculardemonstrou que em plantas derivadas do transformante TE5-10 não ocorreacúmulo de mRNA transgênico mesmo antes da inoculação com o vírus. Depoisda inoculação com ambos os isolados, apenas em plantas inoculadas com o isoladoPE-Bnt foi detectado RNA viral (Fig. 2). Esses resultados comprovam que asplantas provenientes do transformante TE5-10 são resistentes ao isolado CABMV-[MG-Avr], que o mecanismo de resistência envolvido é o silenciamento gênicopós-transcricional, e que esse mecanismo já está ativado nas plantas transgênicasantes da inoculação com o vírus (ALFENAS et al. 2005). Entretanto, a planta éresistente apenas ao isolado utilizado para a transformação (MG-Avr) e suscetívelao outro isolado testado (PE-Bnt). A especificidade observada na resistência podeser explicada pelo modo de ação do mecanismo de PTGS, que exige identidadeelevada (>96%) entre a seqüência-alvo e a seqüência utilizada para atransformação (PRINS, 2003). A identidade das seqüências de nucleotídeos dasproteínas capsidiais dos isolados MG-Avr e PE-Bnt é de 93% (SANTANA et al.1999).Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 117p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 2. Análise da expressão do transgene em plantas transgênicas de maracujá-amarelo resistentes ou suscetíveis ao endurecimento dos frutos. RNA total foi extraído de plantas inoculadas ou não-inoculadas derivadas dos transformantes TE5-4 (suscetível) e TE5-10 (resistente) e hibridizado com uma sonda específica para os genes NIb e cp do CABMV. 1, TE5-4, não-inoculada. 2, TE5-10, não-inoculada. 3, Planta não-transformada, não- inoculada. 4, 5, Plantas não-transformadas inoculadas com CABMV-[MG- Avr] e CABMV-[PE-Bnt] respectivamente. 6, 7, TE5-10 inoculado com CABMV-[MG-Avr] e CABMV-[PE-Bnt] respectivamente. O gel de agarose corado com brometo de etídeo, correspondendo ao rRNA 25S, é mostrado abaixo para comparação das quantidades de RNA carregadas no gel. As plantas transgênicas analisadas encontravam-se em hemizigose, ou seja,possuíam apenas uma cópia do transgene. Trabalhos realizados com plantas transgênicasde mamoeiro, expressando uma construção não-traduzível correspondente à proteínacapsidial do Papaya ringspot virus (PRSV), determinaram o mesmo tipo de especificidadeda resistência nas plantas R 0 (hemizigotas) (TENNANT et al. 2001). Depois daautofecundação e da obtenção de linhagens R1 em homozigose, a resistência foi efetivacontra várias estirpes do vírus. Dessa forma, procedeu-se à análise da herança daresistência das plantas transgênicas de maracujá-amarelo e à avaliação de plantas R1contendo o transgene em homozigose.Resistência das plantas R1 A fim de determinar se a resistência é transmitida de forma estável e se a pre-sença do transgene em homozigose aumenta o espectro da resistência, foram realiza-dos cruzamentos entre o transformante resistente TE5-10, um transformante suscetível(T2-5), e uma planta não-transformada (NT) (Tabela 1). A metodologia empregada con-sistiu em cruzamentos recíprocos, ou seja, cada planta foi ao mesmo tempo doadora ereceptora de pólen. A princípio, as flores que sofreram antese no dia foram ensacadasutilizando-se sacos de papel, e após a antese foram realizados os cruzamentos utilizan-do-se um cotonete para tocar na antera da flor paterna, coletando o pólen, e em seguidano estigma da flor materna, efetuando a polinização. Após os cruzamentos as floresforam novamente ensacadas para evitar contaminação, e envoltas em uma rede paraevitar a queda dos frutos por ocasião do amadurecimento e abscisão. Após a abscisãodos frutos foram coletadas as sementes. O arilo das sementes foi retirado com o auxíliode areia autoclavada e cal virgem (TORRES, 2003). Para determinar se a resistência secomporta da mesma forma em estado de homozigose foram realizadas autofecundaçõesdo transformante TE5-10 (Tabela 1). Para tanto, as flores que sofreram antese no diaforam cobertas com sacos de papel e nelas foram efetuadas duas autopolinizações, umaàs 13:00 horas e outra às 17:00 horas. Os frutos originados dessas autofecundaçõesforam coletados e as sementes extraídas conforme descrito anteriormente.Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 118p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 1. Frutos obtidos dos cruzamentos realizados entre plantas transgênicas de ma-racujá-amarelo resistentes e suscetíveis ao CABMV-[MG-Avr] e entre planta não-trans-formada. As sementes resultantes dos cruzamentos e autofecundações foram plan-tadas em sementeiras com substrato e, após a germinação, as plântulas foramtransferidas para vasos contendo solo e esterco na proporção 3:1. Para os fru-tos provenientes dos cruzamentos NT×T2-5, T2-5×TE5-10 e NT×TE5-10 foramplantadas 12 sementes para cada cruzamento. Um total de 51 sementes dosfrutos obtidos das autofecundações foram plantadas. Uma vez desenvolvidas,as plantas provenientes dessas sementes foram propagadas vegetativamente,removendo-se estacas de aproximadamente 20 cm. As estacas permaneceramem vasos com areia estéril por 30 dias, e uma vez enraizadas foram transferidaspara vasos contendo uma mistura de solo e esterco, permanecendo em casa devegetação. Para a confirmação da presença do transgene nas plantas R 1 foram rea-lizadas amplificações via PCR a partir de DNA total extraído dessas plantas,utilizando-se oligonucleotídeos que se anelam especificamente no gene marca-dor nptII. O par de oligonucleotídeos amplificou um fragmento com aproximada-mente 800 nt quando utilizado como molde o DNA plasmidial do vetor pBI121,que contém o gene nptII. Nas amostras de DNA total das plantas obtidas doscruzamentos observou-se a amplificação de um fragmento com o mesmo tama-nho. Nenhuma amplificação foi observada quando se utilizou como molde DNAtotal de plantas não-transformadas (Fig. 3).Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 119p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 3. Produtos da amplificação via PCR do gene nptII a partir de plantas das linhagens transgênicas R1. M: marcador (“1 Kb plus DNA ladder”). 1: DNA plasmidi- al de pBI121; 2: planta não-transformada; 3: planta da linhagem R1 TE5-10-15 (autofecundação de TE5- 10); 4: planta obtida de semente do fruto 1 (cruza- mento NT×TE5-10); 5: planta obtida de semente do fruto 4 (NT×T2-5); 6: planta obtida da semente do fruto 13 (cruzamento T2-5×TE5-10). Inicialmente, as estacas obtidas dos cruzamentos e autofecundações fo-ram inoculadas com os isolados Mg-Avr, PE-Bnt e SE-Nps via extrato foliar tampo-nado. Para cada semente obtida foram inoculadas cinco estacas com o isoladoMG-Avr, cinco com o isolado PE-Bnt, cinco com o isolado SE-Nps, e cinco com otampão de inoculação. As plantas foram reinoculadas três dias após a primeira ino-culação para evitar escapes, e foram mantidas em casa de vegetação. A avaliaçãofoi realizada visualmente, observando-se a indução de sintomas até 45 dias após asegunda inoculação. A presença do vírus foi comprovada por meio de ELISA indire-to em todas as plantas inoculadas, utilizando-se anti-soro policlonal específico parao CABMV produzido na UFV (COSTA, 1996). Plantas R 1 provenientes dos frutos 4 e 8 (NT×T2-5) e 5 e 13 (T2-5×TE5-10)foram suscetíveis aos três isolados testados (MG-Avr, PE-Bnt e SE-Nps) (Tabela2), apresentando sintomas de bolhosidade, mosaico severo e deformação foliar (Fig.4) e resultado positivo no ELISA indireto (Tabela 3). Plantas R 1 provenientes dosfrutos 1 e 6 (NT×TE5-10) foram resistentes ao isolado MG-Avr, porém suscetíveisaos isolados PE-Bnt e SE-Nps (Tabela 2). Dentre as 51 plantas R 1 provenientesdos frutos 7, 12 e 15 (autofecundação da planta R 0 TE5-10) testadas, foram obser-vadas plantas resistentes ao isolado MG-Avr e suscetíveis aos isolados PE-Bnt eSE-Nps, e plantas suscetíveis aos três isolados. Uma planta proveniente do fruto15 (R 1 TE5-10-15J) mostrou-se resistente aos três isolados testados, não apresen-tando sintomas de infecção viral (Tabela 2; Fig. 4) e com resultado negativo emELISA indireto (Tabela 3). Plantas não-transformadas desenvolveram sintomas tí-picos de mosaico e deformação foliar quando inoculadas com os três isolados(Tabela 2, Fig. 4).Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 120p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 2. Resultados de inoculação de plantas transgênicas de maracujá-amarelo, obtidasde cruzamentos entre as plantas R0 TE5-10, T2-5, planta não-transformada (NT) e autofe-cundações da planta TE5-10, com três isolados de CABMV (MG-Avr, PE-Bnt e SE-Nps).Fig. 4. Sintomas de infecção por três isolados de CABMV (MG-Avr, PE-Bnt e SE-Nps) em plantas R1 proveni-entes de diferentes cruzamentos entre plantas transgênicas de maracujá-amarelo e entre planta não-trans-formada. NT, planta não-transformada; T2-5´NT, planta R1 proveniente do cruzamento de planta transgêni-ca suscetível (T2-5) e planta não-transformada; T2-5´TE5-10, planta R1 proveniente do cruzamento deplanta transgênica suscetível (T2-5) e planta transgênica resistente (TE5-10); TE5-10-15J, planta R1 prove-niente de autofecundação de planta transgênica resistente (TE5-10).Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 121p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 3. Resultados de ELISA indireto (absorbância a 405 nm) para detecção de trêsisolados de CABMV (MG-Avr, PE-Bnt e SE-Nps) quatro semanas após inoculação emplantas R1 provenientes de diferentes cruzamentos entre plantas transgênicas de mara-cujá-amarelo e entre planta não-transformada (NT). Para avaliar se a planta J da linhagem transgênica R1 TE5-10-15, proveniente de auto-fecundação da planta R0 TE5-10, era resistente a vários isolados de CABMV, essa planta foipropagada vegetativamente, como relatado anteriormente. Posteriormente, as estacas foraminoculadas com os isolados MG-Avr, PE-Bnt, SE-Nps, PB-Alh, BA-Itb, ES-Vni e PA-Iga. Paracada isolado foram inoculadas cinco estacas, e cinco estacas foram tratadas apenas com otampão de inoculação. As inoculações foram realizadas seguindo-se o mesmo procedimento jácitado, e as plantas foram mantidas em casa de vegetação. Nenhum sintoma foi observado nasplantas obtidas por estaquia da planta R1 TE5-10-15J inoculadas com os isolados MG-Avr, PE-Bnt, SE-Nps, PB-Alh, BA-Itb, ES-Vni e PA-Iga. Estas plantas foram analisadas por ELISA indireto,apresentando resultado negativo para a presença do vírus (Fig. 5). Os resultados obtidos indicamque a planta R1 TE5-10-15J é resistente a pelo menos sete isolados de CABMV.Análise do mecanismo de resistência na planta R1 TE5-10-15J A fim de verificar se o mecanismo de resistência na planta R1 TE5-10-15J era osilenciamento gênico pós-transcricional, foi realizada análise de Northern blot. O RNAtotal das plantas foi extraído e aproximadamente 20 µg de RNA foram separados poreletroforese em gel desnaturante de agarose a 1,2% (p/v), transferidos por capilaridadepara membrana de náilon, em SSC 10×, e imobilizados por luz ultravioleta (SAMBROOK;RUSSEL, 2001).Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 122p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFig. 5. Detecção viral via ELISA indireto em clones derivados da planta TE5-10-15J, obtidos por estaquia einoculados com diferentes isolados de CABMV. NT sadia: plantas não-transformadas e não-inoculadas; NT-MG-Avr, NT-PE-Bnt, NT-SE-Nps, NT-PB-Alh, NT-BA-Itb, NT-ES-Vni e NT-PA-Iga: plantas não-transformadas einoculadas com os respectivos isolados. TE5-10-15: plantas da linhagem R1 não- inoculadas. TE5-10-15J-MG-Avr, TE5-10-15J-PE-Bnt, TE5-10-15J-SE-Nps, TE5-10-15J-PB-Alh, TE5-10-15J-BA-Itb, TE5-10-15J-ES-Vni eTE5-10-15J-PA-Iga: estacas derivadas da planta TE5-10-15J inoculadas com os respectivos isolados. Tampão:tampão de extração para ELISA. A barra horizontal representa o valor limite para a determinação da presençade vírus, correspondente a duas vezes a média de absorbância determinada para as plantas sadias não-inoculadas. Como sonda para o transgene foi utilizado o clone que contém o fragmento viralutilizado para transformação das plantas, clonado em pBluescript KS+, correspondente aaproximadamente dois terços da região codificadora da replicase viral e um terço daregião codificadora da proteína capsidial do isolado MG-Avr. O fragmento contendo oinserto viral foi liberado do vetor por meio de clivagem com BamH I, e sua concentraçãofoi ajustada para 10 ng/µl. Aproximadamente 50 ng do fragmento purificado foram mar-cados com [á 32P]-dCTP pela técnica de oligonucleotídeos aleatórios (SAMBROOK ; RUS-SEL, 2001). A membrana foi pré-hibridizada e hibridizada de acordo com técnicas pa-drão (SAMBROOK ; RUSSEL, 2001). Após a hibridização a membrana foi lavada duasvezes (30 minutos por vez) em SSC 1× e SDS 0,1%, e uma vez (30 minutos) em SSC0,1× e SDS 0,1%. Os sinais de hibridização foram revelados por autoradiografia a -80oCutilizando-se um “Lightning-Plus Intensifying Screen” (Sigma). Não foi detectado acúmulo de RNA mensageiro em estacas derivadas da plantaTE5-10-15J inoculadas com os isolados MG-Avr, PE-Bnt e SE-Nps (Fig. 6, linhas 7, 10 e13). O RNA mensageiro transgênico também não foi detectado nas plantas R0 T2-5 eTE5-10, e na planta R1 TE5-10-15J não-inoculada (Fig. 6, linhas 2, 3 e 4). Na planta R0TE5-10 inoculada com os isolados PE-Bnt e SE-Nps foi detectado acúmulo de RNA viralNovas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 123p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas(Fig. 6, linha 9 e 12). A especificidade da sonda utilizada foi confirmada pela não detec-ção de mRNA em planta não-transformada e não-inoculada (Fig. 6, linha 1). Foi observa-do o acúmulo de RNA mensageiro em plantas não-transformadas e inoculadas com osisolados MG-Avr, PE-Bnt e SE-Nps, conforme esperado (Fig. 6, linhas 5, 8 e 11).Fig. 6. Expressão do transgene em planta transgênicas de maracujá-amarelo. RNA total foi extraído deplantas inoculadas ou não-inoculadas T2-5 (R0), TE5-10 (R0) e TE5-10-15J (R1) e hibridizado com sondaespecífica para os genes nib e cp do CABMV. 1: planta não-transformada e não-inoculada; 2: planta T2-5 não-inoculada; 3: planta TE5-10 não-inoculada; 4: planta TE5-10-15J não-inoculada; 5: planta não- transformadae inoculada com o isolado MG-Avr; 6: planta TE5-10 inoculada com o isolado MG-Avr; 7: planta TE5-10-15Jinoculada com o isolado MG-Avr; 8: planta não-transformada e inoculada com o isolado PE-Bnt; 9: plantaTE5-10 inoculada com o isolado PE-Bnt; 10: planta TE5-10-15J inoculada com o isolado PE-Bnt; 11: plantanão-transformada e inoculada com o isolado SE-Nps; 12: planta TE5-10 inoculada com o isolado SE-Nps e 13:planta TE5-10-15J inoculada com o isolado SE-Nps.Conclusões Num total de 51 plantas de três linhagens R1 resultantes de autofecundação daplanta R0 TE5-10 inoculadas, uma (TE5-10-15J) mostrou-se resistente aos isolados MG-Avr, PE-Bnt, SE-Nps, PB-Alh, BA-Itb, ES-Vni e PA-Iga. Embora tenha sido observadoaparentemente um mosaico suave na planta TE5-10-15J quando inoculada com os isola-dos PE-Bnt e SE-Nps (Fig. 4), os resultados do ELISA indireto confirmaram a ausênciade acúmulo viral nesta planta (Tabela 3; Fig. 5), indicando que ela é resistente a pelomenos sete isolados de CABMV.Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 124p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A resistência em plantas transgênicas pode ser explicada com base em umaconcentração elevada de mRNA transgênico no citoplasma, conseqüência da presençade uma ou mais cópias do transgene no genoma da planta, ativando o mecanismo desilenciamento de RNA. O mRNA transgênico é então degradado, não sendo possível suadetecção. Após a inoculação de vírus de RNA este não é capaz de iniciar a infecção, poiso RNA viral também é degradado por cvausa da identidade de sua seqüência com aseqüência do mRNA transgênico. Conseqüentemente, não são observados sintomasapós a inoculação. Portanto, a resistência na planta TE5-10-15J pode ser devida aoaumento do número de cópias transcritas do gene e, conseqüentemente, da dosagemgênica, resultando numa ampliação do espectro da resistência. Deve-se ressaltar, entre-tanto, que embora a presença do transgene na planta R1 TE5-10-15J tenha sido confir-mada via PCR, não foram realizados experimentos que comprovassem sua presença emhomozigose ou determinassem sua taxa de transcrição. Análises moleculares devem serrealizadas para comprovar essa hipótese. É provável também que existam outras plan-tas homozigotas para o transgene entre as 51 plantas analisadas, porém com níveisreduzidos de expressão, insuficiente para ativar o mecanismo de silenciamento de RNA. Os resultados da análise de Northern blot indicam que o mecanismo de resis-tência da planta TE5-10-15J ao CABMV é o silenciamento de RNA, que, portanto, per-manece ativo após a autofecundação. Essa afirmação tem como base, principalmente, anão detecção do mRNA transgênico nessas plantas. Nos resultados obtidos, não foi pos-sível detectar mRNA na planta suscetível (T2-5) não-inoculada, como era esperado. Pro-vavelmente deve ter ocorrido a degradação do mRNA, não sendo possível sua detecção.Entretanto, também não foi detectado mRNA na planta resistente TE5-10, indicando queo silenciamento já está ativo antes da inoculação com o vírus, conforme observado ante-riormente (ALFENAS et al. 2005). De acordo com os dado apresentados, a utilização da planta TE5-10-15Jcomo fonte de resistência em um programa de melhoramento genético de maracujá-amarelo pode levar ao controle eficiente do endurecimento dos frutos, uma viroseendêmica no Brasil e para o qual não existem atualmente medidas satisfatórias decontrole.ReferênciasALFENAS, P.F.; BRAZ, A.S.K.; TORRES, L.B.; SANTANA, E.N.; NASCIMENTO,A.V.S.; OTONI, W.C.; ZERBINI, F.M. Transgenic passionfruit expressing an RNAderived from Cowpea aphid-borne mosaic virus are resistant to passionfruit woodinessdisease. Fitopatologia Brasileira, v. 30, p. 33-38, 2005.BEZERRA, D.R.; LIMA, J.A.A.; XAVIER FILHO, J. Purificação e caracterização de umisolado cearense do vírus do endurecimento dos frutos do maracujazeiro. FitopatologiaBrasileira, v. 20, p. 553-560, 1995.Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 125p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasBRAND, R.J.; BURGER, J.T.; RYBICKI, E.P. Cloning, sequencing, and expression inEscherichia coli of the coat protein gene of a new potyvirus infecting South African passi-flora. Archives of Virology, v. 128, p. 29-41, 1993.BRUCKNER, C.H.; MELLETTI, L.M.M.; OTONI, W.C.; ZERBINI, F.M. Maracujazeiro. In:BRUCKNER, C.H. (Ed.) Melhoramento de fruteiras tropicais. Viçosa, MG: UFV. 2002.p.373-409CHAGAS, C.M.; KITAJIMA, E.W.; LIN, M.T. Grave moléstia em maracujá amarelo (Pas-siflora edulis f. flavicarpa) no Estado da Bahia causada por um isolado do vírus do “woo-diness” do maracujá. Fitopatologia Brasileira, v. 6, p. 259-268, 1981.CHAGAS, C.M.; REZENDE, J.A.M.; COLARICCIO, A. Ocorrência do vírus do endureci-mento do fruto do maracujazeiro no Estado de São Paulo. Revista Brasileira de Fruticul-tura, v. 14, p. 187-290, 1992.COBB, N.A. Woodiness of passionfruit. Agricultural Gazette of New South Wales, v. 12,p. 407-418, 1901.COSTA, A.F. Comportamento de Passiflora spp. diante do vírus do endurecimento dosfrutos do maracujazeiro e a relação entre a nutrição mineral e a interação vírus-Passifloraedulis f. flavicarpa. Tese de Doutorado, Dep. de Fitopatologia, Universidade Federal deViçosa, Viçosa, MG. 129 p. 1996.LIMA, J.A.A.; SANTOS, C.D.G.; KITAJIMA, E.W. Isolamento de um potyvírus de plantasde maracujá com sintomas de mosaico. Fitopatologia Brasileira, v. 10, p. 305, 1985.McKERN, N.M.; STRIKE, P.M.; BARNETT, O.W.; DIJKSTRA, J.; SHUKLA, D.D.; WARD,C.W. Cowpea aphid borne mosaic virus-Morocco and South African Passiflora virus arestrains of the same potyvirus. Archives of Virology, v. 136, p. 207-217, 1994.NASCIMENTO, A.V.S.; SANTANA, E.N.; BRAZ, A.S.K.; ALFENAS, P.F.; PIO-RIBEIRO,G.; ANDRADE, G.P.; CARVALHO, M.G.; ZERBINI, F.M. Cowpea aphid-borne mosaicvirus (CABMV) is widespread in passionfruit in Brazil and causes passionfruit woodinessdisease. Archives of Virology, v. 151, p. 1797-1809, 2006.NASCIMENTO, A.V.S.; SOUZA, A.R.R.; ALFENAS, P.F.; ANDRADE, G.P.; CARVALHO,M.G.; PIO-RIBEIRO, G.; ZERBINI, F.M. Análise filogenética de potyvírus causando en-durecimento dos frutos do maracujazeiro no Nordeste do Brasil. Fitopatologia Brasileira,v. 29, p. 378-383, 2004.PRINS, M. Broad virus resistance in transgenic plants. Trends in Biotechnology, v. 21,p. 373-375, 2003.Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 126p.115-127, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasSAMBROOK, J.; RUSSEL, D. Molecular cloning: a laboratory manual 3 ed. Cold SpringHarbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, . 2001. 2344pSANTANA, E.N.; BRAZ, A.S.K.; TORRES, L.B.; ZAMBOLIM, E.M.; ZERBINI, F.M. Mole-cular characterization of potyvirus isolates causing passionfruit woodiness in Brazil. VirusReviews and Research, v. 4, p. 153, 1999.TAYLOR, R.H.; GREBER, R.S. Passion fruit woodiness virus. Kew, Surrey: CMI: AAB,1973. (CMI. Descriptions of Plant Viruses, 122)TENNANT, P.; FERMIN, G.; FITCH, M.M.; MANSHARDT, R.M.; SLIGHTOM, J.L.; GON-SALVES, D. Papaya ringspot virus resistance of transgenic Rainbow and SunUp is affec-ted by gene dosage, plant development, and coat protein homology. European Journal ofPlant Pathology, v. 107, p. 645-653, 2001.TORRES, L.B. Análise de risco de plantas transgênicas de maracujá-amarelo (Passifloraedulis f. flavicarpa) resistentes ao CABMV (Cowpea aphid-borne mosaic virus): fluxo gê-nico em Passiflora sp. 2003. 34f. Tese (Mestrado) - Universidade Federal de Viçosa,Departamento de Fitopatologia, Viçosa, MG.VAN REGENMORTEL, M.H.V.; FAUQUET, C.M.; BISHOP, D.H.L.; CARSTENS, E.; ES-TES, M.K.; LEMON, S.M.; MANILOFF, J.; MAYO, M.A.; MCGEOCH, D.J.; PRINGLE,C.R.; WICKNER, R.B. (Ed.) Virus taxonomy. Seventh Report of the International Commit-tee on Taxonomy of Viruses. San Diego: Academic Press,2000. 1162p.Novas Tecnologias para o Manejo do Endurecimento dos Frutos do Maracujazeiro Capítulo 6 127p.115-127, 2007.
    • Capítulo 7 Avanços no Controle da Fusariose da Pimenteira-do-reino (Piper nigrum L.) por meio de Microrganismos Benéficos Maria de Lourdes Reis DuarteIntrodução A podridão-das-raízes (Fusarium solani f. sp. piperis) também denominada fusariose é a doença mais antiga que aflige os pimentais do Brasil. Várias linhas de pesquisa foram desenvolvidas com o objetivo de estabelecermétodos de controle capazes de reduzir as perdas causadas pela doença, sem muitosucesso. As pesquisas iniciadas na década de 1950 concentraram-se na identificação doagente causal e caracterização dos sintomas típicos da doença (ALBUQUERQUE;FERRAZ, 1976). Estudos sobre o manejo do solo onde diversos tipos de cobertura mortamostraram que a casca de arroz foi mais eficiente em reduzir a população do patógeno econsequentemente, o índice de incidência da doença no campo (ALBUQUERQUE, 1968a). A busca por fontes de resistência da população de piperáceas nativas culminoucom a seleção de porta-enxertos resistentes aos patógenos F. solani f. sp. piperis ePhytophthora capsici, fungos do solo que causam o apodrecimento do sistema radicular.Entre os porta-enxertos selecionados, Piper colubrinum Link apresentou maiorcompatibilidade (cerca de 80%) tendo sido usado em condições experimentais para contero avanço da doença (ALBUQUERQUE, 1968b). A despeito das plantas enxertadas apresentarem grande vigor vegetativo e boaprodução quando comparadas com plantas não enxertadas, após quatro anos essasplantas pereceram por causa da incompatibilidade tardia expressa por rachaduras nasoldadura do enxerto. O uso da enxertia ficou restrito à manutenção de genótipos altamentesusceptíveis, nas coleções de germoplasma. Testes com produtos químicos foram feitos após as epidemias de secamentodos ramos conhecidas como mal de Mariquita, em referência ao nome do local onde adoença apareceu pela primeira vez. Trabalhos conduzidos por Silva et al. (1973) indicaramcomo mais eficiente o fungicida captafol.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A constatação da transmissão do patógeno pelas estacas destinadas anovos plantios induziu a condução de novos testes visando selecionar fungicidasde ação sistêmica para prevenir a dispersão da doença para novas áreas (DUARTEet al. 1980) e para aplicação preventiva no campo. Posteriormente, trabalhos sobrea translocação sistêmica do fungicida benomyl nos tecidos da pimenteiraconduzidos por Duarte et al. (1988) comprovaram que esse fungicida permaneciaapenas 15 dias nos tecidos da planta, o que tornou inviável o controle químico dosecamento-dos-ramos. Em vista dos resultados, a prática de controle químico foiabandonada, ficando restrito apenas ao tratamento preventivo de estacas deplantio ou para o controle de doenças sazonais, da folhagem. Sem fontes de resistência ao patógeno e sem um método de controle químicoeficiente, a pesquisa passou a conduzir trabalhos com o objetivo de selecionar genótiposmais produtivos de modo a permitir a convivência com a doença em bases econômicas. A procura por alimentos livres de resíduos de pesticidas tem estimulado oestabelecimento de métodos alternativos de controle das doenças de plantas, seja pormeio do uso de organismos antagônicos, incorporação de resíduos vegetais e da indústriarural ou por indução de resistência.Controle alternativo de doenças radiculares A agricultura moderna caracteriza-se pela simplificação do agroecossistema emvastas áreas, substituindo a diversidade natural por um pequeno número de espéciescultivadas. Esta simplificação causa grande impacto e, conseqüentemente, desequilíbrioao meio ambiente. Uma intensificação da incidência de pragas e doenças é resultantedesse modelo. Deve-se portanto, buscar o equilíbrio de cada ambiente por meio damanutenção de áreas de mata, aumento da diversidade de espécies vegetais dentro doscultivos, isolamento de áreas vizinhas que adotam manejo convencional, etc. Estas táticasvisam aumentar o número de inimigos naturais e, conseqüentemente, diminuir a pressãode pragas e doenças (AKIBA et al. 1999). Entretanto, algumas vezes, estas medidas nãosão suficientes para impedir a ocorrência de problemas fitossanitários, principalmenteem função de desequilíbrios temporários naturais que acarretam estresse, do uso decultivares suscetíveis e de fatores não controláveis que venham determinar o aumentoda incidência de pragas e de agentes de doenças. A agricultura moderna tem aumentadotanto sua potencialidade de produção, quanto à aplicação de produtos tóxicos para ocontrole de pragas e doenças de plantas. O uso indiscriminado de fungicidas tem causadodanos ao meio ambiente, aos seres vivos e tem favorecido a seleção de raças resistentesde patógenos a estas substâncias químicas. Um dos enfoques da agricultura sustentávelé o controle alternativo de doenças, o qual inclui o controle biológico e a indução deresistência em plantas (BONALDO et al. 2004).Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 130p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A fim de reduzir os efeitos danosos dos fungicidas faz-se necessário o uso dedefensivos alternativos, que podem ser de preparação caseira ou adquiridos no comércio,a partir de substâncias não prejudiciais à saúde humana e ao meio ambiente. Pertencema esse grupo as formulações que têm como características principais: baixa ou nenhumatoxicidade ao homem e à natureza, eficiência no combate aos artrópodes e microrganismosnocivos, não favorecimento à ocorrência de formas de resistência desses fitoparasitas,disponibilidade e custo reduzido. Estão incluídos nesta categoria, entre outros, os diversosbiofertilizantes líquidos, as caldas (sulfocálcica, viçosa e bordalesa), os extratos dedeterminadas plantas e os agentes de biocontrole (PENTEADO, 1999). Testes vêm sendo conduzidos com o objetivo de estabelecer métodos de controlealternativo das doenças radiculares da pimenteira-do-reino por meio do uso de extratosobtidos de Piper aduncum, óleos essenciais como o eugenol, incorporação de resíduosorgânicos de origem animal ou vegetal e por meio de organismos antagônicos,principalmente Trichoderma spp. Ensaios com óleos vegetais extraídos de andiroba (Carapa guianensis Aubl.),copaiba (Copaifera langsdorffi), Piper aduncum e pimenta longa (Piper hispidinervium)nas doses de 100, 200, 500, 750 e 1000 ppm mostraram que o óleo de P. aduncum foimais eficiente por reduzir o crescimento micelial de Fusarium solani f. sp. piperis em50,42% e 74,41%, nas concentrações de 100 e 1000 ppm, respectivamente (PEREIRAet al. 2006). Testes com resíduos orgânicos de origem animal foram conduzidos por Benchimolet al. (2006). Os autores usaram carapaça de caranguejo moída como aditivo ao solopara reduzir a incidência da fusariose e promover o crescimento de mudas de pimenteira-do-reino. A pré-incubação da carapaça de caranguejo no solo (1% m/m; 15 dias) antesdo transplantio aumentou em 20% a sobrevivência de pimenteiras cultivadas em solosinfestados, durante 90 dias. Poltronieri et al. (2002) testaram o efeito do extrato de cravo-da-índia na inibiçãodo crescimento micelial de F. solani f. sp.piperis e de Fusarium oxysporum na redução daincidência da fusariose e notaram que o produto inibiu o crescimento micelial dos patógenossomente na dosagem de 400 ppm. Em casa-de-vegetação, plantas cultivadas em solocontendo macerado de cravo-da-índia não exibiram sintomas da doença, enquanto queas plantas testemunhas tiveram menor crescimento a apresentaram raízes necrosadas. Isolados de Trichoderma spp obtidos de solo cultivado com pimenteira-do-reino,macaxeira e de Santa Izabel do Pará foram comparados com formulações comerciais(Bahia e Ecotrich) quanto à habilidade de inibir o crescimento micelial de Fusariumoxysporum e F. solani f. sp. piperis, in vitro. Entre os isolados testados, os obtido de solode pimental e de Santa Izabel induziram maior halo de inibição, 48 horas após opareamento dos fungos em cultura dual, enquanto que o menos eficiente foi o isolado desolo cultivado com macaxeira (Tabela 1, Fig. 1).Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 131p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 1. Largura (cm) do halo de inibição formado na periferia de colônias de Fsp e Fopna presença de diferentes isolados de Trichoderma spp., 24 e 120 horas após opareamento. Fonte do isolado Soma dos ranks Solo de pimental 272 a Solo de Santa Izabel 204 ab Formulação comercial A (Bahia) 191 b Solo de macaxeiral 101 c Formulação comercial B (Ecotrich) 51 d Foto: Maria de Lourdes Reis Duarte Fig. 1. Ação antagônica de isolados de Trichoderma de Macaxeira e de Santa Izabel no crescimento de Fusarium solani f. sp. piperis e Fusarium oxysporum. Quando o inóculo produzido em grãos de arroz semicozidos foi incorporado nadose de 10 g/kg de solo infestado previamente com F. solani f. sp. piperis, observou-seque após 60 dias, a incorporação de inóculo de Trichoderma spp. reduziu a população deF. solani f. sp. piperis em nível insuficiente para iniciar a infecção (x . 103) em raízes demudas de pimenteiras da cultivar Cingapura. As plantas testemunhas exibiramamarelecimento seguido de murcha. O fungo só foi recuperado dos tecidos das plantastestemunhas (Tabela 2).Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 132p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 2. Massa verde(g) e massa seca (g) de plantas de pimenteira-do-reino,cv.Cingapura, após cultivo em solo infestado e com adição de 10 g de inóculo deTrichoderma spp e recuperação de Fusarium solani f. sp. piperis (%), a partir de tecidosinfectados. Massa verde Massa seca Densidade Recuperação Fonte do isolado (g) (g) populacional do patógeno Solo Santa Izabel 58,26 17,35 3,3 x 103 - Solo pimenteira 75,91 21,16 7,8 x 10 3 - Solo macaxeira 67,66 19,95 2,0 x 103 - Formulação A (Bahia) 36,34 19,16 4,5 x 103 - Formulação B (Ecotrich) 56,48 18,67 5,0 x 103 - Testemunha 50,58 16,83 3,6 x 104 + Os isolados locais de Trichoderma spp apresentaram habilidade de inibir ocrescimento micelial e reduziram a população do patógeno no solo, tendo potencial parauso no controle biológico de F. solani f. sp. piperis.Ação de microrganismos benéficos no controle da Fusarium solanif. sp. Piperis A falta de fontes de resistência a doenças radiculares causadas por Fusariumsolani f. sp. piperis (podridão-das-raízes) que afeta a pimenteira-do-reino (Piper nigrumL.) estimulou o desenvolvimento de pesquisas com o objetivo de testar diferentes práticasde manejo da cultura que permitissem ao produtor obter bons lucros, mesmo cultivandogenótipos suscetíveis (DUARTE, 2004). Nenhuma das práticas agrícolas, isoladamente, reduz a incidência dadoença, mas, a adoção dessas práticas de manejo tem aumentado o ciclo devida das pimenteiras por mais de cinco anos. Isso não significa que as plantastenham adquirido resistência. Casos de podridão das raízes surgirão em menorintensidade porque todos os genótipos de pimenteira cultivados são suscetíveis,principalmente à podridão-das-raízes ou fusariose. No caso da murcha-amarela,com exceção das cultivares Guajarina e Bento, as demais cultivares têm-secomportado como resistentes, em condições de campo (DUARTE et al. 2002a). Desde que a pimenteira-do-reino se estabeleceu como cultivo industrial, vemsendo cultivada em sistema intensivo, com cultivares produtivas plantadas a pleno sol,aderidas a postes de madeira, adubada com pesadas doses de fertilizantes químicos ecom controle de doenças, pragas e ervas daninhas. Essa agricultura altamente tecnificadatraz efeitos danosos ao solo como a perda das propriedades físico-químicas das áreascultivadas associadas à destruição dos macro e microrganismos que agem da manutençãodas boas propriedades química, física e biológica do solo (CHAGAS; TOKESHI, 2006).Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 133p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A inclusão de agricultores familiares na cadeia produtiva de pimenta-do-reino assimcomo, a procura por alimentos mais seguros, criou a necessidade de se conduzir pesquisaspara se estabelecer métodos alternativos de controle de doenças, de baixo custo, aproveitandoos resíduos orgânicos da propriedade e da industria rural, inoculados com misturas demicrorganismos benéficos como EM-4, EM-5 e outros. Para substituir os fertilizantes químicose agrotóxicos são utilizados três preparos biológicos, produzidos na unidade de pesquisa daFundação Mokiti Okada, em Ipeúna, SP. São soluções líquidas contendo culturas mistas demicrorganismos denominadas EM-Bokashi, EM-4 e EM-5. EM-Bokashi serve como compostoorgânico contém microrganismos que melhoram a estrutura do solo, mantendo, por competição,os microrganismos necessários para a fixação de nitrogênio, além de proporcionar uma melhoranas características físicas e químicas do solo. EM-4 é usado como herbicida e EM-5 servecomo fungicida e inseticida. Ambos EM-4 e EM-5 agem por meio da competição com outrosmicrorganismos que não interagem positivamente com as plantas, entre os quais, os patógenos(HIGA; WIDIDANA, 1989; ORTEGA et al. 2007). Esses compostos são usados como inoculantespara aumentar a biodiversidade e o número de microrganismos naturais benéficos do solo e daplanta integrando o equilíbrio microbiológico (CHAGAS; TOKESHI, 2006). Camada de húmusretirado de áreas de mata virgem e, folhas decompostas de bambuzais têm também sido usadascomo inoculantes, em fermentação aeróbia.Formulação dos compostos orgânicos Os compostos orgânicos usados nos testes foram preparados pelos produtores parceirose disponibilizados para uso em testes in vitro e em casa-de-vegetação. Foram testados os seguintescompostos: Konagano bokashi (torta de mamona, 25%; torta de babaçu, 25%; farelo de arroz,25%; farinha de osso, 7,5%; farinha de caranguejo, 7,0%; farinha de chifre, 12,5%; EM-4, 0,1%;melaço de cana, 0,2%; água, 25%), Faba bokashi (farelo de arroz, 60%, torta de mamona ouesterco de galinha puro, 20%; farinha de osso, 10%; farinha de chifre, 10%; EM-4, 0,3%; açúcar,0,3%; água, 30%), Okajima bokashi (farelo de arroz, 30%; torta de mamona, 25%; farinha deosso, 16%; termofosfato, 7,3%; Cloreto de potássio, 4,8%; MAP, 3%; ureia, 3%; carvão em pó,12%; microrganismos benéficos, EM-4, EM-5 ou PSB, 0,4%; água, 14,5% - 17%), Korin bokashi(formulação comercial contendo: nitrogênio, 0,3%; matéria orgânica, 60%; umidade, 12%; pH=6,0;C/N, 12:1; CTC, 640 mmolc/kg), Genis bokashi (cascas de frutos de café fermentado pela ação deNutriHumus, em fermentação aeróbia) e Konagano composto (mistura de serragem, casca defrutos de cacau, cupuaçu e restos de capina enriquecida com NPK e termofosfato, de proporçãonão determinada, não fermentada). As porcentagens dos inoculantes, melaço ou açúcar e águaforam calculados considerando o volume total da matéria orgânica e adubos químicos.Produção do inóculo Segmentos de papel de filtro impregnados com suspensão de esporos de Fusariumsolani f. sp. piperis, isolado de Tomé-Açu, com grande habilidade de produzir de pigmentosvermelhos (altamente patogênica) foram transferidos para placas de Petri contendo 20 mLAvanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 134p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasde ágar-água a 1,5%, para verificação da pureza das colônias. Três dias após, pontas dehifas foram transferidas para placas contendo BDA (batata-dextrose-ágar) e incubadas por10 dias a 25 °C, sob 12 h de iluminação. Para infestação do solo, meio de Bran constituídode farelo de trigo e solo na proporção de 3:1, com 30% de umidade, foi usado. Cerca de300 mL de meio de Bran foram transferidos para erlenmeyer de 500 mL e esterilizadodurante 60 minutos, três vezes. Discos de 10 mm de diâmetro, retirados da periferia decolônias produzidas em BDA por 10 dias foram transferidos para erlenmeyers contendo omeio de Bran e incubados em ambiente de laboratório, por 21 dias.Ação de bokashi no crescimento de Fusarium solani f. sp. piperis in vitro Três dias após a transferência de discos de colônias para placas de Petricontendo bokashi-ágar observou-se que nos tratamentos Konagano bokashi, Genisbokashi, Korin bokashi e Okajima EM-5 bokashi não foram formadas colônias visíveisdo patógeno a partir do disco de cultura. Nos tratamentos Okajima PSB bokashi, OkajimaEM-4 bokashi e Faba bokashi o fungo cresceu na área próxima do disco de cultura. A transferência de porções de substrato retiradas a 1,5 cm, 3,0 cm e 4,5 cm distantesdo disco de cultura original para placas de Petri contendo BDA mostrou que nos tratamentosSolo estéril infestado, Solo não estéril infestado e Konagano composto, colônias do patógenoforam recuperadas das três áreas distantes do disco de cultura (Fig. 2). Nenhum outromicrorganismo foi recuperado além de F. solani f. sp. piperis. Nos tratamentos Konaganobokashi, Korin bokashi, Okajima EM-5 bokashi e Genis bokashi o patógeno não foirecuperado nem próximo do disco de cultura. Nesses tratamentos houve crescimento deuma superpopulação de microrganismos presentes na mistura de microrganismos quepreveniu o crescimento do patógeno, o que explica a contenção da colônia do patógeno naplaca (Fig. 3). Em Okajima EM-4 bokashi, Okajima PSB bokashi e Faba bokashi o patógenosó foi recuperado à distância de 1,5 cm do disco de cultura (Tabela 3). Foto: Maria de Lourdes Reis Duarte Fig. 2. Crescimento de colônias de F. solani f. sp. piperis (Fsp) a partir de discos de colônias cultivados em placas com diferentes formulações de bokashi + ágar, três dias após. 1. Okajima PSB bokashi; 2. Korin bokashi; 3. Konagano composto; 4. Faba bokashi; 5. Controle (Fsp); 6. Okajima EM-4 bokashi; 7. Konagano bokashi; 8. Okajima EM-5 bokashi; 9. Genis bokashi; 10. Solo não esterilizado; 11. Solo esterilizado.Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 135p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Maria de Lourdes Reis Duarte Fig. 3. Formação de colônias a partir de porções de bokashi-ágar retiradas a 1,5 cm, 3,0 cm e 4,5 cm do disco de cultura de F. solani f. sp. piperis (Fsp). 1. Okajima EM- 5 bokahi; 2. Konagano bokashi; 3. Solo não esterilizado; 4. Okajima PSB bokashi; 5. Korin bokashi; 6.Konagano composto; 7. Solo esterilizado; 8. Genis bokashi; 9. Controle (Fsp); 10. Faba bokashi; 11. Okajima EM-4 bokashi.Tabela 3. Crescimento de colônias de F. solani f. sp. piperis recuperadas a 1,5 cm, 3,0 cm e4,5 cm distantes do disco de cultura, cultivado em placas contendo diferentes bokashi. Crescimento de colônias de F. solani f. sp. piperis Tramentos 1,5 cm 3,0 cm 4,5 cm Solo estéril + + + Solo não estéril + + + Konagano composto + + + Konagano bokashi - - - Korin bokashi - - - Okajima EM-4 bokashi + + - Okajima EM-5 bokashi - - - Okajima PSB bokashi + - - Faba bokashi + - - Genis bokashi - - -+ = presença de crescimento - = ausência de crescimento.Efeito de diferentes bokashi no controle da podridão-das-raízes Observações diárias das plantas dos diferentes tratamentos mostraram que osprimeiros sintomas de amarelecimento foram observados nos tratamentos Solo estérilinfestado e Konagano composto, 17 dias após o transplantio de mudas da cultivarCingapura. Aos 21 dias, todas as plantas dos tratamentos estavam mortas. O exame dosistema radicular mostrou ausência de radicelas e raízes apodrecidas. A podridão seestendeu até 9,0 cm acima do solo. Nos tratamentos Faba bokashi, Korin bokashi, OkajimaPSB bokashi e Okajima EM-4 bokashi, os sintomas foram observados a partir dos 25dias e aos 27 dias após registraram-se índices de incidência da ordem de 80%, 60% eAvanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 136p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas20%, respectivamente (Tabela 4). Nesses tratamentos foram observados apenas radicelasapodrecidas com ausência de lesões nas raízes e base da planta. Nos tratamentos Solonão infestado, Konagano bokashi, Okajima EM-5 bokashi e Genis bokashi não foramobservados sintomas nem no sistema radicular nem na parte aérea. No entanto, opatógeno foi recuperado de tecidos de plantas assintomáticas dos tratamentos Korinbokashi, Okajima EM-4 bokashi, Okajima PSB bokashi e Faba bokashi. Nos tratamentosmais eficientes a placa foi colonizada por bactérias, actinomicetos e por espécies deTrichoderma spp (Fig. 3). A densidade populacional do patógeno foi reduzida em mais de90% em relação ao tratamento Testemunha. As plantas do tratamento Genis bokashiapresentaram crescimento vigoroso e maior peso de massa seca quando comparadocom os demais tratamentos (Tabela 4).Tabela 4. Manifestação de sintomas em mudas de pimenteira-do-reino cultivadas emsolo infestado com F. solani f. sp. piperis, presença de lesão na haste, peso da massaseca e recuperação de colônias do patógenos dos tecidos infectados (Média de 3repetições). Aparecimento dos Lesão na Recuperação Tratamentos Peso seco (g) sintomas (dias) haste (cm) do patógeno Solo não infestado - - 9,64 cd - Solo infestado 17 8,70 4,56 f +++ Konagano composto 17 6,12 7,76 e +++ Konagano bokashi - - 11,55 ab - Korin bokashi 25 - 9,70 cd + Okajima EM-4 bokashi 25 - 10,28 bcd + Okajima EM-5 bokashi - - 12,51 a - Okajima PSB bokashi 25 - 10,93 abc + Faba bokashi 25 - 8,71 de ++ Genis bokashi - - 12,41 a -- = ausência de crescimento + = recuperação em 30% das plantas ++ = recuperação em 60% das plantas+++ = recuperação em 100% das plantas. Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey, emnível de 5% de significância (p<0,01) (Zar, 1999). Houve diferenças muito significativas no peso seco das plantas dos diferentestratamentos (p<0,01). Os maiores teores de massa seca foram registrados nos tratamentosOkajima EM-5, Genis bokashi e Konagano bokashi seguido de Okajima PSB bokashi equanto menor o peso seco maior a intensidade de colonização dos tecidos (Tabela 4).Densidade populacional de F. solani f. sp. piperis Cinco dias após a semeadura de solução do solo diluída em meio de Komada(1976) modificado, registrou-se uma redução drástica na população do patógeno no solo,34 dias após a incorporação dos bokashi (Tabela 5).Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 137p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasTabela 5. Redução da população de F. solani f. sp. piperis em solo com adição de diferentesformulações de bokashi (Média de 5 repetições). Densidade Redução da população Tratamentos (cel/g de solo) (%) Solo não infestado - - Solo infestado (SI) 5,6 x 104 0,0 SI + Konagano composto 2,0 x 104 70,0 SI + Konagano bokashi 3,9 x 103 93,3 SI + Korin bokashi 6,9 x 103 87,7 SI + Okajima EM-4 bokashi 3,6 x 103 93,6 SI + Okajima EM-5 bokashi 5,5 x 103 90,2 SI + Okajima PSB bokashi 1,0 x 103 97,5 SI + Faba bokashi 5,8 x 103 89,7 SI + Genis bokashi 3,0 x 103 94,6 O registro da densidade populacional de F. solani f. sp. piperis mostrou maiornúmero de propágulos/g de solo, no tratamento Solo infestado, seguido de Konaganocomposto. Nos melhores tratamentos a redução da população do patógeno, no solo, foisuperior a 90%.Considerações finais A aplicação de resíduos orgânicos tais como esterco animal, tortas vegetais,restos de cultura, adubação verde e vários resíduos urbanos, no solo, pode suprimir,pelo menos temporariamente, a atividade biológica de patógenos do solo (HIGA, 1993).A incorporação de diferentes formulações de compostos inoculados com microrganismosbenéficos (bokashi) em solos infestados reduziu a população de Fusarium solani f. sp.piperis e preveniu a incidência da podridão-das-raízes, em mudas de pimenteira-do-reino.Nas formulações com maior teor de matéria orgânica como Konagano bokashi, OkajimaEM-5 e Genis bokashi, o crescimento de F. solani f. sp. piperis nas placas com bokashi-ágar foi contido pela grande população de microrganismos benéficos (Fig. 3). Essa tendência foi confirmada, quando os bokashi foram incorporados antes dainfestação do solo com o patógeno. O aumento da população de microrganismos benéficosmanteve a densidade populacional do patógeno em nível insuficiente (x .103 cel/g desolo) para induzir sintomas de podridão das raízes nas plantas de todos os tratamentoscom incorporação de bokashi. Só houve manifestação de sintomas nos tratamentosonde a densidade populacional de F. solani f. sp. piperis era de x . 104 cel/g de solo,indicando ser essa densidade populacional ótima para iniciar a doença (Tabela 5). SegundoNomura1, em solos conducentes, a população de espécies de Fusarium spp é estimadaem x . 104 cel/g de solo. Esse fato poderia explicar a falta de manifestação de sintomasem plantas de pimenteira-do-reino nos tratamentos onde a densidade população final deinóculo era x . 103 cel/g de solo, causada, provavelmente, pelo aumento da população deAvanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 138p.129-142, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasfungos antagônicos, após a incorporação dos bokashi. De acordo com Park (1968), odeclínio da população de fungos no solo ocorre a uma taxa logarítmica quando ospatógenos encontram-se em um ambiente desfavorável, não havendo meios de seestabelecer, acuradamente, a duração da longevidade total dessa população. De isolamentos feitos a partir dos tecidos das plantas, colônias do patógeno sóforam recuperadas dos tratamentos Korim bokashi, Okajima EM-4 bokashi, Okajima PSBbokashi e Faba bokashi, mesmo de plantas que não exibiam lesões nas raízes ouamarelecimento da folhagem. O efeito benéfico de Konagano bokashi na redução damurcha amarela da pimenteira-do-reino (Fusarium oxysporum) foi observado por Duarteet al. (2002b). O menor peso seco apresentado pelas plantas dos tratamentos Konaganocomposto e Korin bokashi mostra que a colonização do patógeno interferiu na absorçãode água e nutrientes, confirmando as observações de Fukutomi et al. (1981). Segundoos autores, durante a colonização, o patógeno estimula a produção de uma substânciagelatinosa que obstrui os vasos impedindo o livre transporte de água e nutrientes1. A redução de mais de 90% da população de F. solani f. sp. piperis nos solosincorporados com diferentes bokashi explica o baixo índice de doenças nas plantas dessestratamentos, mostrando que o uso de bokashi como inoculante pode transformar um soloconducente em supressivo (TOKESHI; CHAGAS, 1993). Segundo Higa (1993), aincorporação de resíduos orgânicos inoculados com microrganismos benéficos resultana redução do índice de doenças do solo, porque esses resíduos introduzem populaçõesexternas de microrganismos com capacidade fisiológica variável. A quantidade e as fontes de matéria orgânica tiveram efeito no controle da doença.Formulações de bokashi contendo mais de seis fontes de matéria orgânica como Konaganobokashi e Okajima EM-5 bokashi foram mais eficientes do que Faba bokashi. A quantidadede farelo de arroz também parece ter influenciado a qualidade do bokashi. Faba bokashicontinha 60% de farelo de arroz enquanto Konagano bokashi e Okajima bokashi (EM-4,EM-5 e PSB) continham 25% e 30% de farelo de arroz, respectivamente. De acordo comMoreira et al. (1993), o farelo de arroz acelera a compostagem do resíduo reduzindo aquantidade de carbono orgânico. Nas condições estudadas, a adição de compostos inoculados com culturas mistasde microrganismos reduziu a densidade populacional de F. solani f. sp. piperis, no solo,resultando em baixo índice de incidência da podridão-das-raízes, em mudas de pimenteira-do-reino, tornando o solo conducente, em supressivo.Informação prestada pelo Dr. Nomura a autora deste trabalho.1Avanços no Controle da Fusariose da Pimenta-do-reino (Piper nigrum L.) ... Capítulo 7 139p.129-142, 2007.
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    • Capítulo 8 Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Alonso da Mota LamasIntrodução O mercado mundial de flores vem mostrando uma crescente busca por produtos “exóticos”, situação esta, que beneficia a floricultura tropical em termos de produção e comercialização. A produção nacional de flores tropicais é quase na sua totalidade, absorvidapelo mercado interno. A floricultura tropical apresenta-se como uma alternativa deprodução, com ampla perspectiva de expansão, visando atender a elevada demanda poreste produto pelo mercado nacional bem como competir com outros países na exportaçãode flores tropicais para os mercados europeus e norte-americanos, o que geraoportunidades de negócio a serem exploradas. Porém, as plantas ornamentais tropicais estão sujeitas ao ataque de pragas edoenças, em seus rizomas, raízes, folhas, flores e inflorescências. “As doenças fúngicasque ocorrem nas flores apresentam sintomas que variam com o tipo de patógeno e podemser classificados em dois grandes grupos: manchas necróticas e podridões. Dentre aspragas que ocorrem nas culturas, as que afetam a parte aérea da planta são fáceis deserem observadas, não só pelo sintoma do dano, como pela presença do agente causador.As que ocorrem nas raízes e rizomas só podem ser observadas quando a planta éarrancada para ser examinada. Outros organismos que podem causar danos à plantasão difíceis de perceber, dentre eles, destacam-se os ácaros, que se alimentam do tecidoda epiderme causando amarelecimento da planta.” (AMORIM, 2005). A importância das pragas e doenças na floricultura tropical está associada aquatro fatores principais, assim discriminados: • Limitam a produção. • Afetam a qualidade das flores. • Aumentam o custo de produção. • Impedem o cultivo de espécies valiosas.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Para o sucesso na atividade torna-se necessária a adoção da redução naintensidade de pragas e doenças com poucos efeitos no ambiente, valorizando praticassimples tais como: • Seleção de áreas para plantio. • Utilização de mudas de qualidade (selecionadas e certificadas). • Adoção do Manejo Integrado de Pragas e Enfermidades (MIPE). O MIPE devecompreender - Monitoramento das zonas de cultivo para determinar a natureza eintensidade dos problemas presentes. - Controle físico – Barreiras e outros meios para reduzir o nível de inóculo.Controle no acesso de pessoas. - Controle cultural – Limpeza e sanidade do cultivo e das culturas. - Controle mecânico – Podas, desbastes, remoção de plantas doentes. - Controle biológico – Uso de variedades resistentes, parasitos, predadores,produtos biológicos, extratos naturais e plantas armadilhas. - Controle químico – Esta é uma medida extrema e se adotada deve-seproceder à rotação de produtos pelo modo de ação e grupo químico buscando evitarindução de resistência nas pragas a controlar. Com a adoção desses princípios o produtor tem toda condição favorável parauma produção equilibrada, uma flor com selo verde, e o meio ambiente preservado. As principais ocorrências de doenças na floricultura tropical são: • Doenças fúngicas. • Doenças bacterianas. • Doenças causadas por nematóides. • Doenças causadas por vírus. Produzir flores tropicais requer organização sistemática, ou seja, padronizaçãode procedimentos com vistas a identificar e monitorar os problemas encontrados. Verifica-se que o cultivo de flores tropicais (heliconias, alpinias, bastão doimperador, costus, tapeinoculos, palmeiras, dracenas, cordilines, etc.) demandam umurgente guia de identificação/descrição de sintomas, bem como a adoção de práticasistemática de manejo de doenças. Podemos assim, visando uma ação imediata paraControle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 144p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasfortalecimento, indução a resistência das plantas, recomendarmos o uso de manipueira –sub produto no processamento da mandioca, com ação inseticida, fungicida, acaricida,nematicida e fertilizante foliar, na dosagem de 30 ml/100 litros de água acrescendo óleovegetal na dosagem de 50 ml/100 litros de solução com aplicação de freqüência semanal.Uma alternativa orgânica e eficiente no controle e prevenção contra pragas e doenças. Visando a rastreabilidade do produto, recomenda-se o uso de fichas para anotaçõessistemáticas das praticas culturais realizadas na exploração, em especial, do manejo fitossanitário.Recomenda-se, também treinamento da equipe de aplicadores sobre o uso de EPI’s, bem comono preenchimento da ficha de controle de pulverizações, ferramenta esta que possibilita omonitoramento dos produtos utilizados, evitando repetição de produtos contribuindo para que nãoinduza a resistência das pragas contra determinados produtos usados no manejo fitossanitário. Aseguir apresenta-se um modelo simplificado de Ficha de Anotação na Aplicação de Defensivos.Neste trabalho se prioriza o uso de defensivos orgânicos e/ou alternativos no controle de pragas. Salientamos que a dinâmica na produção de flores e folhagens tropicais e aadoção de controle de doenças deve ser observado em toda cadeia produtiva, ou seja,no plantio com mudas sadias, nas práticas culturais com adoção de medidas preventivase monitoramento constante e, em especial na colheita e no processamento dos produtosa serem comercializados, adotando boas práticas no processamento das flores e folhagensvisando manter a qualidade fisiológica e fitossanitária do produto.Doenças Os agentes causadores de doenças podem se multiplicar e disseminar com muitafacilidade. Portanto, o sucesso no tratamento de determinada doença vai exigir rapidez e eficiênciana diagnose do agente etiológico, bem como o conhecimento dos processos que precedem ese seguem a infecção, tanto em relação à planta hospedeira quanto aos fatores ambientais, osquais serão fundamentais na tomada de decisão sobre as medidas de controle a serem adotadas.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 145p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas As doenças são consideradas como alterações estruturais e fisiológicas resultantesde uma interação dinâmica entre o agente causador da doença, o hospedeiro e o meioambiente. Embora classificadas em bióticas, quando causadas, principalmente, por fungos,bactérias, vírus e nematóides; e abióticas quando devidas a ação de fatores do ambiente(umidade, temperatura, poluição e toxidez, de elementos minerais. (SARTORI, 2004). As condições necessárias para que as doenças ocorram envolvem três variáveis,hospedeiro susceptível, patógeno agressivo e ambiente favorável. O controle da maioria das doenças envolve a utilização dos seguintes princípios decontrole: exclusão, erradicação, proteção, resistência e terapia. Estes princípios podem ser aplicadospor meio dos métodos de controle reguladores, culturais, genéticos, biológicos, químicos e físicos.Resumidamente podemos dizer que os reguladores visam evitar a introdução do patógeno emdeterminada área, sendo para isto aplicado o uso de mudas sadias e legislação regulamentandoo trânsito de partes vegetais capazes de disseminar a doença. Os métodos culturais objetivamerradicar ou reduzir a população do patógeno. Os genéticos têm como base o uso da resistênciaou da indução de resistência da planta. Os biológicos relacionam-se ao uso de organismosantagônicos que inibem o desenvolvimento do patógeno. Os métodos químicos e físicos visamproteger as plantas do ataque do patógeno pelo uso de fungicidas ou tratamento térmico.Doenças provocadas por fungosAntracnose – Colletotrichum gloesporioides A antracnose é uma doença muito comum e destrutiva em plantas ornamentaise outras numerosas culturas. Embora ocorra em várias regiões do mundo, causaproblemas mais sérios em regiões tropicais e subtropicais. A antracnose ocorre em folhas,pecíolos, haste, botões florais e frutos. Provoca o aparecimento de várias manchas brancas com anéis vermelho-escuro. Essasmanchas tornam-se amarronzadas. Das manchas formam-se buracos e as folhas caem. A seguirapresentamos os sintomas característicos de antracnose em folha de heliconia (Fig. 1, 2, 3 e 4). Os sintomas diferem nas diferentes espécies, mas são bem semelhantes. Genericamentenas folhas e brácteas, causam manchas encharcadas, inicialmente pequenas, de coloração escurae deprimida, de forma circular ou elíptica, geralmente circundada por um halo amarelo, podendocoalescer e ocupar grandes áreas do tecido afetado. No bastão do imperador (Etlingera elatior)causa lesões nas brácteas florais, iniciando com pequenas manchas escuras evoluindo parauma podridão encharcada e posteriormente necrose. Em Heliconia rostrata, os sintomas iniciampor pequenos pontos escuros nas brácteas, que vão coalescendo até necrosar toda a inflorescência.Em Heliconia psittacorum – cv Golden Torch, o fungo causa pequenas manchas vermelho-alaranjado circundadas por um halo amarelo com uma depressão mais clara no centro (Fig. 1 e2). Em antúrio os sintomas nas brácteas são idênticos aos descritos para o bastão do imperador(Fig.3 e 4), enquanto nas folhas são observados os sintomas descritos para a Helicônia rostControle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 146p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 1. Manchas características de Antracnose em Helicônia. Fig. 2. Sintoma de Antracnose em Heliconia psittacorum cv Golden Torch. Fotos: Alonso da Mota Lamas Fig. 3. Sintoma de Antracnose em Bastão do Imperador. Fig. 4. Sintoma de Antracnose em Antúrio.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 147p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O agente da antracnose em flores tropicais é Colletotrichum gloesporioides. Ofungo necessita de água livre para que ocorra a germinação e infecção, sendo a faixa detemperatura entre 22º a 27º C a ideal para o desenvolvimento deste fungo, que podepermanecer latente nas plantas, desenvolvendo apenas quando as condições detemperatura e umidade forem favoráveis. Altas temperaturas e umidade favorecem aocorrência de antacnose, assim como adensamento de cultivo e estresse nutricional.Também os insetos, animais e o próprio homem podem disseminar os conídios na cultura.O ataque é mais severo em épocas úmidas de temperaturas em torno de 25º C afetavarias espécies de flores tropicais, desenvolvendo-se em qualquer parte da planta,reduzindo a produtividade e ou desvalorizando as flores para comercialização.Manchas foliaresMancha de Bipolaris: Bipolaris incurvata Algumas espécies de Bipolaris podem causar doença em heliconia, sendo a B.incurvata a mais comum causando a queima ou a requeima em folhas de heliconias devárias espécies e cultivares. No caso particular da Heliconia carthacea cv Sexy Pink, asfolhas em cartucho, quando atacadas por este patógeno não abrem (Fig. 5) e o ataquenas brácteas das inflorescências provoca danos e perdas na comercialização (Fig. 6). Fig. 5. Sintoma de Bipolaris em Heliconia chartacea cv Sexy Pink. Fotos: Alonso da Mota Lamas Fig. 6. Sintoma de Bipolaris em inflorescência de Heliconia chartacea cv sexy ink.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 148p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O vento e a água de chuva e/ou da irrigação por aspersão convencionalcontribuem para a disseminação desta doença.Mancha de Glomerella: Glomerella cingulata Esta doença afeta em especial plantas do grupo Maranthaceae, em especial asfolhas de Calathea crotalifera (cascavel) e Calathea burle-marx (cristal). Os sintomas iniciais caracterizam por pequenas pontuações cloróticas queevoluem formando manchas ovaladas pardo-avermelhadas envolvidas por um haloamarelado e a maior concentração de manchas verificam-se próximo aos bordos dasfolhas, formando grandes áreas necrosadas. O agente causal é o fungo Glomerella cingulata, que para seu desenvolvimentotemperaturas médias de 25ºC e umidade relativa acima de 90% favorecem odesenvolvimento da doença. A disseminação ocorre pela água de chuva, ventos, insetose mudas infectadas.Mancha de Curvularia: Curvularia lunata Os sintomas são manchas de coloração marrom-escuras que medem de 2-3 mmde diâmetro, em média, com formato circular, freqüentemente com uma depressão naparte central e é circundada por um halo amarelo. Em Heliconia rostrata podemos observaresta ocorrência que se inicia na inflorescência e com o desenvolvimento passam para asfolhas formado áreas necrosadas e os bordos das folhas tornam-se fendilhados (Fig. 7).Esta doença pode atacar pecíolos e ramos, incidindo sobre plantas jovens contribuempara um quadro típico de nanismo em face de severidade do ataque. Foto: Alonso da Mota Lamas Fig. 7. Sintoma de Curvulária em Heliconia collinciana.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 149p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFerrugem do Antúrio e Heliconia – Uredo anturii e Uredo heliconiae A ferrugem do antúrio é causada pelo patógeno Uredo anturii e ataca com maiorfreqüência nos períodos de baixa temperatura e alta umidade relativa. As perdas causadas poresta doença são consideráveis nos casos em que há condições favoráveis a sua ocorrência.Os sintomas são observados nas brácteas e nas folhas, inicialmente são manchas pequenas,0,5 a 1,0 cm, de coloração amarelada, na face superior. Na face inferior observam-se pústulasrecobertas por uma massa de uredosporos de coloração amarelo-intenso ou amarelo-alaranjado.Estas lesões podem chegar até 2 cm de diâmetro. O ataque severo causa amarelecimento eseca das folhas afetadas, que caem precocemente. Freqüentemente as folhas e brácteas maisvelhas são afetadas primeiro, e em poucos dias toda folhagem pode ficar coberta de pústulas. O fungo U. anturii é encontrado com freqüência em plantas do gênero Anthurium, queataca com maior incidência em períodos de alta umidade relativa e temperaturas entre 19ºC -21ºC. É um fungo altamente destrutivo, podendo contribuir para importantes danos econômicos. A ferrugem das helicônias é causada pelo fungo Uredo heliconiae, e segundoCoelho (2004), é encontrado comumente encontrada nos híbridos de H. psittacorum cvs.:Golden Torch, Red Torch, Adrian e em H. nickeriensis. Esta doença ocorre mais emplantas sob estresses hídrico e nutricional, além do adensamento no cultivo.Podridão de raízes e rizomas As podridões de raízes e rizomas estão associadas, principalmente aos fungosRhizoctonia solani e Fusarium oxysporrum f. sp. Cubense os quais afetam bastão doimperador, alpinia e heliconia. Os sintomas causados por Rhizoctonia solani são caracterizados como podridãodo rizoma que se inicia próximo a base do rizoma, estendendo-se em direção aopseudocaule. A podridão no inicio é castanha-clara, de aspecto aquoso, tornando-secastanho-escura e em seguida enegrecida. Com a evolução da doença os sintomasaparecem na parte aérea provocando murcha e deficiência nutricional. Plantasseveramente atacadas, amarelecem, secam os bordos da folha e tombam. Temperatura moderada a alta e umidade do ar e do solo elevada favorecem odesenvolvimento da doença. Os principais meios de disseminação são as mudasinfectadas, água de superfície e implementos agrícolas. O fungo Fusarium oxysporum f. sp. cubense se constitui importante patógenoem cultivo de heliconia, causando podridão de raízes, de rizomas e murcha vascular(Fig. 8). Os sintomas da doença são o amarelecimento e seca progressiva das folhas.Solos ácidos, mal drenados e infestados por nematóides são fatores que contribuempara a severidade desta doença. Plantas sob estresse hídrico e nutricional são maispredispostas ao ataque da doença.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 150p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Alonso da Mota Lamas Fig. 8. Fusarium oxysporum f. sp. cubense em Heliconia psittacorum cv Fire Opal (Alan Carle). Fusarium oxisporium f. sp. cubense apresenta quatro raças distintas que afetamem especial o cultivo de bananeira. A raça 3 é específica para heliconia e este fungopode sobreviver por muitos anos no solo ou em restos de cultura e pode ser disseminadopor implementos agrícolas, água de irrigação e mudas contaminadas.Manejo de doenças causadas por fungos O manejo consiste como já foi descrito anteriormente na adoção de diversasmedidas, que mantenham as doenças sob níveis toleráveis, sem prejudicar o homem, osanimais, as plantas e o ambiente.Manejo de manchas foliares e antracnose Métodos culturais: Utilização de mudas sadias, remoção e destruição de restosde cultura, espaçamento adequado (evitar adensamento); adubação equilibrada, corte dasflores “passadas” para corte; uso de adubação foliar com biofertilizantes líquidos (microgeo,supermagro, biopirol, entre outros). Métodos genéticos: Uso de espécies ou cultivares resistentes e indução aresistência. Ex. Heliconia bihai cv. Lobster Clay One e bastão do imperador - Etlingera elatiorcv Porcelana, são resistentes à antracnose nas brácteas. Indução a resistência por intermédiode uma nutrição adequada, e/ou uso de produtos que induzam a planta a resistência a exemplode: Urina de Vaca – 30 ml / 20 litros de água ou do biofertilizante MICROGEO na dosagem de0,5 – 1,0 litro / 100 litros de solução em aplicação semanal ou quinzenal.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 151p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Métodos químicos: Pulverizações com fungicidas sistêmicos e de contato.Geralmente não necessário quando aplicado os métodos convencionais. Se for necessáriaa utilização desta prática dar preferência a Calda Bordaleza, Calda Sulfocálcica ou CaldaViçosa. Segundo resultados de pesquisa no caso de controle das manchas foliares eantracnose um dos melhores resultados é obtido com produtos à base de mancozeb nadosagem de 2 g/litro de solução com aplicações no intervalo de 21 dias.Manejo das podridões de raízes e rizomas Métodos culturais: Utilização de mudas sadias, eliminação de plantas outouceiras infectadas, remoção e destruição de restos de cultura, evitar danos mecanicos(ferimentos) nas raízes e base do pseudocaule, uso de cobertura morta, correção do pHdo solo, nutrição adequada e equilibrada, promover o arejamento das plantas, evitarexcesso ou estresse hídrico, drenagem do solo e evitar o cultivo de variedades ou cultivaresnotadamente susceptíveis aos patógenos (Heliconia chartaceae cv Sexy Pink e Heliconiapsittacorum cv Fire Opol (Alan Carle) em relação à murcha de Fusarium e Etlingera elatiorcv Porcelana quanto à podridão de Rizoctonia) espaçamento adequado (evitaradensamento). Métodos genéticos: Uso de espécies ou cultivares mais resistentes (Ex.Heliconia bihai cv Lobster Clay One; Heliconia psittacorum cv Sassy, Red Opol, GoldenTorch, Adrian). Indução a resistência – resultados com aplicação de extratos vegetais àbase de alecrim pimenta (4ml/litro) e de Ecolife (2ml/litro) em aplicações semanais ouquinzenais são muito promissores. Métodos químicos: Tratamento das mudas com fungicidas sistêmicos (FosetilAluminio – Aliete na dosagem 2ml/litro) Métodos biológicos: Uso de fungo antagonista Trichoderma sp no tratamentode mudas (produto comercial Trycodermil T110 ou Trichonat na dosagem de 1kg/m³ desubstrato).Doenças causadas por nematóides Nematóides: São animais vermiformes “parentes” das lombrigas, sendo a maioriadas espécies encontradas na água e no solo, se alimentado de fungos, bactérias, algas,protozoários e outros animais microscópios, inclusive nematóides. As plantas cultivadassão afetadas por centenas de espécies de nematóides. Os nematóides fitopatogênicos(causadores de doenças em plantas) são de dimensões microscópicas. As plantasafetadas apresentam raízes grossas e cheias de fendas. Num ataque intenso, provocama morte do sistema radicular e, consequentemente, da planta. Quanto ao tipo deparasitismo, os fitonematóides são classificados segundo Coelho (2004) em:Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 152p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas • Endoparasitas sedentários – penetram nas raízes em não retornam ao solo.Ex. Meloidogyne spp. • Endoparasitas migradores – penetram nas raízes e quando as raízes iniciamdecomposição, retornam ao solo. Ex. Rhadopholus similis. • Ectoparasitas – não penetram nas raízes, introduzem o estilete nas célulasdo tecido meristemático. Ex. Xiphinema sp. A reprodução dos nematóides pode ser sexuada ou partenogenética. Sobcondições favoráveis o ciclo de vida os fitonematóides completam seu ciclo de ovo a ovoem duas a quatro semanas. A maioria da população encontra-se próxima à sona deraízes, a uma profundidade de 15 a 30 cm do solo (COELHO, 2004). As doenças causadas por nematóides, em floricultura tropical, afetam o sistemaradicular, predispondo a planta ao ataque de outros agentes fitopatogênicos. As fitonematosesse constituem o principal problema no cultivo de flores tropicais, tendo ocorrência comum naquase totalidade das espécies. Algumas plantas dão sinais em sua parte aérea, mostrandosintomas do ataque de nematóides: as alpínias, por exemplo, podem apresentar murchamentodas folhas, e sinais de secamento e ou quebradiças, nas folhas mais velhas.Principais fitonematosesMeloidoginose Plantas infectadas por Meloigogyne sp exibem sintomas de amarelecimento defolhas, murcha nas horas mais quentes do dia, nanismo, queima das folhas mais velhase formação de galhas nas raízes com entumescimento nas extremidades (Fig. 9 e 10). A disseminação é feita por mudas infectadas, solo aderido a rizomas eimplementos agrícolas, e água de irrigação ou chuva.Helicotilencose Os nematóides do gênero Helicotylenchus são comumente encontrados narizosfera, comportando-se como ectoparasitos ou endoparasitos migradores. Quandomortos, observados em microscópio estereoscópio, assume a forma de espiral mais oumenos fechada. A maioria das setenta espécies de Helicontylenchus é parasita de plantas.Este nematóide causa pequenas lesões acastanhadas nas raízes e se ampliam à medidaque o ataque sedimenta, formando superfícies necrosadas extensas. Podridões de raízes são observadas quando ocorre infestação secundária porfungos e/ou bactérias. Plantas infectadas por Helicontylenchus o sistema radicular é reduzidocom o ataque e na parte aérea as plantas exibem redução no crescimento, amarelecimento,murcha nas horas mais quentes do dia e sintomas de deficiência nutricional.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 153p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fotos: Alonso da Mota Lamas Fig 9 e 10. Sintoma de Meloidogyne sp. em Heliconia psittacorum cv. golden torch. A disseminação desses nematóides é feita, principalmente por mudas infectadase implemento agrícolas.Nematóide cavernícola Plantas infectadas por Radopholus similis tombam pela ação do vento, por causada ação do nematóide nas raízes, que prejudica a absorção de nutrientes e sustentaçõesda mesma. As raízes apresentam cavidades necrosadas e apodrecidas. Redução notamanho das folhas e requeima dos bordos das folhas mais velhas podem ser observadasquando da interação entre nematóide e outros patógenos do solo. A disseminação é feita por mudas infectadas, implementos agrícolas e água dechuva ou irrigação.Xifinematose Plantas infectadas por Xiphinema sp. apresentam na parte aérea,subdesenvolvimento, amarelecimento e sintomas de deficiência nutricional. Pode ocorreruma associação com fungos e/ou bactérias, causando a podridão das raízes. Os sintomas causados por Xiphinema sp. são entumescimento nas extremidadesdas raízes, semelhante às galhas de Meloidogyne sp. em monocotiledôneas, e excessivaquantidade de raízes secundárias. As espécies de Xiphinema sp. parasitas de plantassão transmissoras de fitovírus. A disseminação é feita por mudas infectadas, implementos agrícolas e água dechuva ou irrigação.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 154p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasManejo das fitonematoses O manejo das fitonematoses visa a reduzir a população desses fitopatógenos eaumentar a resistência do hospedeiroControle preventivo • Utilização de mudas sadias produzidas em substratos esterilizados. • Material de propagação deve ser selecionado, limpo e esterilizado,superficialmente, com solução de hipoclorito a 1%. • Cultivo em campos não infectados com nematóides. • Eliminação de plantas ou touceiras infectadas. • Evitar o acesso de pessoas e animais em áreas infestadas. • Uso de cobertura morta. • Correção do pH do solo. • Nutrição adequada e equilibrada. • Evitar o estresse hídrico e nutricional. • Aumento da adubação orgânica (esterco ou composto orgânico) – preferenciaa tortas de nim e/ou mamona. • Revolvimento do solo e promover a solarização do mesmo. • Uso de plantas antagônicas (rotação de cultura com plantas armadilhas –Mococa, crotalaria, tagetes.Controle curativo • Remoção e queima das touceiras infestadas. • Evitar o estresse hídrico e/ou nutricional. • Limpeza de máquinas e equipamentos. • Uso de pedilúvio e rodoluvio para acesso a propriedade e/ou ao plantio. • Evitar plantios consecutivos com culturas suscetíveis.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 155p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas • Aumento da matéria orgânica – O uso de bagaço de cana novo contribui para o controle de nematóides, pois o bagaço de cana contém furfuraldeido. O uso de 5 kg de esterco bovino curtido + 1 kg de calcário por cova reduz em até 48% a população de nematóide. Cama de aviário na dosagem de 60 g/ kg de solo também contribui no controle de nematóides. O uso de biofertilizantes, a exemplo do Agrobio-Vairo tem mostrado resultados muito bons. Também o uso do Microgeo em ferti-irrigaçao apresenta resultados positivos no controle de nematóides. • Uso de plantas antagônicas [cravo de defunto (tagete), crotalaria, mucurna, leucena, manoma, nim, etc.] (Fig. 11). • Aplicação de extratos vegetais.Foto: Alonso da Mota Lamas Fig. 11. Uso de Plantas Antagônicas (Tagetes) visando o controle de nematóide. Manipueira: 1 litro do produto em igual volume de água para 6 litros de solo infestado, deixar o solo em repouso por 8 dias, depois revolver o solo e plantar a muda). Nim: Folhas e ramos finos verdes picados - 1250 gramas para 100 litros de água. Deixar repousar a mistura durante 12 horas, no mínimo, coar e aplicar no solo/ pulverizar imediatamente. Sementes moídas: 1,5 a 3 Kg para 100 litros de água. Deixar repousar por 12 horas, coar e aplicar no solo. Óleo das sementes: Utilizar 250 a 500 ml em 100 litros de água e aplicar no solo. • Revolvimento do solo e promover a solarização. Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 156 p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas • Aplicação de nematicidas fumigantes (medida extrema). Caso seja esta aopção, antes de aplicar algum produto é necessário que se faça uma análise da populaçãode nematóide no solo.Doenças causadas por bactérias As bactérias fitopatogênicas são organismos procariontes, unicelulares, cujomaterial genético (DNA) não é envolvido por membrana formando núcleo, reproduzindopor fissão binária e proporções geométricas. As fitobactérias penetram nas plantas atravésde aberturas naturais (estômatos, lenticelas e hidatódios) e ferimentos, sendodisseminadas, principalmente, por materiais vegetais infectados (mudas, sementes, grutos,flores, tubérculos, etc.) implementos agrícolas, chuva, vento, insetos, e águas de superfície.Os sintomas causados pelas fitobactérias variam bastante, podendo ocorrer sob a formade manchas foliares, requeima, podridões moles, murchas, galhas no caule, sarna ecancros. Cerca de 100 espécies de bactérias causam doenças em plantas, sendoconsiderados mais importantes os gêneros: Pseudomonas, Ralstonia, Xantomonas,Agrobacterium, Strptomyces, Erwinia e Xylella causando danos à cerca de 53 famíliasbotânicas. Em floricultura tropical, até o momento, apenas a murcha bacteriana causadapela Raça 2 de Ralstonia solanacearum foi assinalada em Pernambuco, afetando diversasheliconias. A murcha bacteriana em heliconia é semelhante ao observado no Moko daBananeira: plantas adultas apresentam amarelecimento nas folhas centrais, progredindopara a murcha e seca da planta. Escurecimento na parte central do pseudocaule erizoma podem ser observados, que cortados transversalmente evidenciam exsudaçãobacteriana. A descoloração vascular não atinge a parte superior do pseudocaule. Nasbrotações, as folhas ainda enroladas apresentam deformação, amarelecimento enecrose que impedem o desenvolvimento. Ataques severos podem levar a planta amorte. A bactéria possui uma elevada gama de hospedeiros alternativos que podemprolongar a sobrevivência no campo. A penetração ocorre através de ferimentos nasraízes provocados por nematóides, insetos, implementos e rachaduras naturais, e nopseudocaule, por ocasião da colheita com instrumentos contaminados. Sua disseminação é por meio de mudas infectadas, água de superfície do solo eimplementos agrícolas.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 157p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasManejo da murcha bacteriana As murchas bacterianas em plantas cultivadas somente podem ser controladaspelo uso de medidas preventivas que evitem a introdução e/ou disseminação da bactériana cultura, e de cultivares ou espécies resistentes. Métodos culturais: Utilizar mudas sadias e de qualidade, promover a quarentenade materiais de regiões onde ocorre esta doença; eliminação de touceiras afetadas,mantendo o solo livre de ervas daninhas pela aplicação de herbicidas e evitando-se oplantio de cultivares ou espécies suscetíveis por seis meses a um ano; evitar ferimentosnas raízes durante os tratos culturais; desinfestação de implementos utilizados nos tratosculturais ou em colheita com solução de formol a 10% ou água sanitária na proporção de1:3; promover a redução de nematóides por meio de métodos alternativos (adubaçãoorgânica, culturas armadilha, uso de manipueira e uso do nim); fazer drenagem do solo. Métodos genéticos: Utilização de cultivares ou espécies resistentes.Doenças causadas por vírus Os vírus são nucleoproteínas capazes de multiplicar nas células vivas e causardoenças no homem, animais, plantas e microorganismos. Aproximadamente 600 espéciesde vírus causam doenças em plantas. A partir de uma planta infectada, os fitovírus pode ser transmitidos de várias formas,destacando-se aquelas dependentes de insetos (pulgões, cigarrinhas, e moscas brancas)partes propagativas (mudas, sementes, hastes caulinares, folhas, rizomas), nematóides, ácarose transmissão mecânica por meios de instrumentos usados na colheita e nos tratos culturais. Existem diversos tipos de viroses. As plantas apresentam estrias amarelas nasfolhas, deformações, envassouramentos, reduções do crescimento e da produção. Emborana maioria das vezes a presença do vírus seja indesejável, em algumas poucas situaçõesesses induzem as plantas a ficarem mais ornamentadas, como é o caso de tulipasvariegadas. Tulipas infectadas pelo Tulip breaking vírus apresentam flores com quebrasde cores (variegadas), que no século XVII eram consideradas dotes de altíssimo valor,pois um bulbo custava 4 toneladas de trigo ou 4 bois. Atualmente, a variegação dastulipas é de origem genética. Outras plantas ornamentais quando infectadas por vírustambém se mostram mais atraentes como Dracaena infectadas por um Rhabdovirus e oAbutilon pelo vírus do mosaico do abutilon. Na floricultura tropical nos estados de Alagoas e Pernambuco foi relatada avirose denominada de faixa clorótica, causada por Rhabdovirus em Tapeinochilosananasseae. As plantas afetadas apresentam nanismo, faixas cloróticas nas folhas,necrose nas extremidades dos ramos e variação e redução no tamanho das inflorescências(Fig. 12).Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 158p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Alonso da Mota Lamas Fig. 12. Sintomas de Rhabdovirus em Tapeinochilos ananasseae. A disseminação desta virose parece está vinculada a mudas e estacas infectadas,porém foi constatada, recentemente, ocorrência de Rhabdovirus em Alpinia purpurata esuspeita em Heliconia rauliniana. O melhor controle desta doença deve fundamentar-se na utilização de mudassadias e eliminação de touceiras infectadas na cultura.Considerações finais A busca por um manejo de pragas e doenças que vise preservar o homem,os animais, as plantas e o meio ambiente tem sido uma constante, assim, apresentoalgumas formulações que são ambientalmente adequadas ao uso na floriculturatropical. A adoção de Métodos Alternativos e Naturais – Orgânico tem comopremissa básica à adoção de um manejo fitossanitário preventivo, e este é conseguidopor meio de tratos culturais adequados e sistemáticos. Uma nutrição adequada comprodutos de origem orgânica ou organo-mineral contribui para um cultivo saudável. Aadoção de praticas simples como podas. Assim, visando à sanidade da exploraçãoda floricultura tropical, sugere-se as podas de limpeza, começando pelas flores“passadas” do ponto de corte, das folhas danificadas e doentes e de uma limpeza nointerior das touceiras. Adotando esta prática o sucesso no controle de doenças epragas ressurgentes se torna efetivo.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 159p.143-160, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Após esta prática cultural indica-se o uso dos seguintes produtos para seremadicionados a 100 litros de água e usados no cultivo: • Bio-Alho 30 ml. • Calda Sulfocálcica – 100 ml. • Óleo de Algodão – 50 ml. • Tricodermil T- 110 ou Trichonat – 200 g. Esta mistura deve ser aplicada regando-se em volta das touceiras, contribuindopara o combate de: cochonilhas, trips, formigas, moca branca, fusarium, phitium, curvulária,antracnose, entre outras. Os produtos apresentados são excelentes defensivos e de uso aprovado como“orgânico ou natural”. A aplicação deve ser sistemática e programada – para o TrichodermilT110 ou Trichonat o período deve ser de 30 em 30 dias, e os demais alternados uma veza cada 20 dias. No decorrer deste trabalho outras associações de produtos foram apresentadas. Poderíamos discorrer mais sobre o assunto, mas fica por aqui nossa contribuiçãoa que a Floricultura Tropical Brasileira tenha em mente o uso de práticas adequadas,pois o desenvolvimento harmônico deste agronegócio deve ter a produtividade comoindicador de gestão, a preservação do meio ambiente como meta e o homem comoprotagonista disto tudo.ReferênciasLAMAS, A M. Curso técnicas de cultivo e manejo de flores, folhagens e plantasornamentais tropicais. Fortaleza, 2006. 103p. Apostila do Curso realizado no FRUTALFortaleza, CE, set.2006.LAMAS, A M. Curso fitossanidade: pragas e doenças em floricultura tropical e alternativasde controle natural. Teresina, 2006. Apresentação no SEBRAE, PI, mar. 2006.AMORIM, E.P.R. Curso de ADR’s: fitossanidade das plantas ornamentais tropicais.Maceió, 2005. 35p. Apostila UFAL.CCA: SEBRAE, AL, Maceió, AL, maio 2005.COELHO, R. S. B. Curso de doenças e pragas de plantas ornamentais tropicais.Maceió, 2004. 30p. Apostila Convênio MAPA: Sagre, Al, Maceió, AL, jul.2004.Controle de Pragas e Doenças em Floricultura Tropical Capítulo 8 160p.143-160, 2007.
    • Capítulo 9 Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Lourenço Zarzar Correa de MeloCrisântemoFisiologia O crisântemo (dendratema glaudiflora) pertence à família das compostas que se caracterizam por ter uma inflorescência (chamada botão) constituída por muitas flores pequenas inseridas num receptáculo. Sãoplantas de dias curtos, ou seja, precisam de fotoperiodicidade negativa (noites longas)para estimular a formação e desenvolvimento dos botões. Em dias longos, os crisântemos também formarão botões após um tempo,variando de acordo com a variedade. Em alguns casos, após 20 folhas; em outros podemser necessários até 40 folhas, porém estes botões não se desenvolverão satisfatoriamente,mas sim produzindo brotações laterais. O cultivo programado de crisântemo está baseado na criação artificial de luzdiurna e escuridão noturna, com finalidade de corrigir o comprimento do dia e influenciaro estado vegetativo e generativo. O florescimento é estimulado mediante um pigmento chamado fitocromo. Estepigmento é sensível à luz e encontra-se em duas formas: uma delas estimula a vegetação,a outra a formação de hormônios, que por sua vez geram os botões. Em folhas jovens, estas duas formas são reversíveis, ou seja, podem variarsuas funções. em folhas mais velhas, a forma generativa deixa de ser reversível, é porisso que muitas folhas velhas podem deixar de determinar o desenvolvimento de botões;quanto mais velha a planta, mais rapidamente se forma o botão central. No estado vegetativo (formação das folhas) o meristema apical domina aformação das folhas. Para se obter uma planta que seja suficientemente comprida, antesdo estímulo (corte da luz e início do escurecimento), é preciso que já tenha formado umcerto número de folhas, caso estas sejam insuficientes, serão formadas plantas curtas efracas.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas No estado generativo (geração dos botões), os meristemas laterais dominam,passando a desenvolverem-se a partir da posição mais alta. A troca do meristema doestado vegetativo para o generativo ocorre em até dois dias após o estímulo. Para se estabelecer um plantio comercial de crisântemos é preciso um controlesobre as duas fases da cultura: Fase Vegetativa e Fase Generativa.Instruções para o cultivoSolo e pH O solo, preferencialmente, deve ser areno-argiloso, com boa drenagem eporosidade. O pH do solo deve situar-se entre 6,2 e 6,5. Caso necessário, poderá facilmenteser corrigido.Clima- Temperatura A faixa de temperatura ideal para o cultivo do crisântemo situa-se entre 18ºC e25ºC. A faixa de tolerância situa-se entre 3ºC e 36ºC, fora dessa faixa os danos podemser irreversíveis. A temperatura noturna influencia na floração. Na maioria das variedades, atemperatura noturna de 20ºC é ideal para o florescimento.- Umidade A umidade no solo deve estar sempre na capacidade do campo, em razão danecessidade hídrica da planta e a sensibilidade à salinidade provocada pelo ressecamentodo mesmo. A umidade do ar também não deve ficar acima de 90% por muito tempo, poderáacarretar o aparecimento de doenças.- Ventos O plantio de crisântemo deve ser protegido dos ventos que causam danos nasfolhas e ressecamento do solo.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 162p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O uso de quebra-ventos ao redor das estufas é recomendável. Caso não existenaturalmente esta proteção, ela poderá ser feita com telas de sombreamento em voltadas estufas. Os ventos podem também danificar as estufas (principalmente as de madeira) erasgar o plástico.Água-irrigação É uma cultura exigente em água, como toda cultura herbácea. A prática dairrigação no crisântemo é tão importante que alguns produtores utilizam dois sistemaspara uma mesma área, revezando o sistema de acordo com a fase da cultura. De forma simplória, podemos dizer que o solo deve estar sempre úmido, nuncaencharcado, e as plantas, preferencialmente secas. Dependendo do tamanho da área, pode-se optar por aspersão com gotejo;aspersão com mangueira e chuvisco e só mangueira com chuvisco. Algumas vantagensoferecidas pelo gotejamento devem ser ressaltadas para quem quer produzir flores comqualidade: • Possibilidade de fazer fertirrigação, economizando adubo e mão-de-obra edistribuindo melhor os fertilizantes. • Menos umidade nas plantas, diminuindo incidência de doenças. • Quanto à qualidade da água, o mais importante é que tenha baixa concentraçãode sais e o E.C. (condutividade elétrica) que deve ser o mais baixo possível,preferencialmente 0,03 mS/cm. O pH deve estar entre 6,5 e 7,0Adubação O crisântemo é uma cultura exigente em nutrientes. Por isto, a prática daadubação é uma das que mais atenção requer do produtor. O crisântemo é exigente, principalmente, em Nitrogênio (fase vegetativa) ePotássio (fase generativa), seguidas por cálcio, fósforo e magnésio, embora todos osnutrientes sejam necessários para se obter uma planta saudável e bem desenvolvida. Acorreção do solo é importante não só para elevar o pH, mas também como adubação, emvirtude da forte demanda da cultura por cálcio e magnésio. Os micronutrientes também são muito importantes para o crisântemo. A adubaçãoorgânica é a grande fonte de micronutrientes, no caso de apresentarem-se sintomas dedeficiência, pode-se corrigir com adubações foliares.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 163p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Outro fator de nutrição muito importante é a relação entre os nutrientes no solo,principalmente entre cálcio, magnésio, nitrogênio e potássio. Esses elementos devem-semanter nas faixas de normalidade, sob pena de ocorrer desequilíbrio nutricional da planta(maior absorção de um em detrimento de outro). Temos que observar em cada caso o tipo de solo (estrutura, textura, fertilidade,etc.). A primeira providência é uma análise do solo completa. A partir da análise, com adevida recomendação, faz-se correção e adubação de fundação que se fizeremnecessárias. As adubações de coberturas poderão ser feitas de três formas: • A lanço, adubo granulado (fórmula). • Fertirrigação, via água de irrigação, adubo diluído. • Adubação foliarLuz artificial (iluminação) na fase vegetativa Durante as horas diurnas, as plantas desenvolvem por meio das folhas, umtrabalho de assimilação e formação de matérias primas para o florescimento. No decorrerdas horas seguintes, se a noite durar o suficiente, tais materiais podem transforma-se emhormônios de florescimento. Geralmente, a transformação ocorre depois de 5 a 6 horasde escuro. Iluminando as plantas ao fim de 5 horas de escuro pode bloquear-se estatransformação, demorando assim a formação de botões. A luz de lâmpadasincandescentes produz um espectro com ampla faixa ultravioleta. Esta faixa ultravioletaexerce uma influência especial na síntese dos hormônios, as referidas lâmpadas além deserem mais econômicas adaptam-se perfeitamente à regulagem da floração doscrisântemos. A iluminação pode ser feita de várias maneiras, por exemplo: a base de umcerto número de horas contínuas ou por intermédio de uma quantidade de luz repetidapor meio de ciclos determinados. A disposição das “gambiarras” nas estufas deve ser feita de forma que umalinha de lâmpadas ilumine dois canteiros. As lâmpadas de 100 W devem distanciar-seem 1,60 m e 2,00 metros de altura dos canteiros. A luminosidade desejada é de 100.000lux, que pode ser medido por um aparelho apropriado. É importante que se ressalte que a iluminação artificial é realizada para simulardias longos; condição necessária na fase vegetativa, para que a planta se desenvolvasem emitir botões.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 164p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Na fase vegetativa, os dias devem ter 14 a 15 horas de luz. No nordeste, tem-semais ou menos 12 horas de luz de inverno a verão, portanto é necessário 4 horas pornoite, de luz artificial. O período de dias longos varia de 3 a 4 semanas, dependendo da variedade eépoca do ano. Algumas variedades necessitam de um período maior de luz para ao finaldo ciclo atingirem o mesmo tamanho que as outras.Escurecimento na fase generativa O escurecimento é a prática de indução ao florescimento. Sem o escurecimentoartificial com plástico preto, as plantas irão florescer desuniformes e tardiamente. Emregiões onde, no inverno, as noites têm 13 horas ou mais, o escurecimento pode serdispensado sem prejuízo de qualidade. O escurecimento inicia-se no dia seguinte ao fim da iluminação, ou seja, quandoa planta termina a FASE VEGETATIVA (de crescimento) imediatamente inicia-se a FASEGENERATIVA (de florescimento). O escurecimento deverá se repetir diariamente até ofinal do ciclo (colheita). O plástico preto deverá ser colocado por sobre arames, cobrindotodos os canteiros da estufa, inclusive lateralmente, para que o escurecimento seja total.Uso da rede de condução O uso da rede de condução, ou sustentação é imprescindível no cultivo decrisântemo. Sua função é evitar que as plantas tombem, mantendo-as eretas. A rede de condução assemelha-se a uma rede de voley-ball, o espaço entre ascélulas na malha é de 15 cm. Existem diversos modelos de rede: nylon, arame combambu e até importadas com tratamento contra raios U.V. As mais usadas são as denylon, com sete ou oito células de largura, o que permite um canteiro de 1,0 a 1,20 m.Densidade do plantio O espaçamento entre as plantas no canteiro varia muito, dependendo davariedade, sistema de cultivo, declividade, tamanho da área, etc. Plantas que apresentamfolhas grandes (Ex.: Lammet Bright e Calábria) devem ficar mais espaçados e variedadesque apresentam folhas pequenas ( Ex: Pinóquio e Vicking) podem ser mais adensadas.Não existe uma fórmula-padrão, devendo o produtor, observar qual o melhor espaçamentono seu plantio e com suas variedades. Uma prática recomendada consiste em deixar afileira do meio sem plantar para permitir um maior arejamento e entrada de defensivos.Uma boa densidade de plantio para as nossas condições de cultivo situa-se entre 70 e 80plantas por m².Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 165p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Uma prática muito utilizada pelos produtores é plantar duas mudas por célula damalha, alternando com uma; consegue-se assim, uma melhor distribuição das mudas naárea.Podas São feitos dois tipos de podas no crisântemo de corte: o desbrote lateral e aremoção de botões. Todas as duas práticas demandam muita mão-de-obra.- Desbrota lateral Consiste em retirar as brotações laterais que vão dar flores abaixo do cacho.Em geral, ficam apenas duas ou três brotações abaixo da apical. Isto é feito para oscrisântemos que são vendidos em maços. No caso das variedades tipo “bola”, que sãovendidos em dúzias, são retiradas todas as brotações laterais, deixando penas o botãocentral, cada haste, portanto dará uma flor.- Remoção dos botões A remoção dos botões é feita para se controlar o número, o tamanho das floresno cacho e a uniformidade de abertura desses botões. Por causa da dominância apical do crisântemo, o primeiro botão sempre abreprimeiro que os demais. Para evitar essa desuniformidade na floração, retiramos o botãoapical assim que ele pode ser destacado (começa a mostrar a cor). Ao contrário destas,na variedade tipo “bola”, são removidos todas brotações e botões, deixando apenas obotão central (apical) que dará uma única flor, bem maior que as demais.Pragas e doenças- DoençasFungos • PUCCINIA HORIANA (Ferrugem branca) A Ferrugem branca é a doença mais importante do crisântemo. É de difícil controleem condições de alta umidade e temperaturas abaixo de 20°C. O controle da disseminaçãose faz com um bom monitoramento: Retirada de folhas contaminadas, irrigação localizada,transito de funcionários, etc. Quando o fungo está disseminado e as condições estãofavoráveis, faz-se necessário o controle químico. • RIZOCTONIAManejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 166p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Sua incidência limita-se aos primeros días Amós o transplante. Tem crescido ouso de Trichoderma sp . É preciso observar o uso correto para obter resultados. • BOTRYTIS CINEREA Doença pouco importante para o crisântemo. Algumas variedades sensíveis nãosão cultivadas no período de alta umidade com forma de fugir da incidência. • PYTHIUN Está relacionada às condições de umidade do solo e à vulnerabilidade da planta.Sua infecção ocorre logo após o transplante. Controlado por Trichoderma sp. • FUSARIUM SP E VERTICILIUM SP Presente em quase todos solos cultivados. Deve-se monitorar o pH, a água eevitar ferimentos nas plantas transplantadas. O Thricoderma sp. Também está sendoutilizado para controlar Fusarium. • SEPTORIA SP Presente apenas quando há água livre na planta. Comum em cabeceiras deestufas. O melhor controle é manter a planta seca nos períodos úmidos.Bactérias • PSEUDOMONAS CICHORII E MARGINALIS Observar a procedência das mudas, cuidado com água em excesso no plantio.Eliminar plantas doentes e manter o ambiente limpo. • ERWINIA Tem uma maior incidência quando há excesso de nitrogênio livre no solo. Danosnas plantas são a porta de entrada para essa bactéria. Cuidados no preparo da área,adubação e transplante das mudas evitam a contaminação. • AGROBACTERIUM Mesmo procedimento com relação a Pseudomonas.Vírus • VIROSESManejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 167p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas São conhecidos sete tipos diferentes de vírus que causam problemas noscrisântemos. São normalmente, transmitidos por insetos, principalmente trips e pulgões.Podem provocar raquitismo, estiolamento, desuniformidade do stand. Aparecem nervurasnecróticas próximas ao ponto de inoculação do vírus. Mudas provenientes de matrizeirosrelapsos podem vir contaminadas.- Pragas • THRIPS CALIFORNIANO E PALMI O controle de tripes pode ser feito de diversas formas. O uso de extrato de alhoafugenta o tripes da cultura. Faixa adesiva na cor azul também é um ótimo meio decontrole mecânico, reduzindo sua população. No caso de plantios em estufas, pode-seutilizar um plástico antivírus que filtra a cor azul desorientando o inseto. O uso do fungoMetarhizium anisopliae também tem eficiência em algumas espécies de tripes. Iniciar ocontrole preventivo no período quente do ano. • AFÍDEOS (pulgões) Presente quando há desequilíbrio nutricional nas plantas (excesso de nitrogênio).Os métodos de controle são: Faixas adesivas amarelas, inoculação de Metarhiziumanisopliae. O controle químico deve ocorrer nos ataques severos. • LIRIOMYZA HUIDOBRENSIS (bicho-mineiro) Praga sempre presente, pois possui muitos hospedeiros na natureza. O maisutilizado é o controle químico, mas recentemente, alguns produtores estão utilizando umaspirador de insetos. Passando duas vezes por semana, tem a finalidade de controlar apopulação de adultos. É útil também para controlar a mosca branca. As faixas adesivasamarelas também são utilizadas. • ÁCAROS O controle químico ainda é o mais utilizado, embora alguns produtores já adotemo controle mecânico com jatos d’ água para derrubar os ácaros. O uso do fungo Beauveriabassiana ocorre no verão, quando não há pulverizações com fungicidas para controle daferrugem branca. • NEMATÓIDES Com a proibição do Brometo de Metila, a única alternativa efetiva é o uso devapor. Alguns produtos orgânicos como a manipuera, estão sendo testados sem muitaefetividade na produção de crisântemos. • LAGARTASManejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 168p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O ataque sempre ocorre no início do período chuvoso. O controle químico é omais utilizado pela efetividade em curto espaço de tempo. Poderia se fazer uma inoculaçãopreventiva de Beauveria bassiana no período de maior incidência da praga. O uso deóleo de Neem tem sido testado, mas ainda sem resultados expressivos. • MOSCA BRANCA O controle com faixas adesivas (armadilhas) e aspirador (controle mecânico)têm boa efetividade.Ciclo da cultura Para efeito prático, diz-se que o ciclo do crisântemo é de 12 semanas ou 3meses. Na realidade, isto vai depender da variedade em questão. Existem três tipos decrisântemos, com relação ao período de dias curtos que necessitam para florescer: • Precoces - 7 a 9 semanas. • Medianas - 10 a 12 semanas. • Tardias - 13 a 15 semanas. Nas nossas condições climáticas, podemos considerar: • Precoces - 7 semanas. • Medianas - 8 semanas. • Tardias - 9 semanas. Os períodos acima, não se referem ao ciclo da cultura, mas sim do início dosdias curtos (reação) até a colheita. Deve-se somar, portanto, três a quatro semanas, quecorrespondem à fase vegetativa (dias longos). Do plantio até a colheita, o ciclo do crisântemo varia de 10 a 13 semanas namaioria dos casos.Colheita Na colheita é importante que o solo esteja suficientemente úmido, já que asplantas são arrancadas com raiz. No “Packing House”(barracão), forma-se os maçoscom 20 a 30 hastes (de acordo com a variedade) pesando 1,5 Kg. Corta-se a base dahaste após a formação do “bouquet” para que o maço fique uniforme.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 169p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasSolidago ou tangoBotânica e introdução E uma planta originária da América do Norte, da família Compositae. Em seuhabitat natural, o florescimento ocorre ao fim do verão. São plantas herbáceas e perenes.Em plantios comerciais, podem ser cultivados em estufas ou campo aberto, mas é maiscomum em campo aberto. Assim como a gypsophila, tem uma função secundária nosarranjos e decorações, prestando-se bem para “enchimento” de bouquets.Preparo do solo e canteiros O Solidago ou Tango, como é mais conhecido, por ser uma planta perene, requerser plantado em um canteiro bem preparado. Observamos que plantios em solo pesado(argiloso), a compactação se dá rapidamente, por causa da irrigação ou da chuva,prejudicando o desenvolvimento das raízes. Os canteiros podem ter 1,00m ou 1,20m de largura com comprimento variável.Deve-se adicionar matéria orgânica e adubos corretivos para melhorar as condições físicase químicas do solo, a análise do solo e a recomendação de um profissional se faznecessário. O solo deve ser bem destorroado, para não prejudicar o desenvolvimentoinicial das raízes. A altura dos canteiros deve observar a textura do solo, ou seja, tanto mais alto,quanto mais “pesado” seja o solo, para garantir uma boa drenagem. Os sulcos entre oscanteiros devem estar sempre limpos para escoar o excesso da irrigação.Tutoramento Tal qual o Crisântemo e a Boca de Leão, o Solidago precisa de tutoramentopara crescer sobre os canteiros. Isso se dá porque as plantas são cortadas com altura de50 a 90cms, e na maior parte das vezes, a colheita de um lote leva até 10 dias deixandoespaços vazios nos canteiros. Sem a rede as hastes tardias tombariam. As malhas mais usadas são de nylon, embora também possam se usar malhasde aço. Os espaços entre as células de 10 a 15cms. Após o preparo dos canteiros, deve-se esticar a rede ao nível da superfície,antes de plantar. A medida em que as plantas crescem, a rede vai sendo erguida.Plantio As mudas são entregues pelo fornecedor já enraizadas. Deverão ser enterradasapenas as raízes, respeitando-se uma densidade de 30 plantas/m2 de canteiro ou 24plantas/m2 de área total.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 170p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFotoperiodicidade O Solidago é uma planta que responde a alterações no fotoperíodo. Sendo assim,logo após o plantio (ou poda), deve-se iniciar a indução ao crescimento vegetativo, issose faz, iluminando-se artificialmente as plantas à noite com gambiarras de luz, tal qual ocrisântemo, para que as plantas cresçam até uma altura desejável (40 a 50 cms) antesde passar à fase generativa, ou de florescimento. Diferentemente do Crisântemo, oSolidago não é tão sensível a dias curtos para florescer, portanto, após um período quevaria de 5 a 8 semanas (varia de acordo com as condições de luminosidade diurna,temperatura e fertilidade do solo) ao finalizar a iluminação noturna do plantio, as plantasirão florescer, independente da época do ano, sem necessidade de escurecimento artificial. Observamos em campo, que mesmo quando o produtor esquece de finalizar operíodo de iluminação artificial, as plantas florescem. Isto acontece, por que quando asplantas se encontram “maduras” elas estimulam seus hormônios de florescimento. O sistema de iluminação pode ser cíclico, com a utilização de um timer. Aslâmpadas devem estar espaçadas em 2,00 metros uma das outras na mesma linha, e3,20 metros entre as linhas, garantindo 80.000 lux na altura da copa das plantas. Trêshoras por noite é suficiente para garantir o crescimento da planta. No início da colheita, deve-se voltar a iluminar as plantas à noite, isto porque, asplantas colhidas irão iniciar a emissão de novas brotações que precisarão de dias curtospara se manterem vegetativas.Desponta Duas semanas após o plantio, deve-se fazer o “pinch”, ou desponta, que nadamais é que a retirada do ponteiro da muda deixando de 5 a 6 folhas. Esta operaçãoimpede o crescimento em haste única e induz novas brotações que sairão das gemas decada folha remanescente. Cada brotação nova produzirá uma haste floral. A despontapode ser feita com a utilização de tesouras, lâminas ou a própria unha do operador, oimportante é que não machuque a estrutura da planta.Água e irrigação Por ser uma cultura intensiva, se faz necessário a utilização de um sistema deirrigação. Normalmente para o solidago é usado o sistema convencional, ou aspersão.Quando as plantas já estão com mais de 70 cms, os canteiros ficam mais densosdificultando a evaporação. Portanto, é importante irrigar sempre no período da manhã,para que haja tempo suficiente para as plantas secarem.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 171p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Deve-se manter o solo sempre úmido, pois o stress hídrico, pode induzir asplantas ao florescimento precoce, baixando a qualidade e produtividade do lote. O tempode rega vai variar com as condições climáticas e solo.Fertilização Quanto à adubação, é uma cultura de fácil manejo. Responde bem a um programade fertilização convencional, ou seja, após a análise de solo, recomenda-se uma correçãodo solo para atingir um pH em torno de 6,0. As devidas correções são feitas com fósforo,enxofre, magnésio e cálcio, e em cobertura, o mais fracionado possível, faz-se o nitrogênio.Na prática, em razão da densidade de plantio, consegue-se dividir em duas ou três, nomáximo, as adubações de cobertura; Isso quando a adubação é a lanço. Quando se fazuso de gotejamento, pode-se adubar via irrigação e fracionar diariamente os fertilizantes. E uma cultura sensível à salinidade do solo. O ideal é manter entre 0,75 e 1,5mS os níveis de sais no solo. Um bom controle da adubação é fundamental para evitar oacúmulo e salinidade da área. Caso o produtor não disponha de um condutivímetro, deverecorrer trimestralmente a uma análise do solo para monitorar os níveis de sais.Pragas e doenças Como toda cultura exótica, o Solidago é bastante susceptível a pragas e doençastropicais. A principal praga observada entre nós é o ácaro, tanto o rajado quanto o vermelho.O período quente é mais crítico para essa praga. A melhor e mais econômica forma decontrolar essa praga é monitorando semanalmente o plantio. Normalmente o ácaro apareceem reboleiras, alastrando-se para toda área se não for controlado a tempo. Além do ácaro, também são pragas importantes do Solidago: Mosca branca;Vaquinhas e Tripes. A doença mais importante é a ferrugem (Uromyces transversalis). Em condiçõesde alta umidade essa doença se propaga rapidamente, chegando a provocar perda totalde um plantio. Como normalmente os plantios de Tango são a campo, é muito comumobservarmos, no inverno, maços de solidago com os sintomas característicos de “ferrugem”nas folhas e hastes. O controle é feito por pulverizações preventivas com fungicidas decontato, e pulverizações curativas com fungicidas sistêmicos. Deve-se ter cuidado com ouso de triazóis que provocam alterações fisiológicas na planta. As ações de assepsia dasferramentas, o controle de trânsito de pessoas dentro do plantio, o controle da irrigação(uso de gotejamento), também são importantes como forma de controlar a entrada edisseminação da doença. Manter a área limpa de hospedeiros do fungo, bem como evitaros períodos onde às condições climáticas favorecem sua disseminação, como nem sempreé possível, alguns produtores já se utilizam de estufas para cultivo no período chuvoso.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 172p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasColheita e embalagem A colheita acontecerá de 10 a 13 semanas depois de plantado, dependendo dascondições de temperatura e luminosidade; Mais rápido no verão e mais lento no inverno. O ponto de corte é quando as pontas das inflorescências (2cms), estãocompletamente abertas, lembrando que as mesmas abrem de cima para baixo. Nummesmo lote as hastes podem variar até em 10 dias para atingir o ponto ideal de colheita,por isso é importante que nesse período, volte-se a iluminar artificialmente a área paraevitar que as plantas colhidas inicialmente emitam brotações generativas. Quando a colheita de um lote é demasiado longo (por causa da desuniformidade),faz-se necessário após o término da colheita, fazer-se uma poda geral para “igualar” asbrotações novas. As hastes colhidas devem imediatamente ser postas em água para uma boahidratação. Os pacotes são comercializados com 8 hastes ou 300 gramas em embalagensplásticas, embora existam padrões diferentes no mercado. As hastes para comercialização,em tese, deveriam ter mais que 60cms.Poda O pinching é na verdade a primeira poda feita no Solidago. A segunda é a colheita,e a terceira é a poda propriamente dita. Por ser uma cultura perene (semiperene), oTango vai sofrer várias podas (até 5 colheitas) antes de ser descartado o lote. A podanada mais é que o nivelamento das plantas ao nível do solo para estimular um rebrotamentoda base da planta. A poda é feita com tesouras bem afiadas, para evitar o “mastigamento” dashastes. Após essa operação aconselha-se evitar molhar as plantas e fazer umapulverização preventiva com fungicida, para evitar a entrada de patógenos.Raleio O raleio consiste na escolha de 5 a 7 brotações por planta, eliminando-se asdemais. E uma operação opcional, que vai depender de alguns fatores tais como: Exigênciade hastes grossas; Disponibilidade de mão-de-obra e o número de cortes do lote, quantomaior, maiores as brotações e a necessidade de raleio. No raleio, as hastes mais finas devem ser retiradas, e deixadas àquelas com omesmo desenvolvimento, isso garantirá um lote mais uniforme, inclusive reduzindo operíodo de colheita.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 173p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O ponto ideal para fazer o raleio é quando as brotações estão com 15cms decomprimento.GladíoloBotânica e introdução: É uma planta da família da iridáceas, tuberosa, originária da África do Sul eMediterrâneo e muito adaptada a diferentes locais de cultivo. Isto se deve, graças aomelhoramento intensivo que sofreu esta espécie, ao longo dos anos, em busca de novascultivares mais adaptadas, mais resistentes às diferentes enfermidades, mais bonitas,etc.Clima O gladíolo gosta de um clima mais frio (10°C a 25°C), mas suporta bemtemperaturas de até 35ºC desde que seja seco. Quanto à umidade do solo e do ar, épreciso cuidado para que haja uma boa drenagem e cuidados preventivos para evitar oaparecimento de fungos. Muito próximo ao litoral não é bom. Sua semente é um “cormo”,denominado popularmente de “bulbo”.Tamanho do bulbo O tamanho do bulbo é dado pelo perímetro de sua circunferência. Desta forma,há bulbos 6-8;8-10;10-12;12-14;14-16 e 16+. De maneira geral, os bulbos maiores sãomais vigorosos e produzem hastes maiores. No Nordeste, por ter temperaturas médiasmaiores o ano inteiro, os bulbos 12-14 ou maior são os mais recomendados.Solo e adubação Preferencialmente um solo bem solto, uma camada de 25 cm de profundidade.PH em torno de 6,0. Portanto, é bom aplicar calcário de acordo com a análise do solo. Em princípio01 saco de 50 Kg dá para uma área de 15 x 10 m. Isto dará + 3.000 Kg por hectare. Oideal é aplicar 2 meses antes de plantar. O adubo é importante, e deve-se aplicar 7 Kg numa área de 150 m². Isto é, 450 Kgpor hectare, sempre em cobertura, aos 15 e 45 dias de plantado. O ideal é usar umafórmula já ministrada, por exemplo: 20-10-20. Pode-se usar também nitrato de cálcio (1ºadubação).Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 174p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasPlantio Pode-se plantar em canteiros ou em sulcos, com 50 cms de espaçamento entrelinhas e 10 cms entre bulbos. A profundidade ideal é de 5 cms de terra em cima do bulbo (no verão recomenda-se colocar uma camada de palha sobre o solo para evitar calor excessivo). Quando jáestiver com dois palmos de altura, chegar terra no pé da planta, para que ela não virequando soltar a flor. O bulbo deve ser plantado em terra úmida e ser coberto imediatamente, poisnão pode ficar exposto ao sol.Tratos culturais Manter a área limpa, sem ervas daninhas. Irrigar diariamente, mantendo o solo sempre úmido, mas nunca encharcado.Utiliza-se aspersão porque dá uma uniformidade de distribuição da água e diminui atemperatura nas horas mais quentes.Controle de pragas e doenças Dependendo da época do ano, constata-se a presença de lagarta do solo (rosca)e outras da folha, as formigas cortadeiras, bem como o tripes. Devem-se evitar os períodosde maior incidência e fazer rotação com culturas antagônicas. Para evitar doenças de solo, recomenda-se fazer rotação de cultura, evitando-se voltar para áreas com problemas de Fusarium e Sclerotínia por pelo menos dois anos.O controle da umidade do solo também é muito importante, sobretudo no período chuvoso:Canteiros altos, bem drenados permitem um bom arejamento evitando o apodrecimentopor Curvulária, Fusarium e Bacteriose. O pH também deve ser corrigido para valoresacima de 6,0. Inibe o desenvolvimento de Fusarium ajudando na nutrição. Para evitar podridões do bulbo, deve ser feito um banho frio por 15 minutosnuma solução 0,35% de Sportak (350g/100 litros d’ água). Este tratamento deve serdado na véspera do plantio dos bulbos. Por se tratar de um produto tóxico, o trabalhodeve ser acompanhado por um profissional qualificado.A colheita O ponto ideal de colheita é quando a flor estiver ainda fechada, mas que já sepossa ver a cor em 2 a 3 botões.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 175p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Arranca-se a flor com o bulbo e corta-se a parte que ficou embaixo da terra.Colocam-se as hastes de pé, dentro de + 10 cms de água sempre protegida do sol. Em Pernambuco, é comercializado em maços com 50 hastes; enrola-se o pacotecom jornal umedecido para proteger as flores. Pode-se amarrar e vender por dúziautilizando embalagem plástica.O ciclo Do plantio à colheita, varia de 60 a 75 dias dependendo da variedade e épocado ano. A idade do bulbo também influencia no ciclo. Cores disponíveis: Branco, rosa, vermelho, coral, creme, amarelo, lilás e mesclado.RosaBotânica e introdução O gênero Rosa, da família rosácea, compreende mais de 200 espécies silvestrese 30.000 variedades híbridas. Nem todas variedades estão classificadas e muitasremontam ao século passado. Anualmente, empresas que fazem cruzamentos, lançamnovas variedades no mercado. Em termos gerais, por se tratar de uma família numerosa, divide-se as rosas em8 grupos: • Silvestres. • Sempre floridas. • Miniaturas. • Rasteiras. • Arbustivas. • Trepadeiras . • Cerca-vivas. • Híbridas-de-chá.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 176p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A floricultura comercial tal como conhecemos trata das híbridas-de-chá; ou seja,das flores com botões em haste única, grandes e algumas perfumadas. Nãoconsideraremos para este trabalho as mini-rosas, produção de mudas para jardins, nemas rosas de vaso. Trata-se, portanto da produção comercial de rosas de corte.Instalações A maior parte dos produtores do Nordeste, não tem utilizado o uso de estufas nocultivo de rosas; apesar da considerável perda de produção e qualidade na época demaior demanda de flores (inverno). Isto se dá, porque as estufas com pé direito baixo (demadeira), contribuem para o aumento de temperatura em seu interior; aumentando aincidência de pragas e diminuindo o tamanho dos botões. Uma alternativa para minimizaras perdas no inverno, seria fazer a estrutura de estufa, e só cobrir com plástico, duranteo inverno (período chuvoso). Outra alternativa ainda não testada, é o uso de “pantalas”,telas com forro aluminizado, que permitem a passagem da luz sem provocar o efeitoestufa. Não obstante, regiões de altitude acima de 800 metros e com temperaturas noturnasabaixo de 20ºC, têm condições climáticas que favorecem o desenvolvimento do roseiral.Modelos de Infra-estrutura• Estrutura metálica Estufa modelo Poly House (em arco) com vão 6,40m de largura; 4,50 módulosde comprimento e 4.00 metros de altura (pé direito). Estrutura metálica de aço galvanizado,fechamentos frontais e laterais; porta de acesso (tipo corrediça) com 2,00 m de largurapor 2,00 m de comprimento; mureta (0,30m); transportes dos materiais; cortina desombreamento interna (para uso de sombrite ou plástico preto) e filme leitoso (150 micra).Estes itens totalizam valores que variam de 17 a 30 reais por metro quadrado, dependendodos equipamentos instalados e fabricante. Não inclui mão de obra para instalação.• Estrutura de madeira Existem vários modelos utilizados hoje no Brasil. Uma maior ou menor larguravai depender da topografia e da quantidade de mudas plantadas. A durabilidade dessasestufas é bem menor que as metálicas, embora seu custo também seja bem menor.Podem ser construídas estufas de madeira por um custo em torno de R$ 10,00 m2.Instruções para o cultivoSolo e pH A rosa, por ser uma planta arbustiva exige solos profundos, porém bem drenados,preferencialmente argilosos, com bastante matéria orgânica. O pH 6,5 é consideradoideal para rosas. São plantas muito sensíveis à salinidade do solo.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 177p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasClima- Temperatura Existem inúmeras variedades de rosas que se adaptam a uma grande amplitudetérmica. Infelizmente a maioria das cultivares comerciais produz mais qualidade emtemperaturas amenas (abaixo de 20°C). De maneira geral pode ser cultivada em locaisonde a variação se dá de 8 a 25°C. Sendo a temperatura diurna ideal de 23 a 25°C enoturna de 12 a 15° C.- Irrigação A roseira é uma planta muito sensível ao excesso de umidade no solo; por issofoi dito anteriormente que o solo tem que ser bem drenado. A rega deverá acompanharas condições climáticas de cada local e a época do ano. O sistema de irrigação mais utilizado para plantios a seu aberto é a aspersãoconvencional. Este sistema é mais econômico do ponto de vista de investimento, mascontribui para uma menor qualidade final do produto. O sistema mais recomendável é ogotejamento e/ou microaspersão.- Umidade A umidade no solo deve estar sempre na capacidade do campo, em razão danecessidade hídrica da planta e a sensibilidade à salinidade provocada pelo ressecamentodo mesmo. A umidade do ar não deve ficar acima de 80% por muito tempo, poderá acarretaro aparecimento de doenças.- Ventos O plantio de rosas deve ser protegido dos ventos que causam danos nas folhas,quebra de ramos, ressecamento do solo, e aumenta a incidência de doenças. O uso de quebra-ventos ao redor das estufas é recomendável. Caso não existanaturalmente esta proteção, ela poderá ser feita com telas de sombreamento em voltadas estufas ou de plantas como sabiá, eucalipto ou papoula. Os ventos podem também danificar as estufas (principalmente as de madeira) erasgar o plástico.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 178p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas- Luminosidade A roseira é uma planta exigente em luz; precisa diariamente de, pelo menos, 7horas de luz natural. Isso não é problema para os cultivos no Nordeste onde temosaproximadamente 12 horas de luz durante todo ano. A falta de luz provoca oenfraquecimento da roseira bem como a perda de cor da flor.Adubação A adubação é uma das práticas mais importantes no cultivo da roseira. Por ser exigenteem nutrientes, a rosa responde bem a adubações químicas e orgânicas. Os macronutrientesmais requeridos pela planta são o cálcio, nitrogênio, potássio, magnésio e fósforo, respectivamente. Dependendo do sistema de irrigação adotado pelo produtor, poderá se fazer aadubação sólida (a lanço), ou a fertirrigação. De qualquer forma, quanto mais parceladaa adubação recomendada, melhor é o aproveitamento dos nutrientes pela planta. A adubação orgânica ou correção orgânica do solo, não pode ser menosprezada.A rosa é uma cultura que precisa de solos macios, porosos com boa capacidade deretenção de nutrientes e umidade, para que as raízes possam se desenvolver e absorveros macro e micronutrientes. Pode-se usar desde esterco de animais (bem curtido); terravegetal e húmus incorporado a coberturas vegetais sobre o solo como bagacinho decana e capim picado; que tem a finalidade de manter o solo e o colo da planta úmido, semalterações bruscas de temperatura, e livre de ervas daninhas. Para uma correção e adubação adequada, sugerimos uma análise completa dosolo e da água de irrigação, para que a recomendação seja o mais possível, próximo danecessidade daquela área. Para aqueles produtores que não podem dispor de análisesde solo ou cujo tamanho do plantio não justifique, aqui vai uma recomendação “padrão”adotada por muitos produtores em São Paulo: • Adubação de plantio 20 litros de esterco de gado p/m² de canteiro 20 litros de terra vegetal p/m² de canteiro 200g de farinha de osso p/m² de canteiro • Adubação de cobertura 20 litros de composto orgânico p/m² de canteiro 10 a 15 litros de esterco de gado p/m² de canteiro 200 g de farinha de osso p/m² de canteiro 100 g de torta de mamona p/m² de canteiro 200 g do adubo 10-10-10 p/m² de canteiroManejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 179p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A adubação de cobertura deverá ser feita após a poda anual e no final do verão.deverá ser incorporada ao solo bem de leve para não atingir as raízes.Densidade de plantio O espaçamento entre plantas e canteiros depende de alguns fatores, tais como:topografia; uso de estufas; sistema de irrigação; disponibilidade de área; etc. Podem serutilizadas fileiras simples, duplas ou triplas, sendo que esta última aproveita melhor aárea. Para um plantio a seu aberto recomendamos plantio em fileiras duplas com oespaçamento entre plantas de 20 cms e entre canteiros de 70 cms. A densidade pode variar de 15.000 a 70.000 plantas / ha. Sendo mais adensadoos plantios em estufas.Tutoramento As roseiras por serem arbustos têm o hábito de crescimento lateral. Para conduziras plantas na vertical, usamos arames nas laterais dos canteiros. Um ou dois fios dearames ao longo do comprimento do canteiro, evita que a planta tombe por sobre asruas, impossibilitando os tratos culturais e produzindo hastes com baixa qualidade. Osarames laterais também servem para segurar as hastes dobradas caso o produtor pratiquea “dobradura”.Podas Talvez seja o mais importante capítulo sobre a produção de rosas. Trata-se deum tratamento indispensável para se programar a produção (época de colheita), masnão é só essa a finalidade da poda. Na verdade existem inúmeras podas que devem serfeitas durante toda vida útil da roseira com finalidades distintas. O correto uso dessatécnica pode garantir o sucesso na produção comercial de rosas de corte.- Poda de limpeza Como o próprio nome já diz, essa poda tem por objetivo, a retirada dos ramossecos, doentes, mal formados, ramos “ladrões” (aqueles que surgem abaixo do ponto deenxerto) e ramos “cegos” (ramificações que não emitem botões).- Poda de inverno É questionável essa prática no nordeste, uma vez que entre o inverno e o verão,não há muita variação de fotoperíodo e temperatura. De qualquer forma pode ser feitacom a finalidade de rejuvenescer o roseiral e corrigir possíveis desuniformidades. Consisteno rebaixamento de todos os ramos a uma altura de 20 a 60 cms tendo como base oponto de enxerto.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 180p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas - Poda de produção É feita com o objetivo de colher a flor na data desejada. Para nossas condiçõesclimáticas deve ser feita de 40 a 50 dias antes da colheita. Consiste na retirada do ponteiroda brotação nova, 1cm acima da primeira folha completa, ou seja, com 5 folíolos.- Desbrota Trata-se da eliminação de brotações laterais que surgem abaixo do botão central.Isso pode ser uma predisposição da variedade. O broto deve ser eliminado, manualmente,o mais cedo possível para que se destaque com facilidade e não retire a “força” do botãocentral.- Dobradura das hastes (Agovio) Essa técnica consiste em substituir o corte pelo encurvamento das brotaçõesfavorecendo a brotação das gemas laterais em detrimento da gema apical. Isso proporcionahastes mais eretas, botões e folhas maiores, menor incidência de doenças e maiorquantidade de emissões basais. Essa prática consiste em manter uma massa foliar,garantindo a fotossíntese e ao mesmo tempo, uma copa baixa com ramos basais de bomcalibre com hastes produtivas saindo de baixo da planta, próximo ao calo do enxerto. Oagovio também proporciona hastes mais uniformes e eretas.Controle integrado de Pragas e Doenças- DoençasFungos • MÍLDIO (Peronospora sparsa Berk.) Apesar de ser um fungo, é uma doença sistêmica que pode matar a planta. Seucontrole consiste basicamente no cultivo em estufas com controle do vento e dasferramentas de trabalho, circulação de trabalhadores, etc. No caso de plantas atacadasse faz necessário o controle químico. • BOTRYTIS CINEREA Também é uma doença com incidência condicionada pelo clima (umidade alta).O cultivo em estufas utilizando filme plástico que absorve as ondas curtas UV, e a circulaçãodo ar contínua evitam que os esporos germinem nas flores. O uso do agente biológicoGliocladium roseum que é antagonista do Botrytis, tem sido usado com sucesso nomorango e já começa a ser testado em ornamentais. • OÍDIO (Oidium leucoconium Desm.)Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 181p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Doença comumente associada às condições de baixa umidade e temperaturaamena. Ultimamente tem ocorrido mesmo em condições de alta umidade do ar. O uso devariedades tolerantes e a pulverização com leite a 5 a 10% tem tido bons resultados. • PINTA PRETA (Diplocarpon rosae) Doença de difícil controle a campo. Devem ser retiradas as folhas atacadaspara diminuir a fonte de inóculo. Em ataques severos faz-se o controle químico paraevitar o desfolhamento completo da planta.Bactérias • GALHA DA COROA (Agrobacterium tumefaciens e A. rhizogenes) Uso de material de propagação limpo sem estar contaminado pelo patógeno.Eliminação das plantas com sintomas e limpeza das tesouras de poda. Não usar osmesmos equipamentos na área toda.Vírus • MOSAICO AMARELO • MOSAICO COMUMPragas • AFÍDEOS (PULGÕES) A ocorrência de pulgões está associada a temperaturas elevadas e temperaturasmais altas. Teor elevado de nitrogênio livre na planta faz o tecido do ápice se tornaratrativo, portanto, controla-se bem o pulgão com um bom programa de nutrição, nãodeixando a planta “suculenta” para os afídeos. O uso preventivo do fungo Metarhiziumanisopliae tem tido bons resultados em Rosa e outras culturas. Pode-se controlar a população também com o uso de armadilhas. O mais utilizadosão faixas adesivas amarelas nas bordas do plantio. As faixas capturam os insetosdiminuindo a população exercendo um controle mecânico. • ÁCAROS Ocorre o ácaro rajado (Tetranychus urticae) e o vermelho (Tetranychusdesertorum e Tetranychus ludeni) na Rosa. Tem se tornado uma praga de importânciaem regiões quentes por sua rápida propagação e resistência aos novos acaricidasquímicos. É uma das pragas cujo controle biológico é muito importante. Como o pulgão,deve-se ter um cuidado com adubações excessivas de nitrogênio. O manejo da culturaManejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 182p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicastem que levar em conta que no período mais quente e úmido sua incidência tem que sercombatida previamente com a utilização do fungo Beauveria bassiana, molhar a plantacom jatos d’ água para derrubar o ácaro e diminuir a poeira por onde ele se desloca e, sepossível, utilizar ácaros predadores (Neoseiulus californicus e Phytoseiulus macropilis)no controle do rajado. • THRIPS O controle de tripes pode ser feito de diversas formas. O uso de extrato de alhoafugenta o tripes da cultura. Faixa adesiva na cor azul também é um ótimo meio decontrole mecânico, reduzindo sua população. No caso de plantios em estufas, pode-seutilizar um plástico antivírus que filtra a cor azul desorientando o inseto. O uso do fungoMetarhizium anisopliae também tem eficiência em algumas espécies de tripes. Iniciar ocontrole preventivo no período quente do ano. • FORMIGAS As formigas cortadeiras atuam nas Rosas no início do cultivo. As rosas sãomuito atrativas para as formigas. Produtor que mantêm um viveiro para produção demudas, utiliza “barreiras” com gergelim para evitar a aproximação das formigas. Afumigação dos formigueiros com produtos químicos também faz parte do controlepreventivo e tem baixo impacto ambiental se for bem feito. • LAGARTAS • NEMATÓIDESCiclo da cultura A roseira é uma planta perene, ou seja, produz durante muitos anos. Adurabilidade do roseiral, porém, vai depender de sua condução e do clima da região. Porser uma cultura de clima temperado, onde anualmente a planta entra em repousovegetativo (no inverno), é natural que em regiões tropicais e equatoriais sua durabilidadeseja menor. Mudas enxertadas, em regime comercial de exploração, no nordeste, duram emmédia 5 anos. Como a colheita só se inicia 6 meses após o plantio, o período de produçãoé de 4,5 anos, aproximadamente.Colheita Alguns aspectos têm que ser considerados na hora da colheita: Ponto de corte;horário da colheita; forma de colher e classificação dos botões.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 183p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O ponto de corte vai depender do cliente. Normalmente se considera anecessidade de uma maior durabilidade da flor. Neste caso, o ponto ideal seria quando obotão ainda está fechado, mas já ameaçando abrir ( ponto dois). O horário da colheita é importante para garantir uma maior vida útil da flor nopós-colheita. Deve ser feita em horário o mais cedo possível para que possa ser entregueao cliente ainda no mesmo dia. Deve ser colocada na água logo após o corte, para quese hidrate. A forma de colher ou procedimento do corte deve obedecer algumas regras:Usar tesouras de poda bem amoladas para evitar “mastigamento” da haste; corte embisel, ou seja, em diagonal; desinfetar as tesouras para evitar passar doenças entre asplantas e evitar muito manuseio das hastes cortadas para não causar danos. A primeira classificação a se fazer é a do tamanho da haste (hastes longas sãomais valorizadas): hastes longas 70 cm mídi ou média 60 - 70 cm míni ou curta < 60 cm A segunda classificação é a do ponto do corte: ponto 1 botões mais fechados ponto 2 botões fechados começando a abrir ponto 3 botões um pouco abertos ponto 4 botões mais abertos As rosas são embaladas em pacotes de 20; 24; 30 e 60 botões com papelãoondulado ou plástico. Normalmente as embalagens menores conferem uma melhorapresentação das flores, além de proporcionar uma proteção maior das plantas duranteo transporte.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 184p.161-185, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasReferênciasARIAS, S. B. ; BENAVENTE-GARCIA, A. G.; FERNÁNDEZ HERNÁNDEZ, J. A.; CIFUENTESROMO, D. Gerbera, lilium, tulipa y rosa. Madri: Mundi-Prensa, 1993. 250 p.ASTER cultivation practices in Israel. 200?BUSCHMAN, J. C. M. El gladíolo como flor cortada en zonas subtropicales etropicales. Hillegon,Holanda: Centro Internacional de Bulbos de Flores, 1989.DESCRIÇÃO de produção Tango. Holambra, SP: Fazenda Terra Viva, 200?E.S.A “ Luiz de Queiroz ” – USP, Piracicaba,SP Volume XXVII, 1970, páginas 125-141Gladio Grams, Bulletin No. 69, April 1988.HORST, R. K.. Compendium of roses diseases. Minessota: PhytophathologicalSociety,1982. 50 p.IMENES, S. de L. ; ALEXANDRE, M. A. V. Aspectos fitossanitários da roseira. SãoPaulo: Instituto Biológico, 1995. (Instituto Biologico. Boletim Técnico)LAVILA, A. M. A. El crisântemo, cultivo, multiplicacion y enfermedades. Madri :Ed.Mundi-Prensa, 1992. 168 p.MAcGREW, J. Solidago. Mount Vernon, Washington: McGrew Horticultural Products andServices ,1997VAN ZANTEN, S. Desordem mineral em crisântemo. 1997. 7p. Apostila.VAN ZANTEN, S. O crisântemo. 1994. 7 p. Apostila.Manejo de Doenças e Pragas em Flores Temperadas Capítulo 9 185p.161-185, 2007.
    • Capítulo 10Cigarrinhas-das-pastagens: Importância Econômica e Considerações sobre Alternativas de Controle José Raul ValérioIntrodução E mbora as pastagens constituam a base da alimentação dos rebanhos na bovinocultura de corte nacional, e especialmente na região Amazônica, historicamente, insetos pragas em áreas sob pastejo, apenas despertaminteresse quando da constatação de altas infestações e danos evidentes. Isso é explicadotendo em vista que as pastagens, no sistema extensivo de produção, são consideradasculturas de baixo valor por unidade de área, onde raramente são adotadas medidascurativas de controle. É verdade, todavia, que danos severos podem ocorrer, reduzindodrasticamente a produção da forrageira. No entanto, apesar dos danos causados porinsetos pragas na produção da forrageira serem, em muitos casos, evidentes, são rarosos dados sobre o impacto dos mesmos na produção animal. Como mencionado porPottinger (1976), enquanto as perdas ocasionadas por insetos em culturas anuais sãorelativamente fáceis de serem estimadas graças ao efeito direto na colheita, a avaliação dodano de insetos em pastagens, em termos de produção animal, é complexo, oneroso e difícil. O controle químico, método amplamente empregado em outras culturas, no casodas pastagens depara, na prática, com limitações de ordem econômica e ambiental;havendo a necessidade de se avaliar e propor medidas alternativas de controle. Estas,em função do sistema extensivo de exploração, deverão ser de baixo custo e de fáciladoção. Aqui, medidas de controle, incluindo a utilização de plantas resistentes, o controlebiológico, bem como o manejo das pastagens, apresentam grande potencial. Dentre as pragas comumente referidas como de importância em gramíneasforrageiras na bovinocultura nacional, há as cigarrinhas-das-pastagens, tidas como asmais importantes por causa da ocorrência generalizada e aos severos danos que causam.Lembrando que outros insetos, como algumas espécies de lagartas, a cochonilha-dos-capins e o percevejo-das-gramíneas, de ocorrência cíclica e/ou localizada; e pragas gerais(aquelas não exclusivamente associadas às gramíneas forrageiras), e que incluem oscupins, o percevejo castanho, as formigas cortadeiras, os gafanhotos e larvas deescarabeídeos, podem, por vezes, também se constituir pragas importantes de pastagens.As informações a seguir, no entanto, estão restritas às cigarrinhas-das-pastagens quetêm despertado maior demanda por parte da classe produtora, técnicos da assistênciatécnica e extensão rural.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasOcorrência, espécies e ciclo biológico O comprometimento das pastagens, anualmente atacadas pelas cigarrinhas,constitui problema relevante dentro da bovinocultura de corte em toda a América tropical,tratando-se de um problema entomológico complexo. Tal relacionamento inseto-plantaengloba uma ampla gama de espécies de cigarrinhas, associada a um diverso grupo deespécies de gramíneas forrageiras, sob diferentes sistemas de manejo numa vasta amplitudede condições ecológicas. A ocorrência das cigarrinhas coincide com a estação chuvosa doano, justamente quando as forrageiras estão em franco crescimento e os animais,recuperando se da seca anterior, ganham peso e adquirem condições para a reprodução eo abate. As cigarrinhas são capazes de reduzir drasticamente a produção e qualidade depastagens estabelecidas com gramíneas susceptíveis, com a conseqüente redução nacapacidade de suporte das mesmas (VALÉRIO; NAKANO, 1987, 1988, 1989). Considerandoque a atividade na bovinocultura de corte no Brasil é basicamente extensiva, temse que osucesso na adoção de medidas de controle dependerá da maneira como estas medidasalterarão as práticas rotineiras nesse sistema de produção, ou seja, as medidas a seremrecomendadas não poderão ser tais que venham intensificar o sistema em uso. O termo cigarrinhas-das-pastagens inclui um complexo de espécies de insetosque pertencem a Ordem Hemiptera, família Cercopidae. Trata-se de um grupo de insetossugadores que se alimentam apenas de gramíneas. Diferentes regiões do Brasil apresentam, diferentes complexos de cigarrinhas.A espécie Deois incompleta (Fig. 1a) é importante na Região Norte; Notozulia entreriana(Fig. 1b), Deois schach e Aeneolamia selecta selecta o são para Região Nordeste;enquanto que a espécie Deois flavopicta (Fig. 1c) (juntamente com N. entreriana)predomina nos estados do Brasil Central, norte do Paraná e na Região Leste. É importanteressaltar que, mais recentemente, em pastagens da Região Centro-Norte do País,compreendendo o Norte de Mato Grosso, Norte de Tocantins, Sul do Pará e Rondônia,tem se constatado a predominância de cigarrinhas pertencentes ao gênero Mahanarva.Como as espécies não foram ainda identificadas, a referência está restrita a Mahanarvaspp. (Fig. 1d). Cigarrinhas pertencentes ao gênero Mahanarva, não são insetos típicosde pastagens. Em geral, são cigarrinhas maiores que, historicamente, têm estadoassociadas a gramíneas de maior porte, como capim elefante e cana-de-açúcar. O número de gerações é função da duração do período chuvoso. Na RegiãoNorte, por exemplo, existem áreas que permitem a ocorrência destes insetos durante oano todo. Já no Distrito Federal, região de clima mais seco, a ocorrência se dáprincipalmente, entre os meses de novembro a março. A eclosão das ninfas, provenientes de ovos em diapausa, tem o seu início porocasião do princípio da estação chuvosa, que no Brasil Central, acontece, geralmente,no mês de setembro. As ninfas, após a eclosão, se alojam nas bases das touceiras, juntoao solo, onde permanecem envoltas por uma massa de espuma produzida pelas mesmasCigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 188p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasaté completarem o período ninfal, originando os adultos. Estes se acasalam, ocorre aoviposição e dão origem a uma nova geração. O ciclo ovo a ovo varia com as diferentesespécies, mas, como base, está ao redor de 53 dias (período de incubação: 15 dias;período ninfal: 35 dias; e pré-oviposição: 3 dias). Atribui-se uma longevidade média de 10dias às cigarrinhas.Danos e importância econômica Muito embora as ninfas das cigarrinhas típicas de pastagens causem algumdano, são os adultos dessas espécies os responsáveis pelos maiores prejuízos. Estes,ao se alimentarem, injetam substâncias de dois tipos: umas que se coagulam no interiordos tecidos da folha, possivelmente desorganizando o transporte da seiva; e outras,solúveis, que se translocam nas folhas, predominantemente no sentido apical,determinando a morte dos tecidos. No geral, as folhas atacadas pelas cigarrinhas morrema partir das pontas, apresentando posteriormente um aspecto retorcido. Ressalta-se que,no caso das cigarrinhas pertencentes ao gênero Mahanarva, os danos são mais severose, que nesse caso, os danos causados pelas ninfas são também consideráveis. Quando em altas populações, as cigarrinhas reduzem drasticamente o crescimentoda gramínea, afetando a sua produção. Valério e Nakano (1988) constataram que 25 adultosde N. entreriana por metro quadrado, em 10 dias, reduziram em 30% a produção de matériaseca de B. decumbens. Constataram-se, também, reduções significativas na produção deraízes de B. decumbens alertando para o fato de que estes insetos podem afetar apersistência da gramínea (VALÉRIO; NAKANO, 1987). Pastagens severamente atacadaspelas cigarrinhas podem apresentar qualidade inferior. Constataram-se aumento no teorde fibra e reduções significativas na digestibilidade “in vitro” (VALÉRIO; NAKANO, 1989),assim como nos teores de proteína bruta, fósforo, magnésio, cálcio e potássio de B.decumbens (VALÉRIO; NAKANO, 1988). Os danos causados à produção e qualidade daforragem determinam redução temporária na capacidade de suporte das pastagens. Estima-se que os prejuízos causados pelas cigarrinhas-das-pastagens variamde dezenas a centenas de milhões de dólares anualmente (HOLMANN; PECK, 2002).Esses autores, com base em dados obtidos por Valério e Nakano (1988, 1989), daqualidade nutricional e produção de matéria seca de B. decumbens sob diferentes níveisde infestação da cigarrinha N. entreriana, usaram um modelo de simulação comoferramenta de análise, para quantificar o impacto econômico da cigarrinha-das-pastagensem termos de produção animal na Colômbia. Para uma área de aproximadamente 5milhões de hectares de pastagens de B. decumbens, no trópico seco daquele país, osprejuízos ocasionados pelas cigarrinhas variariam desde 33 até 273 milhões de dólaresanuais. Extrapolando para a região dos Cerrados no Brasil, onde a área estimada com B.decumbens é de 15 milhões de hectares (MACEDO, 2005), os prejuízos causados poresses insetos poderiam atingir cifras variando, dependendo da área infestada e do nívelde infestação, desde 99 a 819 milhões dólares anuais.Cigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 189p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasAs cigarrinhas e o processo de degradação de pastagem As cigarrinhas podem favorecer e mesmo acelerar a degradação das pastagens.No entanto, esses insetos não devem ser considerados como fatores principais nesseprocesso. Admite-se que pastagens bem manejadas, estabelecidas e mantidas em soloscorrigidos e adubados, sejam menos vulneráveis ao ataque de insetos-praga de maneirageral. Não que os ataques de cigarrinhas e/ou outros insetos não venham a ocorrer, apenasque as plantas, nesse caso, terão melhores condições para resistir às eventuais infestações.Assim, é de se esperar que pastagens cujas plantas apresentem um sistema radicularprofundo e vigoroso, explorando um maior volume de solo, resista mais ao ataque de pragasdo que outras, já degradadas, em solos compactados, com um sistema radicular pobre esuperficial. Admite-se que ataques freqüentes das cigarrinhas-das-pastagens possam reduziro sistema radicular; surgindo a hipótese de redução na persistência da gramínea. De maneirageral, no entanto, tem-se que a importância de cigarrinhas como agentes de degradaçãoestaria restrita a pastagens já enfraquecidas, especialmente por causa da baixa fertilidadedo solo. Em dados registrados por Dias-Filho e Andrade (2005), ao listarem as principaiscausas de degradação de pastagens cultivadas em alguns estados da Amazônia ocidentalbrasileira, como Acre, Amazonas, Rondônia e Roraima, as cigarrinhas-das-pastagensocupavam, respectivamente, a quinta, sexta, quarta e terceira posições na ordem deimportância. Segundo esses autores, o declínio da fertilidade do solo em decorrência daausência de adubação e da má formação das pastagens foram as principais causasatribuídas em três daqueles estados (RO, RR e AM). No Estado do Acre a principal causafoi atribuída à morte do capim Marandu; assunto controverso e muito associado às condiçõesfísicas e químicas do solo, e que está detalhadamente discutido em Barbosa (2006).Alternativas de controleResistência de gramíneas forrageiras às cigarrinhas A busca de gramíneas alternativas, visando à composição de um quadro maisdiversificado no contexto da exploração, deve ser uma constante. Ao se liberar no futuronovas cultivares que, além das características agronômicas desejáveis, apresentemtambém, razoável (se não elevado) grau de resistência às cigarrinhas, estar-se-áoferecendo aos produtores uma alternativa de controle. Esta será, pelas boas qualidadesda forrageira, de fácil adoção, e também de baixo custo, uma vez que o controle estarásendo efetivado simplesmente pela aquisição das sementes. Resistência de plantas ainsetos, portanto, apresenta a vantagem de se constituir num método de baixo custoalém do fato de ser facilmente assimilado e adotado pelo produtor. Tem havido um grandeesforço no sentido de se identificar gramíneas resistentes às cigarrinhas. A princípio,várias gramíneas pertencentes a diferentes gêneros foram avaliadas (BOTELHO et al.1980; MENEZES; RUIZ, 1981), sendo algumas de menor expressão em termos de áreaplantada; como por exemplo, Setaria, Cynodon, Hyparrhenia, Digitaria e Melinis. EntreCigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 190p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasas braquiárias, B. decumbens cv. Basilisk e B. ruziziensis foram consideradas suscetíveis,enquanto B. humidicola, resistente. De acordo com a classificação dos mecanismos deresistência proposta por Painter (1951), no entanto, B. humidicola apresenta o mecanismode resistência denominado Tolerância, na medida em que sofre menos dano, dentro decertos limites, do que outras mais suscetíveis, quando sujeita à mesma pressão do inseto.Nos trópicos úmidos do Brasil, a cultivar Basilisk, suscetível às cigarrinhas, foi substituídapela B. humidicola por sua maior tolerância (SILVA; MAGALHÃES, 1980, 1981; SILVA,1982). No entanto, apesar desta tolerância ou talvez por causa dela, os níveis populacionaisde cigarrinhas na região, atingiram níveis elevados o suficiente para, inclusive, causardanos significativos até mesmo na B. humidicola. Cosenza et al. (1989), Valério e Koller(1982) e Nilakhe (1987) registraram altos níveis de resistência às cigarrinhas-das-pastagens em B. brizantha cv. Marandu. Neste caso, no entanto, o mecanismo deresistência é denominado Antibiose, ou seja, a gramínea causa um efeito adverso nodesenvolvimento e sobrevivência do inseto. O princípio desse mecanismo no caso dascigarrinhas, entretanto, não está, ainda, bem entendido. Embora essa cultivar apresentealta resistência às cigarrinhas, ela exige solos mais férteis do que a amplamente utilizadaB. decumbens cv. Basilisk. B. dictyoneura cv. Llanero foi liberada na Colômbia comoresistente às cigarrinhas. Estudos adicionais, no entanto, mostraram que esta cultivar éexcelente planta hospedeira para as ninfas desses insetos (FERRUFINO; LAPOINTE,1989), e danos severos foram observados tanto na Colômbia como na América Central. A introdução na América do Sul de uma grande coleção de um novogermoplasma, constituído por centenas de acessos de Brachiaria tem estimulado a procurade fontes de resistência às cigarrinhas. Com base nesse germoplasma, cedido pelo CentroInternacional de Agricultura Tropical (CIAT), dados de campo sobre danos causadospelas cigarrinhas ou sobre níveis populacionais em diferentes acessos têm sido reportadosno Equador (COSTALES, 1992), Bolívia (FERRUFINO, 1986), Peru (REÁTEGUI, 1990),Colômbia (LAPOINTE et al. 1992) e Brasil (VALÉRIO et al. 1996, 1997). Técnicas deseleção mais eficientes para identificar plantas resistentes às cigarrinhas foramdesenvolvidas, principalmente para condições de casa de vegetação (FERRUFINO;LAPOINTE, 1989; CARDONA et al. 1999). Tanto resultados como considerações a respeitodeste processo de avaliação têm sido divulgados (THOMAS ; LAPOINTE, 1989; VALÉRIOet al. 1990; VALÉRIO, 1992; LAPOINTE et al. 1992; VALÉRIO, 1995; MILES et al. 1995;VALÉRIO et al. 1996; VALÉRIO et al. 1997; VALÉRIO ; SOUZA, 1997; VALÉRIO et al. 2001;SOTELO et al. 2003; CARDONA et al. 2004). Muito embora pastagens de Brachiaria sejamatacadas por várias espécies de cigarrinhas, Aeneolamia varia na Colômbia e Notozuliaentreriana, no Brasil, têm sido alvo dos principais estudos de resistência (LAPOINTE etal. 1992; VALÉRIO, 1992). Na Colômbia, Lapointe et al. (1992) registraram 11 acessosde seis espécies de Brachiaria como sendo pelo menos tão resistentes quanto à B.brizantha cv. Marandu. Observaram que, em dois acessos de B. jubata (CIAT 16531 eCIAT 16203), o processo de ecdise foi prejudicado e que muitas ninfas, assim comoadultos recém emergidos, ainda dentro da exúvia ninfal, morreram. Os possíveiscompostos vegetais responsáveis por esses efeitos antibióticos não foram identificados,admitindo-se, no entanto, que um inibidor de crescimento esteja envolvido.Cigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 191p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas A resistência apresentada pela cultivar Marandu é reconhecida como estável eefetiva contra várias espécies de cigarrinhas. No Brasil, Valério (1992) selecionou outrosoito acessos (diferentes daqueles selecionados no CIAT), todos pertencentes à espécieB. brizantha, como resistentes, com base na sobrevivência e duração do período ninfalde N. entreriana. Esse autor, entretanto, obteve diferente resultado com o acesso de B.jubata (CIAT 16203). Alta mortalidade ninfal de A. varia havia sido observada nesse acessona Colômbia, enquanto que, no Brasil, com N. entreriana, verificou-se o contrário, ouseja, alta taxa de sobrevivência de ninfas e curto período ninfal, no mesmo acesso(VALÉRIO, 1995). Tal variação enfatiza a necessidade de se determinar possívelvariabilidade na resposta a acessos resistentes por parte de diferentes cigarrinhas dentrodo complexo de espécies na América tropical. Nenhuma outra cultivar de Brachiaria lançada nos últimos 20 anos apresentaresistência às cigarrinhas-das-pastagens comparável àquela presente na B. brizanthacv. Marandu. Depois de ter sido amplamente aceita por parte dos produtores, no entanto,e, com freqüência, estabelecida em solos com fertilidade insuficiente para manter produçãosatisfatória, em alguns locais no Brasil essa cultivar está sendo substituída pela suscetívelB. decumbens, o que constitui uma ameaça. Outro fato preocupante ocorre em váriaslocalidades na região Centro–Norte do País, onde pastagens de B. brizantha,supostamente cv. Marandu, estão sofrendo ataques de cigarrinhas. Trata-se de casosenvolvendo espécies ainda não identificadas de cigarrinhas pertencentes ao gêneroMahanarva (Fig. 1d). As avaliações que permitiram concluir sobre a resistência da cultivarMarandu às cigarrinhas foram feitas com as espécies típicas de pastagens N. entrerianae D. flavopicta. A gramínea, ao ser amplamente aceita pelos produtores, foi exposta aoutras espécies de cigarrinhas onde quer que tenha sido estabelecida. Embora tenhaconfirmado sua resistência a outras espécies, sempre existiu a possibilidade de não serresistente à totalidade das espécies. Isto poderia explicar os danos ocasionados porcigarrinhas do gênero Mahanarva (insetos associados predominantemente com gramíneasde maior porte como cana de açúcar e capim elefante). Uma hipótese para o fato de quecigarrinhas desse gênero estejam ocorrendo em níveis mais elevados na cultivar Maranduna região Centro-Norte do País, pode ser explicada pela maior ação antibiótica dessagramínea sobre as demais espécies de cigarrinhas típicas de pastagens; diminuindo,assim, a competição interespecífica, em favor de Mahanarva spp. Sendo estassupostamente menos afetadas pela cultivar Marandu, poderiam causar danos nessagramínea quando ocorrendo em níveis populacionais elevados. Assim, o fato de seconstatar danos causados por Mahanarva spp. em B. brizantha cv. Marandu nãoconstituiria quebra de resistência. Não há dúvida, no entanto, que a diversificação de pastagens, utilizando-segramíneas resistentes, apresenta grande potencial para minimizar os danos causadospor esses insetos. Além de B. brizantha cv. Marandu, outras alternativas de gramíneasforrageiras, resistentes às cigarrinhas, estão disponíveis para o produtor, incluindoAndropogon gayanus cv. Planaltina, Panicum maximum cv. Tanzânia, P. maximum cv.Mombaça, P. maximum cv. Massai e Paspalum atratum cv. Pojuca.Cigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 192p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasControle químico das cigarrinhas Como já mencionado, o uso de inseticidas químicos em pastagens depara com duaslimitações importantes: a primeira, de ordem ecológica, uma vez que demandaria o tratamento deextensas áreas e, a segunda, de ordem econômica, associada ao custo resultante do tratamentodestas áreas. Tais limitações poderiam ser talvez minimizadas pela seletividade na aplicação, ouseja, aplicações feitas rigorosamente apenas nas ocasiões e locais necessários. No caso particularde áreas destinadas à produção de sementes de gramíneas forrageiras, tais limitações são menoresface ao tamanho das áreas a serem tratadas e maior margem de lucro dessa atividade. Namaioria das vezes, o produtor tem lançado mão desta ferramenta em ocasiões impróprias,geralmente motivado pela constatação de danos (amarelecimento) nas pastagens. Observou-seque a sintomatologia dos danos causados pela cigarrinha N. entreriana em B. decumbens seexpressa plenamente após três semanas. Se considerarmos que a longevidade média destesadultos está ao redor de dez dias, ao se constatar o pasto amarelecido, a quase totalidade dapopulação responsável por aqueles danos já estaria morta; não se justificando, portanto, a aplicaçãode inseticidas naquele momento. No entanto, caso se opte pelo controle químico das cigarrinhas,os princípios ativos aprovados pelo MAPA incluem Carbaril, Clorpirifós, Fenitrotiom, Malatiom eNaled.Controle biológico das cigarrinhas O controle biológico das cigarrinhas tem sido implementado ainda de formalimitada (BARBOSA, 1990), sendo que pouca pesquisa tem sido conduzida de modo a seexplorar o seu potencial. Esforços nessa linha de controle, envolvendo o fungo Metarhiziumanisopliae, têm gerado resultados inconsistentes, limitando a generalização de suarecomendação. O emprego do fungo M. anisopliae, parece particularmente interessante,nas regiões com alta precipitação, como a região Centro-Norte do País, onde,coincidentemente, têm sido constatados danos severos de cigarrinhas do gêneroMahanarva. Apesar de eventuais limitações, o controle biológico apresenta um grandepotencial, tendo em vista que pastagens, em sendo culturas perenes, propiciam ummicroclima razoavelmente estável, favorecendo a persistência de inimigos naturais quevenham ser liberados. Estudos adicionais são necessários com fungos entomopatogênicose outros agentes de controle biológico, como, por exemplo, o microhimenóptero Anagrusurichi, um parasitóide de ovos de cigarrinhas (PIRES et al. 1993; VALÉRIO; OLIVEIRA,2005); a larva da mosca Salpingogaster nigra, eficiente predador de ninfas (MARQUES,1988; PÁEZ et al. 1985); adultos da mosca Porasilus barbiellini, predador de adultos decigarrinhas (BUENO, 1987); assim como formigas que podem atuar sobre populações decigarrinhas, particularmente sobre ninfas recém eclodidas (HEWITT; NILAKHE, 1986).Práticas culturais Há estudos registrados na literatura em que populações de várias espécies deinsetos, pragas em pastagens, podem ser reduzidas utilizando-se diferentes cargas-animal(EAST; POTTINGER, 1983; ROBERTS, 1979). O impacto do pastejo no número de insetos,Cigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 193p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasaparentemente é indireto ao afetar o microclima e condições ambientais do habitat doinseto (MARTIN, 1983). Além de ser ecologicamente desejável, a manipulação da cargaanimal é barata, facilmente implementada e prontamente assimilada pelo produtor. Deacordo com Suber et al. (1985), em observações conduzidas nos EUA, as populações decigarrinhas tendem a aumentar em pastagens viçosas sub utilizadas. Esses autoresrecomendam que se utilize plenamente as pastagens por meio de um regime de pastejoregular ou colheita do feno tão logo o corte seja possível; evitando-se que a pastagempermaneça densa e viçosa por longos períodos de tempo. Algumas avaliações foram conduzidas no Brasil para se medir a eficácia de talestratégia quanto ao controle das cigarrinhas. Por intermédio de observações feitas durantetrês anos por Valério e Koller (1993), em pastagens de B. decumbens infestadapredominantemente com N. entreriana, concluiu-se que tanto as populações de ninfascomo de adultos de cigarrinhas diminuíram com o aumento da pressão de pastejo. Essaconclusão reforça dados obtidos por Koller e Valério (1988), sobre a influência da palhaacumulada na superfície do solo na população de cigarrinhas. Esses autores, ao longode 17 meses, constataram números significativamente mais baixos de ninfas e adultosde cigarrinhas (N. entreriana) em pastagens onde a palha havia sido removida. Aquantidade de palha na superfície do solo aumenta em pastagens sob pressões de pastejomais leves. Hewitt (1986) observou maior sobrevivência de ovos de cigarrinhas empastagens de Brachiaria com mais de 30 cm de altura e com grande quantidade de palha.Outros estudos (COSENZA et al. 1989; HEWITT, 1988; RAMIRO et al. 1984), no entanto,resultaram em recomendações contraditórias quanto ao uso de diferentes cargas-animalno controle das cigarrinhas. Isso, no mínimo, enfatiza a necessidade de estudoscomplementares, considerando, por exemplo, a existência de diferentes espécies decigarrinhas. Adicionalmente, como apontado por East e Pottinger (1983), esta estratégiade controle pode sofrer influência de fatores como clima, topografia, tempo restrito paraser implementada, além de possíveis efeitos negativos na produção da pastagemdecorrentes de eventual superpastejo e pisoteio excessivo. De qualquer modo, essaalternativa apresenta o potencial de desempenhar papel importante na associação comoutros métodos de controle. Cumpre ressaltar que, apesar da vasta literatura sobre cigarrinhas em pastagensnos trópicos, os produtores ainda demandam por medidas efetivas de controle. De acordocom Peck (1998), a ineficiência de algumas recomendações para o controle desses insetosse deve, em grande parte, ao fato das cigarrinhas-das-pastagens estarem sendoconsideradas com um grupo homogêneo de insetos. Aquele autor sugere que sejamelucidadas as diferenças entre as espécies por meio de estudos bioecológicos dascigarrinhas nas condições e locais em que ocorram. Adicionalmente, pastagens constituem sistemas perenes estabelecidos numaampla gama de condições climáticas, geográficas e edáficas. É verdade, que a relativacondição de estabilidade associada aos sistemas perenes, favorecem a implementaçãode táticas de manejo integrado de pragas; no entanto, graças ao fato das pastagensCigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 194p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasestarem estabelecidas nesse amplo espectro de condições ecológicas, de estarem sujeitasa diferentes sistemas de manejo e também pela mencionada diversidade de espécies decigarrinhas, uma proposta de manejo visando ao controle das cigarrinhas, não poderáser generalizada para todo o País. Dadas às características do sistema de produção e também às dificuldadespráticas de se definir momentos adequados para a adoção de medidas curativas, o controledas cigarrinhas deve ser preventivo. Com base nos conhecimentos disponíveis,recomenda-se: • Diversificar as pastagens na propriedade com a inclusão de gramíneasresistentes às cigarrinhas. Objetiva-se, assim, reduzir os níveis populacionais dascigarrinhas pelo estabelecimento de gramíneas resistentes que apresentem comomecanismo de resistência a Antibiose. Sugere-se: a) as gramíneas Brachiaria brizanthacv. Marandu, Andropogon gayanus cv. Planaltina, Panicum maximum cv. Tanzânia, P.maximum cv. Mombaça, P. maximum cv. Massai e Paspalum atratum cv. Pojuca; b) que,onde possível, a inclusão destas gramíneas seja feita por ocasião da formação de novasáreas, bem como quando da renovação de pastagens; e c) evitar o estabelecimento deáreas extensas com um único tipo de gramínea, procurando intercalar áreas de gramíneassusceptíveis com gramíneas resistentes. • Manejar as pastagens, ajustando a carga-animal, de modo a evitar sobra depasto. Objetiva-se com isso, reduzir o nível populacional das cigarrinhas pela diminuiçãoda altura da gramínea (evitando-se o super pastejo) e da quantidade de palha acumuladaao nível do solo, resultando em condições desfavoráveis ao desenvolvimento esobrevivência de ovos e ninfas das cigarrinhas. Sugere-se: a) adotar tal procedimento,principalmente nas pastagens susceptíveis, em particular, nas áreas da propriedade comhistórico de maiores infestações; e b) esta prática deverá ser implementada em caráterpermanente, principalmente nos meses do ano quando ocorre pico de produção forragem.No Brasil Central, estes meses são janeiro e fevereiro. A sobra de pasto originará materialvegetal morto que contribuirá para o acúmulo de palha ao nível do solo. As cigarrinhas, nas condições do Brasil Central, concentram a oviposição de ovosem diapausa principalmente nos meses de março a maio. Estes ovos permanecem naspastagens até a eclosão das ninfas no início da época das chuvas. É de grande importânciaque durante este período, as condições sejam adversas à sobrevivência destes ovos.Pastagens com reduzida quantidade de palha ao nível do solo, apresentaram níveispopulacionais mais baixos (KOLLER; VALÉRIO, 1988). Admite-se que isto se deva à reduçãono teor de umidade ao nível do solo, ao aumento da aeração, possibilitando a dessecaçãodos mesmos, bem como a um aumento na eficiência da atividade de inimigos naturais. Atingindo-se o objetivo (pastagens com reduzida quantidade de palha ao níveldo solo), o produtor poderá aliviar a pressão de pastejo por ocasião de março/abril (BrasilCentral) permitindo um aumento na produção de forragem, visando a alimentação doCigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 195p.187-201, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasgado no período seco. Nesta ocasião, os animais poderão ser transferidos para áreastradicionalmente menos sujeitas a altas infestações, bem como para pastagensestabelecidas com gramíneas resistentes. Quanto à alternativa representada pelo controle biológico, hoje restrita aoemprego do fungo M. anisopliae, registra-se a inconsistência dos resultados obtidos. Talvariação poder estar relacionada a fatores, como, inobservância dos procedimentosrecomendados quando de sua aplicação, e mesmo, baixa qualidade de alguns produtoscomercializados. O fungo M. anisopliae, constitui um inseticida biológico. Enquanto, porum lado, apresenta a grande vantagem de não poluir o ambiente, nem tão pouco exigir aretirada dos animais quando de sua aplicação, por outro, apresenta o ônus associadoaos custos do produto e de sua aplicação. Tal ônus está sendo minimizado por iniciativasonde prefeituras e associações de criadores se unem na estruturação de laboratóriospara produção do fungo, visando ao fornecimento do produto regionalmente. Entende-secomo básico na decisão de se repetir iniciativas como essa, que sejam consideradas ascondições climáticas da região em relação às exigências do fungo. Quando o produtoroptar pela utilização desse fungo, recomenda-se que as orientações do fabricante sejamseguidas à risca. Quando possível, envolver um técnico treinado para acompanhar aaplicação. Adicionalmente, principalmente nos casos em que se objetiva a aplicação emextensas áreas, representando, portanto, um grande investimento, que amostras doproduto sejam enviadas a laboratórios (ex. Instituto Biológico de São Paulo, na cidade deCampinas) para controle de qualidade. Fotos: J.R.ValérioFig. 1. Diferentes espécies de cigarrinhas (Hemiptera, Cercopidae): a) Deois incompleta; b) Notozulia entreriana;c) Deois flavopicta; d) Mahanarva spp.Cigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 196p.187-201, 2007.
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    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasVALÉRIO, J. R. Avaliação de gramíneas forrageiras visando resistência à cigarrinha Zuliaentreriana (Berg, 1879) (Homoptera, Cercopidae). In: Pizarro, E. A. (Ed.). Red Internacionalde Evaluación de Pastos Tropicales (RIEPT). Reunión Sabanas,1., 1992, Brasília, DF.Resúmenes de trabajos. Working document no. 117. Brasília, DF: Embrapa- CPAC ;Cali, Colômbia: CIAT, 1992. p. 493-496. (Documento de Trabajo, 117).VALÉRIO, J.R; KOLLER, W. W. Proposição para o manejo integrado das cigarrinhas-das-pastagens. Pasturas Tropicales, v. 15, n. 3, p. 10-16, 1993.VALÉRIO, J.R. About the evaluation of forage grasses aiming resistance to the spittlebugs(Homoptera, Cercopidae) In: INTERNATIONAL PLANT PROTECTION CONGRESS, 13.,1995, The Hauge. European Journal of Plant Pathology, Dordrecht, 1995. Abstractn.1058.VALÉRIO, J.R.; LAPOINTE, S.L.; KELEMU, S.; FERNANDES, C.D.; MORALES, F. Pestsand diseases of Brachiaria. In: MILES, J.W.; MAASS - VALLE, C.B. (Ed.) The biology,agronomy and improvement of Brachiaria. Cali: CIAT, 1996. p. 87-105.VALÉRIO, J.R.; JELLER, H.; PEIXER, J. Seleção de introduções do gênero Brachiaria(Griseb) resistentes à cigarrinha Zulia entreriana (Berg) (Homoptera: Cercopidae). Anaisda Sociedade Entomológica do Brasil. v. 26, n. 2, p. 383-387, 1997.VALÉRIO, J.R., SOUZA, A.P. Screening tropical forage grasses for resistance to spittlebugs(Homoptera: Cercopidae) In: INTERNATIONAL GRASSLAND CONGRESS, 18., 1997,Winnipeg-Saskatoon, Canada. Proceedings International Grassland Congress. 1997.Abstract n.1219.VALÉRIO, J.R.; VALLE, C.B.; SOUZA, A.P.; OLIVEIRA, M.C.M. Screening Brachiariaintroductions for resistance to spittlebugs (Homoptera: Cercopidae) In: INTERNATIONALGRASSLAND CONGRESS, 19., 2001, São Pedro, SP. Proceedings InternationalGrassland Congress. Piracicaba: FEALQ, 2001. p.236-237.VALÉRIO, J.R. ; OLIVEIRA, M.C.M. Parasitismo de ovos de cigarrinhas-das-pastagens(Homoptera: Cercopidae) pelo microhimenóptero Anagrus urichi Pickles (Hymenoptera:Mymaridae) na região de Campo Grande, MS. Neotropical Entomology. v. 34, n.1,p. 137-138, 2005.Cigarrinha-das-pastagens: importâncias ecômica e considerações ... Capítulo 10 201p.187-201, 2007.
    • Capítulo 11 Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestais no Estado do Pará Telma Fátima Coelho Batista; Alexandre Mehl Lunz; Rafael Coelho Ribeiro; Patrícia da Silva Leitão LimaIntrodução O s sistemas agroflorestais (SAFs) existem há tempos remotos. Os romanos, por exemplo, utilizavam amplas variedades de sistemas que incluíam animais domésticos e o cultivo de árvores para a alimentaçãoe forragem (MACDIKEN; VERGARA, 1990). Na América Latina, muitas sociedades utilizam sistemas que simulam condições deum ecossistema natural com objetivo de se obter maior diversidade de produtos e atividades.Um grande exemplo acontece na América Central, onde agricultores utilizam o plantio de váriasespécies de vegetais em parcelas com, no máximo, um décimo de hectare (NAIR, 1993). A pratica agroflorestal na Amazônia e nos trópicos envolve uma grande variedadede combinação e arranjos de plantas. Tal diversidade dos SAF´s amazônicos tem origemna experiência das comunidades indígenas, que sempre utilizaram rotineiramente asespécies da floresta tropical em benefício de sua alimentação, saúde e manufatura deutensílios diversos, ocasionando a domesticação de diversas espécies, utilizadas até osdias de hoje na formação desses sistemas. Contudo, os SAF´s foram sendo modificadoscom a colonização e evolução dos costumes (ALMEIDA et al. 1995). Na Amazônia, a principal causa da insustentabilidade na agricultura é odesmatamento seja pelo avanço da agricultura de corte-queima, seja pelo estabelecimentoda pecuária extensiva. Ambas as atividades exigem a destruição de grandes extensõesde floresta nativa. Depois de alguns anos, especialmente, em áreas de solos pobres esujeitos a erosão, os terrenos tornam-se pouco produtivos (GAMA, 2003). Os SAF´s foram tidos como solução para a produção sustentável e reversãodos cenários de perda da biodiversidade nos trópicos, pois reconstituem o solo e, muitasvezes, se assemelham com a estrutura dinâmica da vegetação local natural, podendosubstituí-la com certa eficiência na função ecofisiológica e na manutenção do equilíbriodinâmico e ecológico nos trópicos úmidos (VIANA et al. 1997; ÁLVARES; LOCATELLI,2002). O sistema agroflorestal se contrapõe ao sistema de agricultura migratória de derrubae queima. Para cada hectare de sistema agroflorestal, poupam-se de cinco a dez hectaresde florestas destruídas pela agricultura migratória (ÁLVARES; LOCATELLI, 2002).
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Os principais sistemas agroflorestais praticados pelos produtores das áreastropicais úmidas brasileiras, principalmente na maioria dos estados amazônicos e no sulda Bahia, são os cultivos itinerantes ou “Taungya”, quintal caseiro, quintais florestais ou“homegardens, aléias ou “alley cropping”, combinação de perenes e silvipastoris (NAIR,1985). No estado do Pará, a associação de espécies arbóreas com espécies de cultivoanual é considerada como de grande importância. Trata-se de um sistema praticadomundialmente nas regiões tropicais, onde garante êxito no estabelecimento de plantaçõesflorestais. Os cultivos alimentícios são produzidos durante os primeiros anos dedesenvolvimento das essências arbóreas, geralmente, nos primeiros dois a três anos. Oprincipal objetivo do sistema tipo Taungya é a produção de madeira e, concomitantemente,de alimentos (KRISHNAMURTHY; ÁVILA, 1999). Segundo Dubois et al. (1996), o sistemaTaungya foi desenvolvido por engenheiros florestais ingleses há mais de noventa anos efoi utilizado em grande escala na Índia, Indonésia, Birmânia, Nigéria e outros países,principalmente, africanos. Sua finalidade é reduzir os custos de florestas plantadas naprodução de madeira. No Brasil, esse sistema foi introduzido após a implantação de incentivos fiscaisdecretados pelo governo federal para fomentar o reflorestamento em grande escala etornar o Brasil um dos maiores exportadores de celulose e papel. Atualmente, vem sendoutilizado quase exclusivamente para baratear a formação de florestas de eucaliptos(KRISHNAMURTHY; ÁVILA, 1999). A área ocupada atualmente por SAF´s na Amazônia é mínima quando comparadacom áreas de pasto e capoeira que compõem a maior parte das áreas desmatadas daregião (FEARNSIDE, 1990). Sua adoção por agricultores familiares ainda é incipiente, devidoa uma serie de restrições conceituais, técnicas, metodológicas, políticas e socioeconômicas(SMITH et al. 1998; MENEZES FILHO; ALMEIDA, 2000; RODRIGUES et al. 1995). A produção agroflorestal na Amazônia é limitada devido a fatoressocioeconômicos como: mercados, desenvolvimento agro-industrial, organização dascomunidades, crédito e posse da terra (SMITH et al. 1998). No Brasil, apesar daimportância econômica dos sistemas agroflorestais para muitas comunidades, ainda faltaminformações mais detalhadas sobre o manejo de exploração desses sistemas de formaque assegure o sucesso de sustentabilidade na Amazônia. Sabe-se que os SAF´s são quase sempre manejados sem aplicação deagrotóxicos ou requerem quantidades mínimas dessas substâncias, de modo a mantermínimos os efeitos negativos sobre o ambientes (GLIESSMAN, 2001). A importância dolevantamento da entomofauna nesses sistemas mostrará quais insetos-praga e úteisestão mais presentes e freqüentes, os que proporcionarão uma visão dos arranjos quesão mais vulneráveis ao ataque de pragas. Essa pesquisa também proporcionarácomparações fitossanitárias entre sistemas com diferentes arranjos e localidades. OsOcorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 204p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasresultados também subsidiarão análises de projetos para financiamento de sistemas,pois aqueles cujos componentes são mais suscetíveis ao ataque de pragas,provavelmente, terão menores chances de serem aprovados, devido ao risco desuscetibilidade a pragas que possuem. Atualmente estão implantados, principalmente, no município de Tomé-Açu, PAapós a migração japonesa de 1929 para o estado, ficando em substituição posteriormenteao declínio da cultura da pimenta-do-reino. Segundo Dubois (1990), os sistemas agroflorestais são considerados umaintegração sócio-ecologicamente eficiente de árvores x cultivos agrícolas (sistemataungya), árvores x gado (sistema silvopastoris) e árvores x cultivos agrícolas x animaisdomésticos (sistema agrosilvopastoris). Com o avanço dos plantios agrícolas e florestais no Pará e a percepção de quesistemas agroflorestais são diversificadores de atividades, além disso, por proporcionaremo uso mais racional do solo, os sistemas agroflorestais atualmente são encontrados emdiversos municípios do estado. Entretanto, levantamentos fitossanitários periódicos sãonecessários sobre a entomofauna associada a áreas de SAF´s porque podem viabilizar oestabelecimento de técnicas para um manejo integrado de pragas nessesagroecossistemas. Com o objetivo de maximizar essas informações este trabalho descreveos resultados de levantamentos da entomofauna associados a sistemas agroflorestaiscom vários arranjos espaciais e diversas espécies vegetais nos municípios de Tomé-açú, Parauapebas, Aurora do Pará e Santa Bárbara, PA. Foram identificados diversosinsetos com potencial de causar diferentes tipos de danos (p. ex., sucção de seiva,desfolhamento, retenção foliar etc.), bem como inimigos naturais, embora em menorproporção.Material e MétodosCaracterísticas gerais dos sistemas agroflorestais avaliadosMunicípio de Tomé-Açu O Município de Tomé-Açu localiza-se na região nordeste do Estado do Pará, a216 km de Belém. Banhada e cortada pelo Rio Acará-Mirim, sua sede municipal apresentaas coordenadas geográficas 2º 25 00’ S e 48º 09 00’ W. As práticas agrícolas dosinúmeros imigrantes japoneses se fundamentaram no cultivo e plantio de culturas devalor comercial com o apoio, inclusive do Governo Brasileiro, o que possibilitou a fixaçãoda Colônia Japonesa no município. Por meio de métodos modernos de agricultura, taisimigrantes desenvolveram com sucesso a cultura da pimenta-do-reino, a ponto do Estadodo Pará tornar-se um dos maiores produtores do País.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 205p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas O levantamento da entomofauna no Município de Tomé-Açú foi realizado emsetembro de 2006 em quatro propriedades, totalizando 12 diferentes sistemasagroflorestais, onde todos são auto-sustentáveis e as espécies frutíferas destinadas àexportação, principalmente para o Japão, são eles: SAF 1: implantado em 2000,componentes: mogno brasileiro (Swietenia macrophylla) e teca (Tectona grandis)associadas com açaí (Euterpe oleracea) e cupuaçu (Theobroma grandiflorum); SAF 2:implantado em 2001, componentes iguais do sistema anterior; SAF 3: componentes:cacau (Theobroma cacao) implantado há 17 anos e açaí e banana (Musa spp.) há 3anos; SAF 4: componentes: paricá (Schizolobium amazonicum) com 6 anos, cacau com17 anos de idade e açaí e banana com 3 anos; SAF 5: componentes: pimenta-do-reino(Piper nigrum), limão (Citrus sp.) e açaí Euterpe oleracea (3 anos), cacau (T. cacao) com5 anos;. SAF 6 : componenetes: açaí e cupuaçu (10 anos), pimenta e cacau (3 anos);SAF 7: componenetes: pimenta-do-reino, açaí, cupuaçu, mamão (Carica papaya), graviola(Anona muricata), cacau, mangostão (Garcinia mangostana.) com 10 anos; SAF 8:componentes: cupuaçu (12 anos), taperebá (Spondias mombin) (10 anos) e açaí (4 anos);SAF 9: componentes: mogno, banana e cacau (5 anos); SAF 10: componentes: açaí xcupuaçu x cacau (10 anos); SAF 11: componenetes: mogno (1 ano), limão (4 anos), coco(7 anos) e cacau (2 anos) e o SAF 12: componentes: taperebá (11 anos), cacau (20anos) x açaí (5 anos). Todas as biocoletas foram feitas em 0,5 ha de cada sistema.Município de Parauapebas O Município de Parauapebas está localizado na região sudeste do Estado doPará (06º04’03”S e 49º54’08”W), distante cerca de 645 km da capital Belém. Possuiclima tropical úmido e uma floresta com áreas mistas de cerrados e florestas de terrafirme que formam a maior parte da cobertura vegetal. Nas áreas de maiores altitudespredominam densas florestas. O município é cortado pelos rios Parauapebas e Itacaiúnas(CVRD, 2000). Os componentes do SAF avaliado constou de mogno, cupuaçu, mamão(Carica papaya) e coco (Cocos nucifera). Foi implantado em 2004 e as biocoletasrealizadas em novembro de 2006.Município de Aurora do Pará O SAF está instalado em área de reflorestamento comercial, oriunda de antigospastos e pela presença constante do capim ‘quicuio’ (Pennisetum clandestinum). A áreasitua-se a 2º 10, 51 S; 47 º 32,1 W, na região nordeste do Estado do Pará, a 220 Km deBelém. Possui os seguintes componentes: mogno brasileiro, cedro australiano (Toonaciliata), mogno africano (Khaya ivorensis) e nim (Azadirachtha indica) com a presença defeijão caupi (Vigna unguiculata) como cultura anual, que participou do sistema somentenos primeiros 2 anos. O sistema foi implantado em 2002.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 206p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasMunicípio de Santa Bárbara O município localiza-se na região nordeste do Estado do Pará (01º13‘00.86”S e48º17´41,18”W). As biocoletas foram efetuadas em SAF cultivado no Parque ecológicoGunma, Na margem direita da área situam-se áreas de florestas de terra firme, várzea eigapó. O parque possui área total de 540 ha, sendo constituído de 400 ha de florestaprimária e 140 ha de floresta secundária. O SAF foi implantado em 2004, em substituiçãoa dois hectares de floresta secundária. Componentes: mogno brasileiro, mogno africano,cedro australiano, cupuaçu e feijão caupi nas entrelinhas de plantio.Metodologia de biocoleta A metodologia de coleta foi de acordo com Gallo et al. (2002), com a utilizaçãode Rede de Varredura. A qual consiste num saco de pano grosso e resistente, depreferência de algodão cru ou pano de saco de farinha. Por meio desta foi varrida avegetação. Foram utilizadas duas redes de varredura e dois amostradores. Foram feitas10 amostragens/ha. Os insetos coletados foram acomodados e transportados em recipientes deplásticos de boca larga contendo álcool a 80%. A identificação foi realizada no Laboratóriode Fitossanidade pertencente à Universidade Federal Rural da Amazônia, na CapitalBelém, através de características morfológicas e coloração dos insetos seguindo chavestaxonômicas. Espécies ainda não identificadas foram remetidas a taxonomistas de outrasinstituições de pesquisas no Brasil.Resultados e DiscussãoMunicípio de Tomé-Açu Foram coletados e identificados 359 insetos nos SAF´s de Tomé-Açu. Nossistemas 3 e 12 foi obtido a maior incidência de insetos, com 58 indivíduos do totalidentificados. O que não era tão esperado porque são sistemas mais antigos eestabilizados, com plantas de cacau com 17 e 20 anos, respectivamente, entretanto, háa presença de componentes mais novos como banana e açaí que estavam com 3 anos,o que provavelmente venha a favorecer o aumento das populações dos insetos pragas,já que a maioria identificada são insetos polífagos e desfolhadores que em altos níveispopulacionais podem causar grandes prejuízos (Fig. 1). No sistema 9 foi verificado a menor incidência de insetos pragas. A espécieCamponotus rufipes (Hymenoptera: Formicidae) foi a mais abundante na maioria dosSAF´s avaliados, com pico de 24 indivíduos no sistema 3, onde houve maior número deinsetos. Outras espécies coletadas foram Schistocerca sp. (Orthoptera: Acrididae),Membracis sp. (Hemiptera: Membracidae), Oebalus poecilus (Hemiptera: Pentatomidae),Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 207p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicase Cerotoma arcuatus (Coleoptera: Chrysomelidae), esta última com pico de 44 indivíduosno SAF 12, indicando que este inseto possui certa preferência de desfolhamento peloscomponentes desse sistema (Fig. 1). Verificou-se a presença de inimigos naturais na maioria dos sistemas estudadosem Tomé-Açu, dos quais se destacaram principalmente as vespas predadoras, Polistessp. (Hymenoptera: Vespidae) e com menor freqüência os percevejos predadores Zellussp.(Hemiptera: Reduviidae) e Nabis sp. (Hemiptera: Nabidae) que sugam a hemolinfa deoutros insetos. O sistema 3 foi o que apresentou maior incidência da vespa predadora,talvez seja pela presença de maior número de insetos pragas presentes (Fig. 2). Fig 1. Insetos pragas associados a doze diferentes sistemas agroflorestais no Município de Tome-Açu, PA. Set/2006. Fig. 2. Insetos predadores associados a doze sistemas agrolforestais diferentes no Município de Tomé-Açu. Set/2006.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 208p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Embora a metodologia empregada não tenha permitido a coleta de alguns gruposde insetos, foi possível observar os danos causados na planta hospedeira. Em todos ossistemas onde continha o componente limão (limãozinho) (Fig. 3), foi observado grandeincidência da mosca negra dos citros Aleurocanthus woglumi (Hemiptera: Aleyrodidae).Esta praga suga constantemente seiva elaborada, podendo causar o enfraquecimentoda planta, redução de produção e queda precoce de folhas reduzindo área fotossintética(FREITAS et al. 2001). Outra praga bastante dizimada e presente na maioria das plantas de açaí foi acochonilha-branca Planococus sp. Esta se concentra principalmente na região dosentrenós, por debaixo das bainhas das folhas mais velhas (Fig. 4). São consideradastambém pragas importantes, porque vivem em colônias e sugam grandes quantidades de seiva do vegetal, enfraquecendo-o. Foto: Telma Batista. Fig. 3. Mosca negra dos citros Aleurocanthus woglumi presentes em plantas de limão oriundos de sistemas agroflorestais no Município de Tome- Açu. Set/2006. Foto: Telma Batista. Fig. 4. Cochonilha-branca Planocous sp. presentes em plantas de açaí oriundas de sistemas agroflorestais no Município de Tome-Açu. Set/2006.Município de Parauapebas Foram capturados 65 insetos, dos quais 57 (87,7%) foram considerados pragasagrícolas, destacando-se: Schistocerca, Solenopis, Cerotoma, Diabrotica, Gryllus assimilis,entre outros, pois a maioria desses insetos são polífagos e grandes desfolhadores (Fig.5). Foi observada, ainda, a presença de cigarrinhas como Oncometopia sp., que atacaOcorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 209p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasprincipalmente frutíferas, haja visto que o sistema avaliado fora composto, principalmentepor coco, mamão e cupuaçu. Do total, somente 8 indivíduos (12,3%) foram insetospredadores, ou seja, insetos úteis (Fig.6), como Cycloneda sanguinea (Coleoptera:Coccinellidae), predadora de importantes pragas como pulgões e cochonilhas. Espéciesde Calosoma sp. (Coleoptera: Carabidae) também estiveram presentes nas avaliações,esses besouros podem alimentar-se de aproximadamente 100 lagartas pequenas/dia.Tanto o besouro adulto como suas larvas deslocam-se muito rapidamente em áreasagrícolas/florestais e são extremamente vorazes. Posteriormente, se haver grandeadaptação desse inseto, a população tenderá a tornar-se endêmica e estabilizada nosistema. Fig. 5. Insetos praga associados em sistema agroflorestal no Município de Parauapebas, PA. Nov/2006. Fig. 6. Insetos predadores associados em sistema agroflorestal no Município de Parauapebas, PA. Nov/2006.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 210p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasMunicípio de Aurora do Pará No SAF do Município de Aurora do Pará, composto principalmente por meliáceas,foram observadas características semelhantes aos sistemas dos outros municípios, ouseja, os índices de insetos pragas são sempre maiores do que em relação aos inimigosnaturais (Fig.7 e 8). Nesse sistema foi observada a presença de Notozulia entreriana, cigarrinhadas pastagens, provavelmente devido presença de pastos que ficam em volta do sistema.O besouro desfolhador do gênero Cerotoma foi o mais freqüente, indicando grandeimportância desse inseto no Estado Pará, porque esteve presente em todos os sistemasavaliados. Foi observada também a presença do besouro do gênero Paederus sp. quecausa dermatites quando em contato com a pele humana. Entretanto, o inseto quemais apresentou danos a esse sistema, atacando somente o mogno brasileiro foi abroca Hypsipyla grandella (Lepidoptera: Pyralidae). Pesquisa realizada por Batista(2005), nesse sistema, demonstrou efeito significativo entre parcelas em que o mognobrasileiro estava consorciado, com menores índices de ataques pela broca, em relaçãoàs parcelas homogêneas, daí a importância do sistema agroflorestal para o cultivo domogno brasileiro.Município de Santa Bárbara Foram coletados 271 insetos, dos quais 213 (79%) insetos-praga e 58 (21%)insetos úteis (predadores) (Fig. 9 e 10). Trata-se de um sistema relativamente novo, comapenas dois anos de idade, período no qual a incidência de insetos, normalmente, émaior em relação a sistemas mais antigos. Dentre as espécies identificadas, destacou-se a incidência deRhammatocerus sp. (Orthoptera: Acrididae), com 13,3%, Microcentrum rhombifolium(Orthoptera: Tettigoniidae), com 9,6%, o besouro Cerotoma arcuatus (Coleoptera:Chrysomelidae), com 8,8% e Deois sp. (Hemiptera: Cercopidae), com 5,9% do totaldos insetos coletados (Fig. 10). A incidência de Rhammatocerus sp. requermonitoramento constante dada a voracidade da espécie, especialmente em plantasnovas. Ambas as espécies Schistocerca sp. (Orthoptera: Acrididae) e Oebaluspoecilus (Hemiptera: Pentatomidae) somaram 15 indivíduos coletados (5,5%). Foramcapturados 13 indivíduos (5,0%) para cada uma das espécies Diabrotica speciosa(Coleoptera: Chrysomelidae) e Dichelops furcatus (Hemiptera: Pentatomidae). E osindivíduos das espécies Trigona sp.(Hymenoptera: Apidae), Edessa meditabunda(Hemiptera: Pentatomidae) e Gryllus assimilis (Orthoptera: Gryllidae) totalizaram 34(12,4%) dos insetos capturados (Fig. 10). Os indivíduos capturados das espéciespredadoras destacaram-se Polistes sp. (Hymenoptera: Vespidae) e Nabissp.(Hemiptera: Nabidae) totalizando 6,2% e 4,4%, respectivamente, num total de10,6% dos insetos predadores capturados.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 211p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 7. Número de insetos pragas associados a sistema agroflorestal no Município de Aurora do Pará, PA. Fig. 8. Número de insetos predadores associados a sistema agroflorestal no Município de Aurora do Pará, PA. M Fig. 9. Insetos úteis e insetos pragas associados a sistema agroflorestal no Município de Santa Bárbara,PA. Maio/2006.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 212p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 10. Insetos predadores associados a sistema agroflorestal formado por meliáceas no Município de Aurora do Pará, PA. Jan/2007. Em todos os sistemas agroflorestais avaliados em que o componente mognobrasileiro esteve presente, foi observado ataque da broca Hypsipyla grandella,principalmente nos SAF´s dos municípios de Aurora do Pará e Santa Bárbara, praticamentetodas as plantas foram atacadas, logicamente com menor incidência do que os observadosem plantios homogêneos (BATISTA, 2005). Essa praga ataca os brotos terminais e impedeo crescimento da planta, causando danos irreversíveis, pois no local do ataque a plantabifurca, logo fica inviável o beneficiamento da madeira, nesse local.Discussão entre os Sistemas A presença de maiores índices de insetos-praga herbívoros nessas áreas podeser devida às alterações sofridas pela ação antrópica para implantação dos sistemasquanto à forma física e química do ambiente, principalmente, quanto a composição vegetale estrutural do solo. As espécies vegetais que foram selecionadas e implantadas nesseslocais antropizados demandam certo tempo para que entrem em equilíbrio no novo habitat,em relação à incidência de insetos. Em sistemas agroflorestais dada a variedade deespécies vegetais utilizadas, há tendência da redução gradual do número de insetos edo aumento populacional de insetos predadores. Risch et. al. (1983), ao explicaremrelações entre populações de pragas e diversidade de espécies vegetais por meio de150 estudos realizados, concluíram que em sistemas diversificados, como os sistemaagroflorestais, por exemplo, houve redução de 53% da ocorrência de insetos-praga emrelação ao incremento populacional dos mesmos em 18% dos casos avaliados. Os sistemas dos municípios de Parauapebas, Aurora do Pará, Santa Bárbara ealguns sistemas de Tomé-Açu, são considerados recentes, possuem plantas que seencontram em pleno desenvolvimento. Nesses sistemas, há considerável incidência deluz solar e certa diversidade de plantas daninhas, o que pode favorecer a competitividadeOcorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 213p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicascom os componentes do sistema, uma vez que em fase de desenvolvimento estacondição pode debilitar a planta objetivo, além de que plantas daninhas podem serhospedeiros alternativos para abrigar em potencial insetos pragas, tornando-se plantasmultiplicadoras de insetos em certos locais. Conseqüentemente, foram observadasmaiores incidências de insetos nos SAF´s mais novos devido, provavelmente, em parte,a essas condições. Sistemas agroflorestais com mais de cinco anos de implantaçãosão sistemas mais estáveis, onde há sombreamento e microclima menos favoráveis àproliferação de insetos pragas, conforme reportaram Root (1973), Risch et al. (1983) eBatista (2005). A busca por técnicas ecológicas para o controle de pragas prevê a restauraçãoda biodiversidade e contemplam a introdução de uma diversidade selecionada aosecossistemas implantados, de modo que, promova a integração de algumas propriedadesdas comunidades naturais do local alterado, conferindo estabilidade ao sistema utilizado(ROOT, 1973).Considerações finais Dos sistemas agroflorestais avaliados os pertencentes ao município de Tomé-Açu foram os que apresentaram maiores índices de insetos pragas, em decorrência,principalmente, por ter sido avaliado 12 sistemas diferentes. Entretanto, também foramos sistemas onde foi encontrado maior número de predadores, devido logicamente àpresença das pragas. Enquanto que o sistema que envolve maior quantidade de frutíferasno município de Parauapebas, foi o que apresentou menores índices tanto de insetospragas como de insetos úteis (Fig. 11), provavelmente esse resultado pode ser atribuído,devido ao veranico intenso que o município estava sofrendo durante o período em forarealizado a coleta, sabe-se que períodos com menor pluviosidade a incidência de insetosdiminui. Os sistemas de Aurora do Pará e Santa Bárbara são iguais, pois possuem osmesmos componentes, por isso apresentaram praticamente as mesmas espécies deinsetos, com ênfase a broca H. grandella que atacou praticamente todas as plantas domogno brasileiro nos dois sistemas, exceto as meliáceas resistentes como o nim, mognoafricano e o cedro australiano porque comprovadamente são resistentes (BATISTA, 2005).Isso demonstra o potencial dessa praga, caso nenhuma medida de controle seja adotada,porque todo o plantio será atacado parcial ou total, como foi o caso, desses dois sistemas.Pois segundo Hilje e Cornelius (2001), esse é o maior dano provocado pela broca, o quepode acarretar o abandono de plantios, conforme reportado por Newton et al. (1993) eGrogan et al. (2002).Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 214p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 11. Número total de insetos coletados em sistemas agroflorestais no Estado do Pará no período de Maio/2006 a Janeiro/ 2007. Fig. 12. Espécies de insetos praga coletados em sistemas agroflorestais no Estado do Pará, no período de Maio/2006 a Janeiro/2007. Nota-se na Fig. 12, que os insetos Camponotus rufipes (formiga) e Cerotomasp. (Besouro) foram os que apresentaram os maiores índices, entre todos os sistemas,isso reforça que esses insetos estão mais adaptados as culturas que são encontradas noMunicípio de Tomé-Açu, como o açaí, cupuaçu, limão e cacau. Entretanto, o besourodesfolhador Cerotoma sp. esteve presente em todos os sistemas avaliados, daí suaimportância econômica no Estado do Pará, segundo Silva et al. (2001) esse inseto causagrandes danos principalmente em leguminosas como soja, ervilha, feijão, feijão caupi,entre outras culturas no Brasil. Quanto aos predadores foi observada a presença de maiores índices da vespaPolistes sp., grande predadora, principalmente de lagartas e de outros insetos. Outrospredadores de destaque foram os percevejos Nabis sp., e Zellus sp., presentes nossistemas de Santa Bárbara e Tomé-Açu. Esses insetos são importantes para o equilíbriodo agroecossistema porque sugam a hemolinfa de outros insetos (GALLO et al. 2002). Amaior freqüência de predadores, nesses sistemas, está provavelmente relacionada adois fatores. O primeiro, devido a maior presença de insetos pragas nos sistemas, alémde que durante as biocoletas nesses municípios o clima estava mais favorável e agradávelOcorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 215p.203-218, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasao abrigo desses insetos, porque Santa Bárbara é próximo a Belém, e sabe-se que chuvasna capital são diárias, o que faz com que as temperaturas diminuam após as chuvas. NoMunicípio de Tomé-Açu, o mês de setembro/2006 foi caracterizado também pela presençade pluviosidade constante, beneficiando logicamente os predadores que se abrigam nasculturas (Fig.13). Entretanto, nos sistemas de Parauapebas e Aurora do Pará, foramencontrados poucos inimigos naturais, o que caracteriza grande vulnerabilidade dessessistemas, porque sabemos que baixos níveis de inimigos naturais a probabilidade doaumento populacional dos insetos pragas no meio ambiente é grande, exatamente pelafalta de predadores que possam realizar o controle biológico natural, podendo colocarem risco esses sistemas com o passar dos anos. Fig. 13. Números de insetos predadores coletados em sistemas agroflorestais no Estado do Pará, no período de Maio/2006 a Janeiro/2007.ReferênciasALMEIDA, C.M.V.C.; SOUZA, V.F.S.; LOCATELLI, M.; COSTA, R.S.C.; VIERA, A.H.;RODRIGUES, A.N.A.; COSTA, J.N.M.; RAM, A.; SÁ, C.P.; VENZIANO, W.; MELO JR.,R.S. Sistemas agroflorestais como alternativa auto-sustentável para o Estado deRondônia: histórico, aspectos agronômicos e perspectiva de marcado. Porto Velho:PLANAFLORO. PNUD, 1995. 59 p.ALVARES, A., F. M.; LOCATELLI, M. Implantação de sistemas agroflorestais na regiãoamazônica através da criação de distritos agroflorestais. In: CONGRESSO BRASILEIRODE SISTEMAS AGROFLORESTAIS, 4., 2002. Ilheus. Anais. Bahia. 2002. 13 p.BATISTA, T. F. C. Resistência induzida ao mogno brasileiro Swietenia macrophylla Kingpor meliáceas resistentes no controle da broca Hypsipyla grandella Zeller, 1848 emconsórcio e sistema agroflorestal. Universidade Federal Rural da Amazônia. 2005. 52 f.tese (Doutorado) - Universidade Federal Rural da Amazônia, Belém.Ocorrência de Pragas em Sistemas Agroflorestal no Estado do Pará Capítulo 11 216p.203-218, 2007.
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    • Capítulo 12 Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Nilton Fritzons Sanches; Aristóteles Pires de MatosIntrodução O abacaxizeiro é uma espécie botânica que hospeda uma fauna bastante diversificada. Cerca de 85 espécies de artrópodes (insetos, ácaros, aranhas, miriápodes), moluscos e nematóides já foram constatados emassociação com o abacaxizeiro. Considerando a importância para o desenvolvimento e expansão daabacaxicultura, nesse capítulo serão abordados aspectos como descrição, hábitos, ciclode vida, sintomas de ataque, danos e controle integrado das pragas: cochonilha do abacaxiDysmicoccus brevipes, broca-do-fruto Strymon megarus, ácaro alaranjadoDolichotetranychus floridanus e a broca-do-talo Castnia invaria volitans.Cochonilha do abacaxi A cochonilha do abacaxi, Dysmicoccus brevipes (COCKERELL, 1893)(Hemiptera: Pseudococcidae), também conhecida como cochonilha pulverulenta doabacaxi, cochonilha farinhosa ou piolho farinhento, é uma praga que causa sérios prejuízosà abacaxicultura nacional e mundial, uma vez que ela está associada a uma doençaconhecida como “murcha do abacaxi”. Anteriormente essa anomalia era consideradacomo decorrente de uma toxina que era injetada na planta pela cochonilha. Em fins dosanos 80, a purificação de um closterovírus a partir de plantas sintomáticas indicou opossível envolvimento deste agente na etiologia da doença.Descrição da cochonilha Os ovos são de forma elíptica, tem o cório liso e uma coloração amarelo alaranjadapálida. D. brevipes possui um forte dimorfismo sexual onde a fêmea possui um corpo ovaladoe o macho além de ser menor, é alado, apresenta o corpo dividido em cabeça, tórax eabdome, e um par de filamentos caudais longos e brancos. A metamorfose no macho écompleta envolvendo dois estádios ninfais, um pré-pupal, um pupal e um adulto; já nas fêmeasa metamorfose é incompleta, sendo 3 estádios ninfais e fase adulta. Somente a partir do 2º
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasestádio ninfal as diferenças morfológicas entre os sexos tornam-se evidentes. Nesta fase omacho pode ser diferençado da fêmea pela sua coloração acinzentada, pelo seu corpo esguioe alongado e pela presença de 3 pares de proeminentes filamentos cerosos posteriores.Antes de atingir a próxima muda um casulo com filamentos ceráceos, soltos e brancos, étecido pelo macho no interior do qual permanece até o seu completo desenvolvimento. A fêmea adulta (Fig. 1) alcança aproximadamente 3 mm de comprimento, tem formaoval-alongada e possui uma coloração geral rósea, recoberta por uma secreção pulverulentade cera branca, com 34 longos filamentos cerosos ao redor do corpo, sendo os 8 posterioresmais robustos e longos, porém nunca atingindo a metade do comprimento do corpo. O machoadulto é de estrutura frágil e delicada, apresentando as peças bucais não tão desenvolvidase as antenas com 8 segmentos. Foto: Nilton F. Sanches Fig. 1. Adulto da cochonilha do abacaxi Dysmicoccus brevipes (fêmea).Biologia e hábitos No Hawai duas espécies de cochonilhas podem ser encontradas no abacaxizeiro,a Dysmicoccus brevipes, “cor-de-rosa”, que se reproduz partenogeneticamente e outra,Dysmicoccus neobrevipes, de “cor cinza”, de reprodução sexuada. No Brasil é freqüente apresença de casulos do macho nas colônias de D. brevipes, bem como a presença de manchasverdes (“green-spotting”) nas folhas das plantas infestadas pela cochonilha. A fêmea de D. brevipes é ovovivípara, levando à eclosão das ninfas logo após apostura; o acasalamento é necessário para que haja reprodução. A longevidade média dasfêmeas fecundadas (do 1º ínstar até a fase adulta) é de 58 dias e a dos machos, 28 dias. Operíodo médio de oviposição é de 23 dias, gerando uma média de 295 descendentes.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 220p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Buscando proteger os ovos, a fêmea fecundada, realiza a postura dos mesmos no interiordo ovissaco. Após oviposição, a forma jovem que já se encontra totalmente formada no interior doovo, passa a romper a membrana que a envolve. Após a emergência as ninfas ficam sob o abrigomaterno por um curto período, após o qual saem em busca de um local para iniciar a sua alimentação. As ninfas do 1º estádio se locomovem com rapidez, e podem percorrer grandesdistâncias, já as dos estádios posteriores o fazem mais lentamente; enquanto as cochonilhasadultas permanecem praticamente imóveis. As fêmeas se alimentam durante toda a suavida. O macho a partir do 3º ínstar não se alimenta, pois não possui aparelho bucal. O machoadulto tem uma vida ativa, porém curta, vivendo apenas 2 a 3 dias após a emergência,podendo fecundar mais de uma fêmea durante esse período. Essas cochonilhas vivem em colônias e habitualmente podem ser encontradassugando seiva, nas raízes e axilas das folhas (Fig. 2), entretanto quando a colônia sofre umaumento populacional, elas podem também ser observadas nos frutos (Fig. 3), cavidadesflorais, parte superior das folhas (Fig. 4) e mudas. Esta cochonilha pode abrigar-se nos restosdas lavouras e mesmo nas raízes de outras plantas, como também nas mudas do abacaxizeiro. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 2. Colônia de cochonilha D. brevipes na base das folhas de abacaxi. O desenvolvimento populacional da cochonilha pode ser afetado por fatores comoclima, condições fisiológicas das plantas e tipo do solo, presença de formigas e procedênciado material de plantio. Já foi observado que as altas infestações da cochonilha ocorrem nosperíodos mais secos do ano, e que a precipitação pluviométrica é o fator que mais afeta apopulação de D. brevipes, onde após uma elevada pluviosidade ocorre um decréscimo nainfestação da praga. Foi constatado em Formosa que a fecundidade e a longevidade podemser afetadas pelo clima, fazendo com que 6 a 7 gerações desse inseto ocorram por ano. NaCosta do Marfim as condições favoráveis para a multiplicação da cochonilha D. brevipes sãoa temperatura máxima diurna (30,5º C a 31,5º C) e a umidade diurna (61,5% a 64,5%).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 221p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 3. Colônia de cochonilha D. brevipes no pedúnculo e na base do fruto. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 4. Colônias de cochonilha D. brevipes na parte clorofilada da folha (crescimento populacional elevado).Plantas hospedeiras Várias plantas, além do abacaxizeiro, podem ser hospedeiras dessa praga, aexemplo de abacate, algodão, amendoim, amora, arroz, azeda brava, Balsamina communis,bambu, banana, batatinha, Brachiaria plantaginea, cacau, cana-de-açúcar, café, caqui, coco,fruta-do-conde, Hibiscus sp., jabuticaba, jaca, manga, milho, palmeira, sorgo, sapé e tiririca(dandá).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 222p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasAssociação com formigas Uma das formas mais eficientes de disseminação da cochonilha pelo plantio é atravésdo seu transporte pelas formigas doceiras. A cochonilha do abacaxi pode viver em simbiosepor protocooperação com várias espécies de formigas doceiras. Elas se nutrem de umasubstância adocicada produzida pelas cochonilhas e, em troca, as formigas protegem assuas colônias das intempéries e dos inimigos naturais, cobrindo-as com terra e restos orgânicose servindo-lhes de agentes de dispersão. Algumas das espécies de formigas doceiras encontradas na cultura do abacaxizeiroassociadas com a cochonilha D. brevipes são: Brachymyrmex sp., B. admotus, B. heeri , B.heeri var. obscurior, Camponotus sp., Cardiocondyla emeryi, Crematogaster steinheili,Iridomyrmex humilis, Monomorium carbonarium subsp. ebeninum, M. floricola, Odontomachushaematoda, Paratrechina sp. , P. fulva, P. longicornis, Pheidole sp., P. subarmata var.borinquenensis, P. megacephala, Plagiolepis mactavishi, Prenolepsis sp., Solenopsis sp., S.geminata, S. geminata var. rufa, S. saevissima, Tapinoma melanocephalum, Wasmanniaauropunctata.Sintomas de ataque Antes da ocorrência dos sintomas foliares dessa doença, estes primeiramentesurgem nas raízes. O desenvolvimento radicular já é afetado aos 42 dias após a infestaçãopela cochonilha, contudo os primeiros sintomas nas folhas vão só ocorrer entre o segundo eterceiro meses, embora o desenvolvimento desses sintomas possam atingir até 10 meses. Além da interrupção do crescimento radicular, ocorre um apodrecimento dos tecidos,embora as raízes mais novas, possam estar sadias. Nesse estádio final, as plantas aoserem retiradas do solo, vão mostrar um sistema radicular totalmente destruído; nesta fase érara a presença de cochonilhas, já que estas, por falta de alimentação, migram para plantasvizinhas em bom estado vegetativo. Os sintomas foliares do ataque dessa cochonilha caracterizam-se pelo murchamentoe descoloração graduais das folhas (avermelhamento, seguido de amarelecimento). A seguir,os bordos das folhas dobram-se para baixo e, posteriormente, as folhas curvam-se em direçãoao solo e, por fim, secam (Fig. 5). O surgimento dos sintomas de murcha, bem como a sua intensidade e evolução,são funções de vários fatores, fundamentalmente aqueles ligados à cochonilha, aquelesinerentes à planta (vigor, idade, cultivar, etc.) e os ambientais. Entre a infestação e o aparecimento dos primeiros sintomas da doença, ocorre umperíodo de “incubação”, que pode ser muito variável a depender da idade da planta, doperíodo alimentar das cochonilhas e do seu número na planta. Na Guiné, abacaxizeirosinfestados aos 5 e 9 meses, apresentaram sintomas da doença entre 2 a 3 meses, e de 4 aMonitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 223p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas5 meses, respectivamente. No Hawai e na Índia, plantas infestadas aos 6 meses de idade,os sintomas da murcha apareceram ao redor de dois meses. Na Malásia, plantas infestadascom 30 cochonilhas cada, começaram a apresentar sintomas de murcha aos 37 dias. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 5. Abacaxizeiros apresentando sintomas de murcha associada à cochonilha D. brevipes. Em casos de falta de água, o abacaxizeiro também pode apresentar sintomas quaseidênticos aos da murcha associada à cochonilha. Na Tabela 1, estão citadas algumas diferenças entre esses dois tipos de murcha.Tabela 1. Diferenças entre dois tipos de murcha no abacaxizeiro. Agentes bióticos como Phytophthora cinnamomi e nematóides, assim como abióticoscomo estresse hídrico e deficiência de cobre podem causar sintomas que se assemelhamaos da murcha associada à cochonilha.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 224p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasDanos Os danos causados pela “murcha” podem ser de dois tipos: ou as plantas podemser levadas à morte, antes mesmo da fase de frutificação, ou não frutificam ou, se o fazem,produzem frutos atrofiados e murchos (Fig. 6 e 7), inadequados ao consumo. O número de pés afetados pela murcha em um plantio pode ser variável (Fig. 8),não sendo incomum se passar dos 50%. Na Costa do Marfim, já foram estimadas perdasdevidas à murcha da ordem de 70% e em determinadas áreas, superiores a 80%. Na Paraíba,apesar da elevada incidência da cochonilha na cultivar Pérola, os maiores prejuízos (acimade 30%) ocorreram na cv. Smooth Cayenne. Em uma propriedade em São Félix do Coribe,BA, foi observada na cultivar Smooth Cayenne uma incidência de murcha, em 90% dasplantas avaliadas. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 6. Abacaxizeiro cv. Smooth Cayenne com sintoma de murcha e com o desenvolvimento da inflorescência comprometido. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 7. Abacaxizeiros cultivar Smooth Cayenne: tratado, sem murcha (esquerda) e planta não tratada, com murcha (direita).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 225p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 8. Plantio de abacaxizeiros ‘Smooth Cayenne’ apresentando elevada incidência de murcha.Manejo integrado da cochonilha do abacaxi O Manejo Integrado de Pragas (MIP) é definido como: “Sistema de decisão parauso de táticas de controle, isoladamente ou associadas harmoniosamente, numa estratégiade manejo baseada em análises de custo/benefício que levam em conta o interesse e/ouimpacto nos produtores, sociedade e ambiente”. Pode-se considerar também que o MIP éum conjunto de medidas que visa manter as pragas abaixo do nível de dano econômico,levando em consideração critérios econômicos, ecológicos e sociais.Métodos culturais Consistem em se empregar determinadas práticas culturais para o controle,baseando-se em conhecimentos biológicos e ecológicos da praga. Preparo do solo: Quando a área a ser instalada a cultura apresentar baixa infestaçãode formigas doceiras, principalmente a lava-pés (Solenopsis sp.), um bom preparo do solo,antes do plantio, já é suficiente para controlar e, por conseguinte, reduzir a disseminação dacochonilha. Rotação de cultura: Este método visa reduzir a população de insetos-praga de umacultura a um nível mais baixo, através do plantio alternado de plantas que não sejamhospedeiras das mesmas pragas. No caso da D. brevipes, que possui um grande número dehospedeiros, esta prática torna-se um tanto difícil, entretanto o plantio de leguminosas, excetoo amendoim, poderia vir a surtir o efeito desejado.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 226p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Colheita das mudas: O material de plantio (mudas do tipo filhote, filhote-rebentão erebentão) é considerado uma das formas mais eficientes de disseminação desse inseto-praga, de região para região. Sempre que possível, realizar a colheita das mudas em áreasonde o índice populacional da cochonilha tenha sido baixo. Proceder ao descarte das mudasque apresentarem altas infestações dessa praga. Cura: É um processo pela qual as mudas, após a colheita, são expostas ao soldurante 8-15 dias aproximadamente. A vantagem desse método é auxiliar no extermínio dascochonilhas que casualmente se encontram nas folhas mais externas, na base das mudas. Destruição dos restos de cultura: Destruir completamente os restos do cultivo anteriore das ervas daninhas hospedeiras da praga, contribuindo para redução da infestação nosnovos plantios.Controle Biológico Algumas espécies de parasitóides e predadores foram introduzidas no Hawaipara o controle da cochonilha D. brevipes, dentre elas as que se estabeleceram foram:Anagyrus ananatis Gahan, Euryrophalus propinquus Kernich, Hambletonia pseudococcinaCompere, Lobodiplosis pseudococci Felt, Nephus bilucenarius Mulsant e Scymnusuncinatus Sicard. Destes, os parasitóides mais eficientes foram os três primeirosencirtídeos e dos predadores, o cecidomiídeo Lobodiplosis. O controle biológico mostrou-se mais eficiente em áreas onde as formigas doceiras foram controladas adequadamente,sendo possível observar uma redução na incidência da murcha em áreas onde um altograu de parasitismo foi atingido. No Brasil, já se constatou a presença de H. pseudococcina, porém em baixaintensidade nos abacaxizais. Já o eficiente e extremamente ativo Pseudaphycus sp. foibastante encontrado parasitando cochonilhas nas partes superiores das folhas einflorescências, mas não em colônias situadas na parte basal das folhas logo abaixo dasuperfície do solo. Por outro lado, o Anagyrus sp., não tão abundante quanto o anterior, foi oparasita encontrado com maior freqüência nas áreas visitadas. Avaliando-se a capacidadede predação do Cryptolaemus montrouzieri, na sua fase larval e na fase adulta, constatou-seque esse predador consumiu em média, respectivamente, 48,7 e 3,81 indivíduos de D.brevipes. A preservação desses agentes, impedindo o uso indiscriminado de inseticidas, comotambém tentar criá-los massalmente e efetuar suas liberações de forma “inundativa”, visandoo controle da cochonilha do abacaxi, devem ser testadas. Já foram encontrados vários inimigosnaturais de formigas, o que pode indicar que o seu controle via biológica possa ser umaalternativa promissora.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 227p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasControle Genético Existe uma considerável variação no grau de suscetibilidade das cultivares e espéciesde abacaxi em relação à murcha. As cultivares Smooth Cayenne e Monte Lírio são altamentesuscetíveis, ao passo que a Red Spanish, Pernambuco (Pérola), Queen e as espécies Ananascomosus var. ananassoides, A. Comosus var. bracteatus e Pseudananas sagenariussão mais resistentes. Adicionalmente, híbridos resultantes de cruzamentos entre parentaisresistentes e suscetíveis comportam-se como altamente resistentes a essa doença.Controle Químico Tendo em vista a ocorrência da cochonilha durante todo o ciclo da cultura, seucontrole deve ser implementado em duas etapas: antes do plantio e durante o ciclo vegetativo. Pré-plantio • Quando as mudas forem oriundas de plantios com histórico de infestação pelacochonilha, elas devem ser tratadas por imersão (Fig. 9), por 3 a 5 minutos, em umacalda inseticida-acaricida com um dos produtos indicados na Tabela 2. Acrescentar umespalhante adesivo à calda, para que a mesma seja bem distribuída e permaneça aderidaà superfície da planta. Após o mergulho, as caixas de plástico contendo as mudas devemser colocadas próximas ao tanque de modo que o excesso da calda retorne ao tanque. Emseguida, as mudas são espalhadas, para a secagem.Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 9. Tratamento de mudas: caixas plásticas com mudas da cv. Smooth Cayenne. Existem resultados experimentais que mostram o fosfeto de alumínio como altamenteeficiente no controle da cochonilha e sem nenhum efeito fitotóxico às mudas: utilização deum grama de fosfina por metro cúbico por um período de 72 horas de exposição.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 228p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas • Após a colheita dos frutos, as mudas podem ser pulverizadas com a misturainseticida-acaricida, antes delas serem removidas da planta-mãe. • O controle de formigas doceiras (principalmente “lava-pés”) diminui a dispersãoda cochonilha na área. Proceder ao controle dessas mediante aplicação de 2 L de caldainseticida por formigueiro (encharcamento). Em áreas cultivadas anteriormente, um bompreparo de solo ajuda a destruir os ninhos das formigas doceiras, que são importantes agentesdisseminadores da cochonilha. Pós-plantio Realizar o monitoramento, isto é, uma vistoria rigorosa, com o objetivo de observara presença de plantas com sintomas de murcha ou com colônia(s) de cochonilhas. Em plantios de até cinco hectares, deve-se amostrar 10 pontos por hectare,caminhando-se em ziguezague, avaliando-se 50 plantas seguidas na linha em cada ponto,num total de 500 plantas por hectare. Em plantios com área superior a cinco hectares,deve-se amostrar 20 pontos avaliando-se 50 plantas seguidas na linha em cada ponto,num total de 1.000 plantas por plantio (Fig. 10). As avaliações, preferentemente de freqüênciaquinzenal, podendo ser mensal, devem ser iniciadas no segundo mês após o plantio econtinuar até o tratamento da indução floral. A necessidade de efetuar, ou não, o controlequímico é fundamentada no monitoramento. Detectando-se pelo menos uma planta comsintoma de murcha ou com uma colônia de cochonilhas na área de até cinco hectares, oupelo menos duas plantas com sintomas de murcha ou com colônia(s) de cochonilhas emáreas acima de cinco hectares, deve-se realizar o controle químico localizado (nas reboleirase plantas adjacentes) (Fig. 11), aplicando-se um dos inseticidas listados na Tabela 2. Darcontinuidade ao monitoramento e realizar o controle químico caso necessário.Fig. 10. Esquema de amostragem para o monitoramento de pragas do abacaxizeiro em talhão de até cincohectares e com mais de cinco hectares.Fonte: Matos et al. (2007).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 229p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 11. Controle químico localizado da cochonilha: uso de pulverizador costal. A recomendação e o uso dos agroquímicos para o controle das pragas doabacaxizeiro devem estar de acordo com as orientações contidas na última versão disponíveldo AGROFIT (Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento).Broca-do-fruto A broca-do-fruto Strymon megarus (GODART, 1824) (Lepidoptera: Lycaenidae),anteriormente denominada de Thecla basalides, é considerada uma das principais pragasda abacaxicultura brasileira. A praga ocorre em várias regiões produtoras do País, equando não controlada, pode causar prejuízos de até 80%. Ela possui um número reduzidode hospedeiros; além do abacaxi, pode ser encontrada em espécies nativas debromeliáceas.Descrição, biologia e hábitos Na fase adulta, é uma pequena borboleta com aproximadamente 2,8 a 3,5 cmde envergadura (Fig. 12). A coloração das asas é cinza escura na face superior e cinzaclara, na inferior. As borboletas, em vôos rápidos e irregulares, visitam as plantas emtodas as horas do dia, onde realizam as posturas dos ovos desde a saída da inflorescênciaaté o fechamento das últimas flores. As partes superior e mediana da inflorescência sãoos locais preferidos (Fig. 13), embora os ovos também possam ser observados nopedúnculo e nas gemas que darão origem às mudas do tipo filhote. O ovo é circular,esbranquiçado e achatado na sua parte inferior e, embora pequeno, com cerca de0,8 mm de diâmetro, é fácil de ser observado na planta (Fig. 14).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 230p.219-247, 2007.
    • Tabela 2. Produtos registrados pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento para o controle da cochonilha do abacaxi Dysmicoccus brevipes e formigas doceiras, em ordem decrescente de toxicidade.p.219-247, 2007. Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas 231 Capítulo 12
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasFonte: Matos et al. ( 2007). Fig. 12. Esquema de amostragem para o monitoramento de pragas do abacaxizeiro em talhão de até cinco hectares e com mais de cinco hectares. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 13. Adulto da broca-do-fruto. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 14. Postura da broca-do-fruto na inflorescência. Foto: Nilton F. Sanches.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 232p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Para facilitar o monitoramento recomenda-se, ao induzir a planta, não jogar ocarbureto, em pedras, diretamente na roseta foliar, pois o resíduo deste na inflorescência,dificultará a localização do ovo da broca. Cinco dias após a postura dos ovos ocorre aeclosão de uma lagartinha de coloração amarelo-pálida, com aproximadamente 1,6 mmde comprimento (Fig. 15), que inicia o seu ataque, normalmente, na base tenra, entre osfrutilhos. Nessa fase, ela permanece no interior da inflorescência por aproximadamente13 a 16 dias. Quando completamente desenvolvida, atinge 18-20 mm de comprimento e6 mm de largura, e apresenta manchas longitudinais avermelhadas sobre o tom amarelo-escuro de seu corpo. O ventre e o dorso são ligeiramente deprimidos, o que lhe dá oaspecto típico de “lesma” ou “tatuzinho de jardim” (Fig. 16). Ela desce pelo pedúnculo e,próximo a este, na base das folhas, se transforma em pupa. Sete a onze dias após,ocorre a emergência do adulto. A pupa possui uma coloração castanha com manchasescuras e o seu comprimento está em torno de 13 mm (Fig. 17). Foto: Nilton F. Sanches Fig. 15. Ovo da broca-do-fruto fixado à bráctea. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 16. Lagarta da broca-do-fruto recém eclodida.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 233p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 17. Broca-do-fruto: lagarta desenvolvida (4º instar). Aspecto de “tatuzinho” ou lesma.Sintomas e danos A lagarta, ao penetrar na inflorescência, rompe os tecidos, resultando noaparecimento de uma resina incolor, bastante fluída. Em contato com o ar, a resina formabolhas irregulares, tornando-se amarelada e, ao endurecer, marrom-escura (Fig. 18). Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 18. Pupa da broca-do-fruto.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 234p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas É interessante observar que a inflorescência, quando infectada pela fusariose(doença fúngica), também exsuda resina como sintoma de ataque, porém, geralmente,pelo centro do frutilho, enquanto que no caso da broca-do-fruto a resina surge entre osfrutilhos.Manejo integrado da broca-do-fruto A necessidade de efetuar, ou não, o controle químico é fundamentada nomonitoramento. Em plantios de até cinco hectares, deve-se amostrar 10 pontos por hectare,caminhando-se em ziguezague, avaliando-se 20 inflorescências seguidas na linha emcada ponto, num total de 200 plantas por hectare. Em plantios com área superior a cincohectares, deve-se amostrar 20 pontos avaliando-se 20 inflorescências seguidas na linhaem cada ponto, num total de 400 plantas por plantio (Fig. 10). As avaliações, de freqüênciasemanal, devem ser iniciadas na época do aparecimento da inflorescência,aproximadamente na 6a. semana após a indução floral e finalizadas, aproximadamente,na 12a. semana após o fechamento das últimas flores da inflorescência (Fig. 19). Nessasavaliações, detectando-se pelo menos um adulto ou duas inflorescências com pelo menosuma postura (um ovo), iniciar o controle usando um dos produtos mostrados na Tabela 3,pulverizando 1.000 litros de calda inseticida por hectare por aplicação (35 ml calda/inflorescência/aplicação) (Fig. 20). Caso seja necessário reaplicar o produto, manterintervalos de 15 dias entre as aplicações. O monitoramento periódico das inflorescências é uma prática bastante útil,permitindo que a primeira aplicação seja iniciada somente quando do aparecimento doadulto e/ou das primeiras posturas dos ovos da broca, reduzindo-se assim a aplicação deinseticidas, os custos com mão-de-obra, além de coerente com a preservação ambiental. Desenho: Gildefran A. D. de Assis.Fig. 19. Diagrama do abacaxizeiro da indução floral ao fechamento das flores. A duração de cada fase podeser maior em períodos com temperaturas baixas.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 235p.219-247, 2007.
    • Tabela 3. Produtos registrados pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento para o controle da broca-do- fruto do abacaxi Strymon megarus, em ordem decrescente de toxicidade.p.219-247, 2007. Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas 236 Capítulo 12
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 20. Controle da broca-do- fruto: pulverização (costal manual) em inflorescências. Outras medidas de manejo integrado da broca-do-fruto compõem-se de:Métodos Culturais Rotação de cultura: É um método que visa reduzir a população de um inseto-praga de uma determinada cultura a um nível baixo, através de plantios alternados deplantas que não sejam hospedeiras das mesmas pragas. A broca-do-fruto S. megarus éespecífica do abacaxizeiro, assim esse método pode trazer vantagens. Eliminação de inflorescências atacadas: É um método que pode ser utilizadoem pequenas áreas de cultivo, realizando-se a coleta e a eliminação de inflorescênciasatacadas (presença de resinas) pela broca-do-fruto, com o objetivo de diminuir o potencialde infestação do inseto-praga.Método Mecânico Em pequenas áreas, aos 45-55 dias após a indução do florescimento, podem-se cobrir as inflorescências com sacos de papel parafinado, para impedir a postura dosovos nas inflorescências.Controle biológico Inseticidas microbianos à base de Bacillus thuringhiensis Berliner podem serusados para controlar esse inseto-praga, sendo de sete a dez dias o intervalo entreaplicações, desde que devidamente registrados para utilização na cultura (Tabela 3).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 237p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasÁcaro alaranjado do abacaxi O ácaro alaranjado do abacaxi Dolichotetranychus floridanus (BANKS, 1900)(Acari: Tenuipalpidae), é também vulgarmente denominado de ácaro plano da base dasfolhas. Ele ocorre em quase todas as regiões produtoras de abacaxi do mundo.Descrição Esse ácaro possui um corpo alongado com comprimento médio de 0,33mm,sendo que a fêmea é maior e mais larga que o macho, além de apresentar uma leveconstrição na metade do corpo. O macho possui a parte posterior do corpo afilada(Fig. 21). Apesar de serem diminutos eles podem ser vistos a olho nu em face da suaforte coloração alaranjada. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 21. Ácaro-alaranjado: detalhe do ovo e adultos (macho e fêmea).Hábitos Eles vivem, em colônias, nas bases das folhas do abacaxizeiro, na parteaclorofilada, tanto em plantas em desenvolvimento vegetativo quanto nas mudas. Sob uma lupa de 10 aumentos, ao se observar colônias constituídas de adultos,formas jovens (ninfas), ovos alaranjados e exúvias brancas, normalmente agrupados, egeralmente dentro das áreas necrosadas (Fig. 22). Esse ácaro é facilmente encontradonas mudas tipo filhote que apresentam as suas folhas basais (as mais externas) secas eamareladas, enquanto em folhas ainda verdes, é rara a sua presença. As maiorespopulações nessas mudas concentram-se entre a 5ª e 10ª folhas.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 238p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 22. Ácaro- alaranjado: colônia. Normalmente, a sua incidência é maior em períodos secos e quentes; já emépocas mais frias e chuvosas, a sua população é menor.Sintomas e danos As áreas necrosadas, que podem variar em tamanho, forma e número(Fig. 23 e 24), parecem não causar prejuízos à planta bem desenvolvida, já que as lesõesparecem ser apenas superficiais, não impedindo a circulação da seiva no interior da folha. Jáem áreas de produção de mudas por método de seccionamento de partes da planta, esseácaro pode assumir grande importância, uma vez que as futuras mudinhas possuem as folhastenras, ainda frágeis ao ataque deste aracnídeo. As condições climáticas mantendo-se favoráveisao desenvolvimento populacional dos ácaros, eles podem atingir também as folhas da coroa dofruto, cujo sistema foliar é de menor tamanho e mais frágil que o da planta em si. Nesse caso osfrutos para exportação perdem o seu valor comercial. Um outro sintoma que pode indicar apresença deste ácaro na base da planta é a ocorrência de pequenas formações encortiçadasesparsas e um aspecto geral rugoso no centro da face superior do limbo foliar.Manejo integrado do ácaro alaranjadoControle cultural Quando da instalação de um novo plantio se faz necessário a completa destruiçãodos restos culturais, uma vez que são excelentes fontes de infestação, que irão contribuirpara a proliferação das pragas. Essa prática contribui para controlar principalmente ascochonilhas e ácaros.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 239p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 23. Ácaro-alaranjado: formação das áreas necróticas. Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 24. Ácaro-alaranjado: base da folha do abacaxizeiro com várias áreas necrosadas .Controle químico Os produtos utilizados para controlar a cochonilha do abacaxi, sejam notratamento de mudas, sejam nas pulverizações durante o ciclo vegetativo, podem tambémcontrolar o ácaro alaranjado.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 240p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicasBroca do talo Dentre as espécies de insetos que atacam a cultura do abacaxi no Brasil, destaca-se a broca do talo Castnia invaria volitans Lamas, 1995 (Lepidoptera: Castniidae) conhecidatambém como broca do olho, broca do caule do abacaxizeiro, broca gigante ou lepidobroca,praga circunscrita aos estados do Norte e Nordeste do País. O adulto dessa espécie seassemelha muito a Telchin licus licus (DRURY, 1773), a broca gigante da cana-de-açúcar.Plantas hospedeiras As plantas hospedeiras deste inseto são o abacaxi e ananás (frutos) e a bananeira(pseudocaule).Descrição, biologia e hábitos O adulto é uma mariposa de hábito diurno, possui cerca de 34 mm de comprimentopor 87-105 mm de envergadura. As asas apresentam uma coloração vistosa, as anterioressão marrons com reflexo verde, com 3 faixas esbranquiçadas e as posteriores, vermelhas,com a base escura (Fig. 25). Foto: Nilton F. Sanches Fig. 25. Broca-do-talo: adulto. A postura dos ovos é realizada na base das folhas mais velhas, as externas (tipo Ce D). Os ovos possuem um formato ovóide-alongado, coloração rosa-alaranjada, eaproximadamente 6 mm de comprimento por 2,7 mm de diâmetro (Fig. 26).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 241p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 26. Broca-do-talo: ovo. Logo após a eclosão, a lagarta, com 8 mm de comprimento, começa a penetrar nasfolhas, indo em direção ao interior da roseta foliar e, posteriormente atingindo o talo (caule).Uma vez em seu interior, começa a destruir os seus tecidos numa voracidade crescente.Embora não seja comum, a lagarta pode atravessar o pedúnculo, indo atingir o fruto. Próximode completar a fase larval, a lagarta, com aproximadamente 6 cm de comprimento e umacoloração branco-amarelada, constrói no interior da planta um casulo usando as fibras dotalo, e depois se transforma em crisálida (Fig. 27). Foto: Nilton F. Sanches. Fig. 27. Broca-do-talo: lagarta (esq.), casulo (centro) e pupa (direita).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 242p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas As mudas de abacaxi também podem ser atacadas pela lagarta, embora com menorfreqüência.Sintomas e danos Numa fase inicial do ataque, algumas folhas principalmente as mais internas,podem ser facilmente destacadas da planta mãe, já que se apresentam parcialmenteou quase totalmente seccionadas na sua região basal (parte não clorofilada)(Fig. 28). O sintoma conhecido como “olho morto” é decorrente da destruição do tecidomeristemático no ápice do caule (Fig. 29). Um outro sintoma bastante característico do seuataque é a presença de uma grande quantidade de resina misturada com seus dejetos,normalmente localizada próximo da inserção da folha com o talo (Fig. 30). A exsudação daresina é maior em período chuvoso. A destruição gradual dos tecidos internos do caule (talo) pela lagarta leva a plantaao definhamento. As folhas amarelecem e secam, e a planta, antes de morrer, emite umabrotação lateral. Apenas uma larva já é o suficiente para matar o abacaxizeiro. Elas causamprejuízos diretos pela abertura de galerias no talo, levando a planta à morte ou à destruiçãodo fruto. Foi constatada na região de Cruz das Almas, BA, nas cultivares Perolera, Primavera,Smooth Cayenne e Pérola, uma incidência de ataque desta praga na ordem de 23%, 16%,9% e 3%, respectivamente. Na região de Sapé, PB, foram constatados alguns talhões comaté 80% de plantas destruídas por esta broca.Controle Esta praga pode ocorrer durante todo o ciclo vegetativo e também na fase defrutificação do abacaxizeiro, tornando antieconômico o controle químico face o elevado númerode aplicações necessárias para o controle e com reflexos negativos na proteção ambiental.O produtor deve fazer uso do controle mecânico, ou seja, para manter baixa a população doinseto na região, ele deve identificar e arrancar as plantas atacadas, e com um facão, cortá-las na altura do caule, para destruir a larva (controle mecânico). Normalmente encontra-seapenas uma larva por planta. Ao se instalar a cultura de abacaxi em uma nova região deve-se ter o cuidado deconhecer a origem das mudas que ali serão plantadas. O material de plantio deve ser vistoriadorigorosamente para evitar a entrada de insetos-praga na nova área.Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 243p.219-247, 2007.
    • Fitossanidade na Amazônia: inovações tecnológicas Fig. 28. Broca-do-talo: tecidos foliares e talo destruídos. Fotos: Nilton F. Sanches Fig. 29. Broca-do-talo: “olho morto” (morte do meristema) e brotação lateral (sintomas de ataque). Fig. 30. Broca-do-talo: abacaxizeiro com um sintoma de ataque (presença de resina misturada com dejetos na base das folhas do abacaxizeiro).Monitoramento e Controle das Principais Pragas do Abacaxizeiro Capítulo 12 244p.219-247, 2007.
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