Rsumn d la unidad 2 d biotcnologia aplikda part22
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    Rsumn d la unidad 2 d biotcnologia aplikda part22 Rsumn d la unidad 2 d biotcnologia aplikda part22 Document Transcript

    • 2.3.6.2. CRECIMIENTO DE YEMAS ADVENTICIASSe pueden iniciar nuevos ápices de ramas o brotes ya sea: 1. Directamente del explante 2. indirectamente del callo que se forma en la superficie cortada del explante.Los dos factores más importantes que afectan la iniciación de brotes adventiciosson: 1. la relación del explante 2. El régimen de hormonas que se suministran a las plantas.Entre los tipos de explantes hay porciones de hojas que se usan en plantas comoSaintpaulia y rábanos picantes que de manera natural se regeneran de esta forma.Se utilizan explantes de puntas de tallos en varias especies como en orquídeas, yhelechos en los cuales se desarrollan masas de tejidos de tipo callo y regeneran aun gran numero de brotes, con el tiempo las plantas iniciadas de puntas de calloscon el propósito inicial de brotes axilares, pueden revertir a formar alto porcentajede brotes adventicios.La iniciación directa principia con células de parenquima que están situadas yasea en la epidermis o justo abajo de la superficie del tallo; algunas de esas célulasse vuelve meristemoides las cuales aparentemente se originan de célulasindividuales, sin embargo, la respuesta de los explantes depende de laconcentración de hormonas El desarrollo indirecto de brotes adventicios implica,primero la iniciación de callo basal de los brotes separados en cultivos, Los brotesse originan en la periferia del callo e inicialmente no están conectados al tejidovascular del explante, de manera similar, en plantas intactas, si se aplicacitoquinina en bloques de agar cilíndrico pueden originarse de brotes del calloformado en el ápice de epicotilos decapitados. En general la formación de brotesadventicios puede conducir a tasas muy elevadas de multiplicación, mas altas quelos que se obtienen de ramas axilares. Por otra parte, los brotes adventiciospueden aumentar las tasas de producción de plantas aberrantes, resultantes de lapartición de quimeras que en algunos cultivares resulta en la perdida de lavariegacion y en reversiones a una condición más juvenil, cuando se use estesistema las plantas producidas deben evaluarse cuidadosamente respecto a laposible variación. Las diferentes plantas pueden responder en un modo distinto a las diversascitoquininas y auxinas a parte debido a su control hormonal natural. Unasecuencia apropiada de hormonas es de importancia particular en cuanto que unahormona puede tener un efecto inductor pero debe estar ausente o en cantidadreducida para que crezca el órgano.http://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=9&cad=rja&ved=0CFcQFjAI&url=http%3A%2F%2Fwww.lamolina.edu.pe%2Fagronomia%2F
    • dhorticultura%2Fhtml%2Fpropagacion%2Ffitohormonas%2Fshuamanyauri.doc&ei=E5uMUJnFIcygqQHI1oCgBw&usg=AFQjCNEzB_pIJA0zWl8nAyQxzGVB6wFsog&sig2=dW4aiX5MiBKV2OwN0kLAYQ2.3.6.3. ENRAIZAMIENTO Cambios anatómicos durante formación de raíces  Dediferenciación:  Formación de nuevos sitios meristemáticos  Marcado por división anticlinal  Divisiones celulares iniciales:  Grupos de células sin polaridad, simétricas, no determinadas  Divisiones laterales para formar meristema radical determinado:  1500 células, simetría bilateral  Crecimiento y emergencia (división y alargamiento):  Unión vascular con tallo  Raíz es visibleCambios fisiológicos durante formación de raíces  Iniciación día 0 a día 3:  Divisiones anticlinales en periciclo  Depende de AIA del ápice de raíz primaria  Emergencia: día 3 a día 10:  Salida de raíces  Requiere de fuente diferente de auxina (ápice y hojas jóvenes)  Duplica la concentración en forma de pulso (alta conc/corto tiempo)  No ocurre si se decapita planta, si al adicionar auxina
    •  Independencia:  Crecimiento de raíz  Independiente de auxina de ápice y de raíz primariaCausas para variabilidad de enraizamiento  Condiciones ambientales y de nutrición de la planta y de los esquejes  Manejo de los explantes luego de su separación de la planta madre  Concentración, método de aplicación y tipo de sustancia reguladora  Interacción entre sustancias RC  Edad de los esquejeshttp://www.google.com.mx/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=4&cad=rja&ved=0CDUQFjAD&url=http%3A%2F%2Ffranciscosaborio.files.wordpress.com%2F2012%2F08%2Fenraizamiento.ppt&ei=SZ6MUL2sAuqfyQHz4IGwAw&usg=AFQjCNFhzpaZCF4_JXpAUvZPpk0Er-12Mw&sig2=QiZoJd-M6F2-fRdaMeZtKw2.3.6.4. PREADAPTACION Y TRASPLANTEEste período de adaptación al nuevo hábitat es llamado fase o etapa deaclimatación. La estrategia a implementarse durante el mencionado ciclo deberácontemplar el control minucioso de los parámetros ambientales (humedad,temperatura y luz) de tal manera que permita disminuir la deshidratación y, almismo tiempo, estimular la fotosíntesis con el objeto de generar un rápidocrecimiento de los plantines. El retraso en el desarrollo de la cutícula y la escasafuncionalidad del aparato estomático que presentan las hojas de la mayoría de lasespecies cultivadas in vitro, determinan una alta tasa de transpiración que puedeocasionar la muerte por deshidratación. El control de este proceso fisiológico esde vital importancia durante la aclimatación, teniendo en cuenta que la disminuciónde la transpiración será gradual y dependerá de la rehabilitación de los estomas,así como también del desarrollo de la cutícula.El equipamiento necesario estará sujeto a la especie, pudiendo utilizarse desdetúneles de polietileno para plantas que posean un elevado control de latranspiración (por ej. Malus pumila o Agave tequilana) o bien, a través del empleode cámaras climatizadas (Fig.1) equipadas con sensores que permiten undescenso paulatino de la humedad relativa. En algunos casos puede resultarnecesaria la aplicación exógena de ABA (hormona involucrada en el control del
    • cierre de los estomas) o bien, el empleo de sustancias antitranspirantes queforman una capa semipermeable en la superficie de la hoja. En este último casodeberán tomarse algunas precauciones debido a que pueden observarsereacciones de fitotoxicidad.Resulta imprescindible evitar la exposición a temperaturas extremas tanto en lafase aérea como en el substrato. Mediante el empleo de extractores y/oacondicionadores de aire combinados con un sistema de niebla, es posibleestablecer la temperatura de la fase gaseosa entre los 25 y 30 ºC durante laestación estival, mientras que en la época invernal es necesario, a veces, elempleo de mantas térmicas o serpentinas, sea de agua o aire caliente a nivel delsubstrato, para mantener la temperatura por encima de los 18-20 ºC.Sin lugar a dudas, la opción más económica es el empleo de la luz natural,disminuyendo su irradiancia (20-50%) mediante el agregado de mallas desombreado («saram»). No obstante, en aquellas latitudes donde el nivel medio deluz natural es bajo y los días son cortos durante una parte considerable del año, laluz artificial puede ser aplicada como complemento de la luz natural. Las lámparastubulares fluorescentes del tipo «luz día» son empleadas en horticultura paraprolongar el fotoperíodo. Asimismo, las lámparas tubulares de sodio alta presiónpresentan una distribución espectral de la energía adecuada para estimularfotosíntesis y se emplean para tal fin en una amplia variedad de cultivos.http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf2.3.7. TRASPLANTE AL SUSTRATOEn el momento en que se extraen los explantes enraizados de los frascos, estánpoco adaptados a crecer en un invernáculo, ya que estos explantes han enraizadoy crecido en ambientes con una humedad relativa muy elevada y generalmentetienen estomas (estructuras responsables de regular la transpiración y pérdida deagua en la planta) que no son completamente funcionales frente a descensos dela humedad relativa, y por lo tanto demasiado lentos para evitar la desecación delexplante. Crecer en ambientes tan húmedos también suele implicar la falta de unacutícula con cera bien desarrollada, que representa la barrera física para evitar lapérdida de agua a lo largo de toda la superficie de la planta. Las plántulas reciénenraizadas son sensibles a los cambios ambientales y esto va a depender deléxito o el fracaso. Mediante aclimatizacion (endurecimiento) entre 4-8 semanasPaulatina y secuencialmente1. Se controla la luz desde el 20% hasta el 100%2. Sustrato en las 2 p´rimeras semanas riega ms 25%3. Hr se mantiene desde 100 normal4. Se mantiene con nebulización5. Normal se cortan las raíces de las plantas in vitro .
    • http://helmer-martinez.blogspot.mx/2012/04/237-trasplante-al-sustrato.html 2.3.7.1. TIPOS DE SUSTRATOS Otro aspecto importante a tener en cuenta lo constituye la elección del substrato, siendo el adecuado aquel que permita el normal crecimiento y desarrollo de las raíces. Se puede emplear: arena, perlita, turba, vermiculita, o mezclas de ellos, teniendo la precaución de realizar una esterilización previa. Es conveniente el agregado de fertilizantes, sea a través del substrato (fertilizantes de liberación controlada) o bien mediante el sistema de riego (fertilizantes solubles); empleándose proporciones ricas en fósforo (N-P-K: 9-45-15) y potasio (N-P-K: 4- 25-35) que favorecerán el desarrollo radicular y la rustificación de las plantas. http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf 2.3.7.2. DESINFECCION O ESTERILIZACION DEL SUSTRATO En todo momento deberá realizarse un riguroso control fitosanitario empleándose antibióticos, fungicidas e insecticidas de uso universal http://www.argenbio.org/adc/uploads/Libro_INTA_II/Parte_I.pdf 2.3.7.3. TRASPLANTE Y ADAPTACION BAJO CONDICIONES DE INVERNADERO. Las plántulas entre 4 y 5 cm obtenidas in vitro una vez que desarrollaron sus raíces y se han alongado, se traslada a un invernadero, procurando realizar esta actividad por la mañana para no dañarlas por el calor. Ya dentro del invernadero, la preaclimatización consistió en que los frascos se destaparan, dejándose bajo malla sombra durante 48 horas, con la finalidad de que las plantas comenzaran a adaptarse acondiciones diferentes a las existentes en el laboratorio donde estaban a temperatura promedio de 26 ± 2 ºc y fotoperiodo de 10 horas luz (lámparas de luz blanca fría fluorescente, con intensidad lumínica de 2000 lux) y 14 horas de oscuridad. Antes de transplantar, se elimina completamente el medio de cultivo de las raíces, para ello se colocaran las plántulas en un recipiente con agua limpia y el medio se eliminara de las raíces manualmente sin dañar a las plántulas. Con la finalidad de evitar contaminación por enfermedades fungosas, las plántulas se sumer durante cinco minutos en un recipiente que contenga una solución preparada con fungicida. Para el trasplante se utiliza un sustrato el cual se esteriliza.
    • http://www.mag.go.cr/rev_meso/v20n01_011.pdf2.3.7.4. MANEJO DEL MATERIAL TRASPLANTADO