• Share
  • Email
  • Embed
  • Like
  • Save
  • Private Content
Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae
 

Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae

on

  • 1,742 views

Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae

Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae

Statistics

Views

Total Views
1,742
Views on SlideShare
1,741
Embed Views
1

Actions

Likes
0
Downloads
42
Comments
0

1 Embed 1

http://cienciaagricultura.blogspot.com 1

Accessibility

Categories

Upload Details

Uploaded via as Adobe PDF

Usage Rights

© All Rights Reserved

Report content

Flagged as inappropriate Flag as inappropriate
Flag as inappropriate

Select your reason for flagging this presentation as inappropriate.

Cancel
  • Full Name Full Name Comment goes here.
    Are you sure you want to
    Your message goes here
    Processing…
Post Comment
Edit your comment

    Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae Document Transcript

    • Enraizamento in vitro de frutíferas da família Rosaceae In vitro rooting of fruit trees of the Rosaceae family Fernanda Grimaldi1, Marco André Grohskopf2, Aleksander Westphal Muniz3, Altamir Frederico Guidolin4 Recebido em 07/02/2008; aprovado em 12/11/2008.RESUMO production of fruits, because the producers seek ways to produce fruit quickly and with high quality. ThisA micropropagação vem sendo usada com a review has the objective to increase the knowledgefinalidade de multiplicar plantas com características of the in vitro rooting stage. The in vitro rooting isgenéticas desejáveis e livres de patógenos. Esta very difficult, especially for woody plants species. Thetecnologia tem um papel importante para a fruticultura response to rooting depends on endogenous andbrasileira, pois os produtores buscam maneiras de exogenous factors. The obstacles found in rooting areproduzir rapidamente frutas com alta qualidade. Nessa mainly caused by the interaction of these factors thatrevisão objetivou-se aprofundar o conhecimento makes difficult to isolate and characterize the variablessobre a etapa de enraizamento in vitro. O involved in root formation. Each species or evenenraizamento in vitro encontra grandes dificuldades, cultivar of the same specie has different responses toespecialmente para as espécies de plantas lenhosas. in vitro rooting, due to specific genetic traits.A resposta ao enraizamento é dependente dos fatores Therefore, it is not possible to establish a generalendógenos e exógenos. Os obstáculos encontrados protocol of in vitro rooting for all species of theno enraizamento se devem principalmente a interação Rosaceae family.destes fatores, que dificulta o isolamento e acaracterização das variáveis envolvidas na formação KEY WORDS: In vitro rooting, micropropagation,radicular. Cada espécie, ou cultivar de uma mesma woody plants, Rosaceae.espécie, apresenta resposta diferente ao enraizamentoin vitro, devido às características genéticas. Portanto, INTRODUÇÃOnão é possível estabelecer um protocolo geral deenraizamento in vitro para todas as espécies de A família das rosáceas abrange um granderosáceas. número de espécies arbóreas, arbustivas e herbáceas. As rosáceas podem ser plantas ornamentais ouPALAVRAS-CHAVE: enraizamento in vitro, frutíferas, sendo em sua maioria hermafroditas. Asmicropropagação, plantas lenhosas, Rosaceae. espécies frutíferas contribuem com parte significativa de nossa alimentação. Maçã, pêssego, ameixa, pêraSUMMARY e morango são alguns exemplos que demonstram a importância econômica dessa família. O Brasil é oThe micropropagation has been used in order to segundo maior produtor mundial de frutas, entretantomultiply disease-free plants with desirable genetic traits. possui uma pequena participação no mercadoThis technology has an important role to the Brazilian internacional. A exportação de frutas tropicais está1 Bióloga, Mestrado em Produção Vegetal, Universidade do Estado de Santa Catarina (UDESC).2 Acadêmico do curso de Agronomia, UDESC.3 Eng. Agr., M.Sc., Epagri – Lages.4 Eng. Agr., Doutor, UDESC, Departamento de Agronomia, Instituto de Melhoramento e Genética Molecular. Av. Camões2090, Conta Dinheiro, Lages-SC, Brasil. 88520-000. E-mail: guidolin@cav.udesc.br. Autor para correspondência.160 Revista de Ciências Agroveterinárias. Lages, v.7, n.2, p.160-168, 2008 ISSN 1676-9732
    • Grimaldi et al.aos poucos ganhando espaço no mercado e nos progredindo até hoje (BHATIA et al., 2004).últimos anos a quantidade de frutas exportadas, comoa ameixa, pêra, pêssego e morango vêm aumentando. DESENVOLVIMENTO(REETZ et al, 2007). Micropropagação A fruticultura brasileira é reconhecida A micropropagação consiste na regeneraçãomundialmente como uma das mais diversificadas. As e multiplicação de mudas a partir de uma célula ou decadeias produtivas nacionais se dedicaram nos últimos segmentos sadios de tecidos da planta (ERIG eanos a arrojados investimentos na tecnificação de seus SCHUCH, 2005a). O método permite a produçãopomares e estruturas industriais, buscando massal de mudas, independente da época do ano eprincipalmente qualidade (REETZ et al, 2007). com ótimas condições sanitárias (SCHUCH e ERIG,Instituições governamentais vêm investindo em 2005). Para espécies frutíferas a micropropagaçãopesquisas com a finalidade de melhorar os sistemas tem sido utilizada com sucesso técnico e econômico,de produção em uso. A introdução de novas espécies, pela sua rapidez e eficiência de produção. O plenoo melhoramento genético e a produção de mudas potencial de produção depende da interação dossadias contribuem para o aumento da eficiência do fatores da planta e dos fatores ambientais (ERIG esistema produtivo. A muda de qualidade potencializa SCHUCH, 2005b).a resposta à tecnologia aplicada no pomar, auxiliando Para o estabelecimento de uma cultura inna redução de custos e na produção de frutas com vitro é necessária uma planta-matriz sadia para aalta qualidade e produtividade (OLIVEIRA et al., obtenção de explantes. Os explantes podem ser2004). O objetivo principal da fruticultura é dispor gemas axilares ou apicais, meristemas e tecidosde frutas com aparência uniforme, polpa de textura diferenciados (FACHINELLO e BIANCHI, 2005).sucosa, doce, bom sabor e aroma (NAKASU, 2003). Os explantes são introduzidos in vitro em meios dePara que esse objetivo seja alcançado necessita-se cultura, sob condições adequadas de temperatura eprimeiramente de infra-estrutura apropriada, mudas iluminação, para que ocorra o seu desenvolvimento esadias e conhecimento tecnológico da cultura, a emissão de brotação. Para atender a demanda dostornando a produção eficiente e economicamente produtores, uma grande quantidade de mudas éviável (HOFFMANN et al. 2005). necessária, caracterizando a etapa de multiplicação Na produção comercial de mudas frutíferas in vitro. As brotações são cultivadas a fim de propagarutiliza-se mais comumente a propagação assexuada, o material obtido anteriormente. Somente quandoou seja, por estruturas vegetativas, pois se deseja atingido o número desejado de mudas elas serãomanter as características agronômicas da planta enraizadas, completando seu desenvolvimento ematriz. Há uma grande variabilidade entre as espécies estando prontas para as condições ex vitro.produzidas sexuadamente, e na propagação vegetativa O enraizamento é uma etapa caracterizada portem-se espécies morfologicamente uniformes (ASSIS dificuldades, apresentando limitações para algumase TEIXEIRA, 1998). Nos métodos de propagação espécies. Porém para outras espécies, e até mesmovegetativa uma limitação encontrada é o baixo para cultivares de uma mesma espécie tem oferecidopotencial de enraizamento das mudas, que podem não bons resultados (ASSIS e TEIXEIRA, 1998).sobreviver após o plantio (FACHINELLO eBIANCHI, 2005). Formação de raízes adventícias A micropropagação ou propagação in vitro Durante a etapa de enraizamento ocorre atem sido muito estudada e utilizada porque permite o formação de raízes adventícias nas partes áreascontrole de variáveis responsáveis pelo formadas anteriormente na fase de multiplicação. Adesenvolvimento da planta. Esse método de rizogênese ocorre de uma a três semanas em um meiopropagação vem sendo utilizado desde 1902, quando próprio para enraizamento (GRATTAPAGLIA einiciou a cultura de células em soluções nutritivas MACHADO, 1998). Os fenômenos envolvidos no(TORRES et al., 1998). Porém, o método foi enraizamento são difíceis de isolar e caracterizar, emintroduzido com sucesso somente nos anos 30, e vem decorrência de sua complexidade, sendo assim um Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008 161
    • Grimaldi et al.entrave para o conhecimento adequado desta etapa pré-requisito para qualquer protocolo de(ASSIS e TEIXEIRA, 1998). A formação das raízes micropropagação, pois é importante para facilitar oadventícias ocorrem, de acordo com Hartmann et al. estabelecimento da muda no solo (PATI et al., 2006).(1990), em quatro estágios: desdiferenciação de A resposta ao enraizamento depende decélulas específicas; formação de raízes iniciais a partir muitos fatores endógenos e exógenos que vêm sendode células próximas à tecidos vasculares, que por estudados ao longo dos anos, principalmente paradesdiferenciação transformaram-se em células promover a formação de raízes em espécies com difícilmeristemáticas; subseqüente desenvolvimento das enraizamento. Esses fatores quando empregadosraízes iniciais em primórdios radiculares; crescimento separadamente ou combinados mostraram efeitose emergência dos primórdios radiculares, com significativos no enraizamento, porém, para algumasformação de vasos condutores entre os primórdios e espécies não tiveram efeito algum (COUVILLON,o tecido vascular do explante. 1988).Plantas herbáceas Fatores Exógenos O enraizamento de partes aéreas de plantas a) Relações hídricasherbáceas é considerado mais fácil em relação às O estado de turgidez da planta-matriz temlenhosas, sendo uma etapa que não constitui grandes grande influência no enraizamento. Quando a planta-problemas (ASSIS e TEIXEIRA, 1998). As raízes matriz apresenta déficit hídrico ocorre uma reduçãoadventícias em plantas herbáceas emergem de células do enraizamento, pois a falta de água compromete osparenquimáticas do floema, das células da epiderme níveis endógenos de hormônios, podendo afetar suaou das células do periciclo, dependendo da espécie síntese e transporte (ASSIS e TEIXEIRA, 1998).(HARTMANN et al., 1990). Recomenda-se que os explantes sejam retirados logo de manhã, quando a planta apresenta células túrgidas.Plantas lenhosas Explantes de cacau e ervilha quando retirados de No enraizamento de plantas lenhosas muitas plantas-matrizes em condições de estresse hídricogeneralizações não podem ser feitas. As plantas apresentaram pouco enraizamento (HARTMANN etlenhosas têm menor adaptabilidade à cultura de tecidos al., 1990).in vitro e poucas espécies são micropropagadas comsucesso (ROUT et al., 1999). O enraizamento b) Luminosidadeencontra obstáculos nos fenômenos envolvidos com A luminosidade interfere nas fases de induçãoa formação de raízes adventícias, em virtude dos e iniciação do enraizamento. Durante estas fases faz-fatores relacionados a este processo possuírem se necessário que as partes aéreas sejam mantidasinteração entre si (ASSIS e TEIXEIRA, 1998). As em condições de pouca ou nenhuma luminosidade,plantas lenhosas possuem mais camadas de floema e pois a presença de luz diminui os níveis endógenos dexilema secundário e as raízes adventícias se formam a auxina, inibindo o processo de formação de raízespartir de células vivas do parênquima, primeiramente (GRATTAPAGLIA e MACHADO, 1998). Ado floema secundário mais jovem. O tempo de luminosidade pode inativar fatores que promovem odesenvolvimento das raízes iniciais de lenhosas varia enraizamento e aumentar a atividade de peroxidaseamplamente entre as espécies. Para Continus (HARTMANN et al., 1990). Após o período decoggygria as raízes adventícias se desenvolvem em indução e iniciação a luz é importante para odez dias (METIVIER et al., 2007). De acordo com crescimento das partes aéreas e das raízes (ASSIS eVieira et al (2007), as raízes de Mallus pumilla levam TEIXEIRA, 1998). Assim, durante o enraizamentocerca de 20 dias para se desenvolverem in vitro controla-se a duração da exposição dascompletamente. plantas à luz, ou seja, o fotoperíodo. O fotoperíodo influencia no enraizamento, aumentando a qualidadeEnraizamento in vitro da raiz, bem como a percentagem de enraizamento O sucesso do enraizamento dos explantes é (COUVILLON, 1988). Ele pode variar de zero hora162 Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008
    • Grimaldi et al.de luz (escuro) até 24 horas (iluminação contínua), podendo causar toxidez (GRATTAPAGLIA edependendo da espécie, porém a maioria das plantas MACHADO, 1998).necessita entre 8 e 18 horas (ASSIS e TEIXEIRA,1998). d) Meio de cultura Para Rosa damascena e Rosa bourboniana Os meios de cultura fornecem às plantasa iniciação do enraizamento na presença de luz substâncias para seu crescimento e desenvolvimento.decresceu 20% comparado à iniciação do Segundo Hartmann et al. (1990) o meio deenraizamento no escuro (PATI et al., 2006). Para enraizamento tem quatro finalidades: Manter oPyrus communis foram observados diferentes efeitos explante no lugar durante o período de formação dano alongamento radicular em função do tempo de raiz; prover umidade para o explante; permitir trocascultivo no escuro e da duração do fotoperíodo gasosas na base do explante e criar um ambiente(BERTAZZA et al., 1995). Vater e Arena (2005) escuro ou opaco, reduzindo a penetração de luz naobservaram em Rubus sp que a duração da fase base do explante. Um bom meio de enraizamentoescura teve efeito significativo sobre o enraizamento. fornece porosidade suficiente para trocas gasosas,Porém, em Mallus sp foram testadas duas condições possui uma ótima capacidade de retenção de água ede incubação para o porta-enxerto M-9 e a presença é livre de patógenos.de luz na iniciação radicular não afetou o enraizamento Durante a rizogênese o meio de enraizamento(RADMANN et al., 2002). usado é diluído cerca de 50 a 75% em relação ao Uma prática para evitar a intensidade luminosa meio de multiplicação. O meio de enraizamento éexclusivamente região de formação de raízes é o uso suplementado com compostos orgânicos e mineraisdo carvão ativado no meio de cultura para suprir as necessidades energética, metabólica e(GRATTAPAGLIA e MACHADO, 1998). Porém, estrutural das células da planta. Os componentes doo uso de concentrações muito altas desse carvão pode meio são água, macro e micronutrientes, carboidratos,levar a inibição do processo de formação radicular vitaminas, inositol, regulador de crescimento e ágar -devido à adsorção de substâncias do meio de cultura para meio geleificado (CALDAS et al., 1998). O(ASSIS e TEIXEIRA, 1998). Além disso, em alguns meio geleificado é usado com a finalidade de diminuircasos a utilização de carvão ativado não traz nenhum ou evit ar a vit rificação dos explantesbenefício ao enraizamento de explantes, como (GRATTAPAGLIA e MACHADO, 1998). Rout etobservado por Erig et al. (2004) em cultivares de al. (1999) obtiveram para cultivares de Rosa hibridaPyrus sp. uma melhor taxa de enraizamento em meio geleificado comparado ao meio líquido.c) Temperatura Altas temperaturas contribuem para o e) Nutrientesaumento do metabolismo, favorecendo o Existem muitas formulações de meios dedesenvolvimento do primórdio radicular cultura em relação aos nutrientes. O meio de cultura(MONCOUSIN, 1991a). A temperatura ideal para MS foi desenvolvido em 1962 por Murashige epropagação de espécies de clima temperado varia Skoog, sendo o mais difundido e utilizado naentre 23ºC e 25ºC (LANE et al., 1998; CALVETE micropropagação. O meio MS é composto poret al., 2002; OLIVEIRA et al, 2004). Espécies de nitrogênio, cálcio, magnésio, potássio, fósforo,Prunnus domestica, Mallus sp e Pyrus sp enxofre, cobalto, cloro, ferro, boro, manganês, sódio,enraizaram sob temperatura de 25ºC (ERIG et al., zinco, cobre e molibdênio (MURASHIGE e2004; ROCHA et al., 2007; SOUZA et al., 2007). SKOOG, 1962).Para cultivares de Rosa hibrida observou-se uma boa Erig et al. (2004) observaram a ocorrênciaresposta de propagação dos explantes a 21°C (PATI de enraizamento em marmeleiro cv. MC e Adams comet al., 2006). Temperaturas acima de 30ºC não são apenas 75% da concentração original de nutrientesfavoráveis para as plantas e provocam a evaporação do meio MS. Magalhães Junior e Peters (1991)de água do meio, o deixando mais concentrado também obtiveram enraizamento com 75% da Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008 163
    • Grimaldi et al.concentração original do meio MS. Justificando a propagação in vitro de rosáceas como pêra, pêssegoimportância da diluição do meio de enraizamento e e maçã é 30g L -1 (DANTAS et al., 2002;representando também uma redução de custos do RADMANN et al., 2002 e OLIVEIRA et al., 2004).processo. No entanto, alguns estudos ressaltam a importância O nitrogênio é fornecido para o explante na da diminuição de concentração de sacarose duranteforma de amônio e nitrato, porém quando fornecido a etapa de enraizamento, a fim de promover a nutriçãosomente na forma de amônio pode causar toxidez autotrófica à planta (LEITE et al. 2000;(CALDAS et al., 1998). Woodward et al. (2006) GRATTAPAGLIA e MACHADO, 1998).observaram que o nitrato, como fonte principal denitrogênio, produz maiores raízes em relação ao Fatores endógenosamônio. Explantes que apresentam deficiência em a) Características do explantenitrogênio possuem um melhor enraizamento, no Teoricamente qualquer tecido vegetal podeentanto deficiências severas são prejudiciais, pois expressar totipotência, porém na micropropagaçãoafetam na síntese de aminoácidos e ácidos nucléicos o ideal é a utilização de explantes jovens, retirados(ASSIS e TEIXEIRA, 1998). de uma planta matriz com crescimento ativo. A escolha O boro é fornecido na forma de acido bórico do explante pode determinar o sucesso dae possui efeito positivo no enraizamento de explantes, micropropagação (ERIG e FORTES, 2002). Osprincipalmente no crescimento de raízes, estando explantes preferencialmente utilizados para aassociado ao transporte de carboidratos, metabolismo micropropagação são gemas e meristemas, poisde auxinas e fenóis (MONCOUSIN, 1991a). possuem uma maior proporção de tecido O zinco é fornecido na forma de sulfato de meristemático (GRATTAPAGLIA e MACHADO,zinco e favorece o aumento de AIA endógeno (ASSIS 1998). A etapa de enraizamento de uma planta ée TEIXEIRA, 1998). Para a obtenção de explantes controlada e determinada geneticamente, variandocom níveis nutricionais excelentes para enraizamento, entre espécies e cultivares, o que dificulta estabelecerdevem-se escolher na planta-matriz ramos laterais, protocolos gerais de enraizamento (ASSIS eonde o crescimento rapidamente diminuiu e há um TEIXEIRA, 1998). A idade da planta doadora deacumulo de carboidratos (HARTMANN et al., 1990). explantes influencia diretamente na capacidade de enraizamento, principalmente em espécies lenhosas.f) Carboidratos Material juvenil possui maior capacidade de A fotossíntese realizada pelos explantes durante enraizamento, porque possui um conteúdo maior dea etapa de enraizamento é muito baixa. Devido ao auxina e de co-fatores de enraizamentorequerimento de energia destinado para a formação (MONCOUSIN, 1991b). Materiais consideradosde raízes é necessário fornecer carboidratos aos adultos podem sofrer um processo deexplantes (ASSIS e TEIXEIRA, 1998). Os rejuvenescimento com a finalidade de promover ocarboidratos fornecem energia e contribuem no enraizamento (ASSIS e TEIXEIRA, 1998). Oequilíbrio do potencial osmótico do meio de cultura tamanho dos explantes também é determinante. Não(PATI et al., 2006). O carboidrato universalmente há formação de raízes em explantes muito pequenos,usado na micropropagação de células, tecidos ou eles devem ser homogêneos e de qualidade, definindoórgãos é a sacarose (BHATIA et al., 2004). assim o sucesso do enraizamento (DANTAS et al., As concentrações utilizadas de sacarose 2002).variam de acordo com a espécie. Calvete et al. (2002)observaram que em morango a biomassa do sistema b) Efeito de gemasradicular teve um aumento crescente até a É essencial que os explantes apresentem peloconcentração de 45g L-1 de sacarose, concentrações menos uma gema para que ocorra a formação deacima desta provocaram uma diminuição na biomassa raízes, pois a gema sintetiza substâncias que estimulame a ausência do carboidrato não formou raiz. A o enraizamento (HARTMANN et al., 1990).concentração de sacarose recomendada para a Segundo Couvillon (1988) as gemas podem ter um164 Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008
    • Grimaldi et al.pequeno ou grande efeito sobre o enraizamento, giberelinas, as citocininas e as auxinas.dependendo da espécie. No entanto, qualquer lesão As giberelinas atuam no alongamento defeita na gema cessa o efeito que promove o caules. Em níveis altos as giberelinas inibem aenraizamento. formação de raízes adventícias, principalmente por De acordo com Grattapaglia e Machado interferirem na divisão celular (ASSIS e TEIXEIRA,(1998) as gemas apicais, em sua maioria, apresentam 1998) e pela interferência deste regulador na síntesemaior capacidade de crescimento em relação às de proteínas (HARTMANN et al., 1990). De acordogemas axilares, especialmente em espécies herbáceas. com Grattapaglia e Machado (1998) a adição dePortanto, a posição em que a gema se encontra no giberelina ao meio é desnecessária e pode serramo da planta-matriz é um fator importante para o prejudicial. Contudo, Carvalho et al. (1999)enraizamento (NICOLOSO et al., 2001). observaram que a presença de giberelina no meio de cultura pode estimular a iniciação de zonasc) Efeito de folhas meristemáticas radiculares. A presença de folhas no explante estimula a A adição de citocininas ao meio podeiniciação radicular. Porém, esse estímulo não pode provocar inibição do enraizamento. Foi constatadoser atribuído à fotossíntese, já que o processo que explantes de espécies com dificuldade parafotossintético é muito baixo durante o enraizamento, enraizar possuem um alto nível de citocinina endógena,acreditando-se que as folhas produzem alguma enquanto espécies com facilidade para enraizarsubstância que promove o enraizamento possuem baixo níveis (HARTMANN et al. 1990).(COUVILLON, 1988). De acordo com Hartmann Ent retanto, algumas espécies respondemet al. (1990) explantes de cultivares de abacate com positivamente à citocinina exógena, quando em baixasdificuldade para enraizar perdiam suas folhas, enquanto concentrações, já que as citocininas estão envolvidascultivares com fácil enraizamento mantinham suas na divisão e diferenciação celular (ASSIS efolhas por até nove meses. Esse autor ressalta que TEIXEIRA, 1998).além das folhas translocarem carboidratos, As auxinas são os reguladores que maiscontribuindo para a formação de raízes, elas também influenciam o enraizamento. Os mais usados nasão produtoras de substâncias denominadas micropropagação são o AIA (ácido indolacético), orizocalinas, que potencializam auxinas, promovendo ANA (ácido naftalenoacético) e o AIB (ácidoo enraizamento. Em 1946, Overbeek et al., já haviam indolbutírico). Picloram, 2,4-D (2,4 acidoobservado que a combinação entre auxina e folhas diclorofenoxiacético) e ANOA (ácido beta-era necessária para o enraizamento de hibisco branco. naftoxiacético) também podem ser usados paraA presença de auxina e a ausência de folhas, bem micropropagação, porém estimulam a formação decomo a presença de folhas e ausência de auxina calo, não sendo utilizados em trabalhos deapresentaram pouca formação de raízes. Entretanto, enraizamento (GRATTAPAGLIA e MACHADO,quando auxinas e folhas foram combinadas, 1998). Metivier et al. (2007) utilizaram 2,4-D nopromoveram um aumento significativo de enraizamento enraizamento de lenhosas, porém não houve formaçãoem hibisco branco. de raízes. Miranda et al. (2004) obtiveram um aumentoPapel dos reguladores de crescimento no no percentual de enraizamento e comprimento médioenraizamento de raízes de porta-enxertos de pessegueiro utilizando Os hormônios vegetais são produzidos pela AIB. Já Tofanelli et al. (2002) observaram um baixoplanta, atuando no crescimento e no desenvolvimento. potencial de enraizamento para cultivares deEles atuam em um local diferente daquele onde foram pessegueiro utilizando AIB, e mostraram que nãosintetizados. Já os reguladores de crescimento são somente a auxina tem influência sobre o enraizamento.substâncias sintéticas que produzem efeitos Para cultivares de oliveira, Radmann et al. (2002)semelhantes aos efeitos dos hormônios. Os observaram melhor enraizamento com AIB. Assimreguladores usados na micropropagação são as como Centellas et al. (1999) que ao estudarem o Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008 165
    • Grimaldi et al.efeito das auxinas ANA, AIA e AIB no enraizamento plantas lenhosas. In: TORRES, A.C.; CALDAS, L.S.;in vitro de macieira observaram que o AIB BUSO, J.A. Cultura de tecidos e transformaçãoproporcionou o melhor enraizamento. Embora o ANA genética de plantas. Brasília: Embrapa – SPI /tenha apresentado respostas semelhantes ao AIB Embrapa – CNPH, 1998. Parte II, p.261-296.neste trabalho, provocou a formação de calo. O AIA BERTAZZA, G.; BARALDI, R.; PREDIERI, S. Lightse degradou facilmente com a luz, tendo melhor effects on in vitro rooting of pear cultivars of differentresposta em altas concentrações. Pati et al. (2006) rhizogenic ability. Plant Cell Tissue and Organressaltam que a resposta à diferentes auxinas no Culture, Dordrecht, v.41, p.139-143, jan. 1995.enraizamento dependem da cultivar ou da espécie. BHATIA, P. et al. Tissue culture studies of tomato Segundo Grattapaglia e Machado (1998) (Lycopersicon esculentum). Plant Cell, Tissue andcompostos fenólicos, como o floroglucinol, podem Organ Culture, Dordrecht, v.78, p. 1-21, jul. 2004.atuar como co-fatores de enraizamento para fruteiras CALDAS, L.S.; HARIDASAN, P.; FERREIRA,de clima temperado. Porém Rufato et al. (2001) M.E. Meios Nutritivos. In: TORRES, A.C.;observaram que o floroglucinol não promoveu o CALDAS, L.S.; BUSO, J.A. Cultura de tecidos eenraizamento para estacas de marmeleiro das cv. transformação genética de plantas. Brasília:Pineapple, Meliform, Alongado, Radaelli, Portugal, Embrapa – SPI / Embrapa – CNPH, 1998. Parte II,Inta e MC. p. 81-130. CALVETE, E.O. et al. Concentração de sacaroseCONCLUSÕES no enraizamento in vitro de morangueiro. Horticultura brasileira, Brasília, v. 20, n. 2, p. 186- A revisão relacionou a influência de vários 191, jun. 2002.fatores na micropropagação de rosáceas, CARVALHO, G.R. et al. Efeitos do ácido giberélicodemonstrando que a etapa de enraizamento é e benzilaminopurina no desenvolvimento de plântulasdependente da interação dos fatores endógenos e de cafeeiro in vitro. Revista da Universidade deexógenos. A juvenilidade do explante, a presença de Alfenas, Alfenas, v.5, p. 185-187, 1999.gemas e de folhas é essencial para todas as espécies. CENTELLAS, A.Q. et al. Efeito de auxinas sintéticasPorém, em relação aos fatores exógenos, a no enraizamento in vitro da macieira. Pesquisacaracterística genética da planta é determinante. O Agropecuária Brasileira. Brasília, v.34, n.2, p.181-fotoperíodo, a temperatura, a concentração de 186, fev. 1999.nutrientes e de carboidratos, os tipos e concentrações COUVILLON, G.A. Rooting responses to differentde reguladores de crescimento variam de acordo com treatments. Acta Horticulturae. Georgia, v.227,cada espécie. A inconstância desses fatores inviabiliza p.187-196, 1988.o estabelecimento de um protocolo geral de DANTAS, A.C.M. et al. Estabelecimento eenraizamento in vitro para todas as espécies da família multiplicação in vitro de cultivares de Pyrus spp.das rosáceas. Uma área que deve ser melhor estudada Revista Brasileira de Agrociência, Pelotas, v.8,é a interação destes fatores endógenos e exógenos. p. 19-23, jan/abr, 2002.Na literatura cada espécie ou cultivar é estudada ERIG, A.C.; FORTES, G.R.L. Estabelecimento deisoladamente e os fatores são analisados sem o pereira (Pyrus spp.) in vitro a partir de meristemas eobjetivo de verificar a interação. A análise da interação gemas. Ciência Rural, Santa Maria, v.32, n.4, p.dos fatores responsáveis pelo enraizamento in vitro 577-582, 2002.poderá apresentar maior acuracidade na determinação ERIG, A.C.; SCHUCH, M.W.; BRAGA, E.J.B.do tratamento que melhor responde à formação Enraizamento in vitro de pereira (Pyrus communis L.)radicular. cv. Carrick. Ciência Rural,  Santa Maria,  v.34, n.1, p. 275-277, 2004 .REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ERIG, A.C.; SCHUCH, M.W. Estabelecimento in vitro de mirtilo a partir de segmentos nodais. ScientiaASSIS, T.F.; TEIXEIRA S.L. Enraizamento de Agraria, Curitiba, v.6, n.1, p. 91-96, 2005a.166 Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008
    • Grimaldi et al.ERIG, A.C.; SCHUCH, M.W. Micropropagação p. 778-784, jul-ago. 2004.fotoautotrófica e uso da luz natural. Ciência Rural, MONCOUSIN, C.H. Rooting of microcuttings:Santa Maria, v.35, n.4, p. 961-965, 2005b. general aspects. Acta Horticulturae. Georgia, v.289,FACHINELLO, C.A.; BIANCHI, V.J. Produção de p. 301-308. 1991a.mudas certificadas. In: FACHINELLO, J.C.; MONCOUSIN, C.H. Rooting of microcuttings:HOFFMANN, A.; NACHTIGAL, J.C. Propagação unmanipulated factors. Acta Horticulturae, Georgia,de plantas frutíferas. Brasília: Embrapa – SPI / v.289, p. 319-327, 1991b.Embrapa – CNPH, 2005. p.207-220. MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revised mediumGRATTAPLAGLIA, D.; MACHADO, M. A. for rapid growth and bioassay with tobacco tissueMicropropagação. In: TORRES, A. C.; CALDAS, cultures. Physiol. Plant., v.15, p. 473-497, 1962.L. S.; BUSO, J. A. Cultura de tecidos e NAKASU, B.H. Introdução. In: QUEZADA, A.C.;transformação genética de plantas. Brasília: NAKASU, B.H.; HERTER, F.G. Pêra produção.Embrapa – SPI / Embrapa – CNPH, 1998. Parte II, Brasília: Embrapa Informação Tecnológica, 2003. p.9.p.183-260. NICOLOSO, F.T.; CASSOL, L.F.; FORTUNATO,HARTMANN, H.T.; KESTER, D.E.; DAVIES, F.T. R.P. Comprimento da estaca de ramo no enraizamentoPlant propagation: principles and practices. 5.ed. de Giseng brasileiro (Pfaffia glomerata). CiênciaNew Jersey: [s.n.], 1990. 647p. Rural, Santa Maria, v.31, n.1, p. 57-60, 2001.HOFFMANN, A.; NACHTIGAL, J.C.; OLIVEIRA, R.P.; NINO, A.F.P.; NICKEL, O.FACHINELLO, J.C. Infra-Estrutura para Limpeza de patógenos e propagação in vitro depropagação de plantas frutíferas. In: FACHINELLO, cultivares de pereira. Pelotas: EMBRAPA, 2004.J.C.; HOFFMANN, A.; NACHTIGAL, J.C. OVERBEEK, J.V.; SOLON, A.G.; GREGORY, L.E.Propagação de plantas frutíferas. Brasília: An analysis of the function of the leaf in the process ofEmbrapa – SPI / Embrapa – CNPH, 2005. cap.1, root formation in cuttings. American Journal ofp.13-44. Botany. Saint Louis, v.33, p.100-107, 1946.LANE, W. D.; IKETANI, H.; HAYASHI, T. Shoot PATI, P.K. et al. In vitro propagation of rose: a review.regeneration from cultured leaves of Japanese pear Biotechnology Advances, Seul, v. 24, p. 94-114,(Pyrus pyrifolia) Plant Cell, Tissue and Organ 2006.Culture. Dordrecht, v.54, p. 9-14, 1998. RADMANN, E.B., FACHINELLO, J.C., PETERS,LEITE, G.B.; FINARDI, N.; FORTES, G.R.L. Efeitos J.A. Efeito de auxinas e condições de cultivo node concentração de sacarose no meio de cultura e da enraizamento in vitro Revista Brasileira deintensidade luminosa no enraizamento in vitro do Fruticultura, Jaboticabal, v.24, n.3, p. 624-628, dez.porta-enxerto de pereira OH X F971. Ciência 2002.Agrotécnica. Lavras, v.24, n.2, p.353-357, abr./ REETZ, E.R. et al. Anuário brasileiro dejun., 2000 fruticultura 2007 / ERNA. Santa Cruz do Sul :MAGALHÃES JÚNIOR, A.M.; PETERS, J.A. [s.n.], 2007.Cultura in vitro de ameixeira: efeito do ácido ROCHA, P.S.G. da. et al. Qualidade da luz naindolbutírico, tipo de lâmpada e intensidade luminosa micropropagação do porta enxerto de Prunus cv. MRno enraizamento. Revista Brasileira de Fisiologia .S.2/5. Bioscience, Uberlândia, v. 23, n. 3, p. 32-Vegetal, Brasília, v.3, n.1, p.57-61, 1991. 40, jul/set. 2007.METIVIER, P.S.R. et al. In vitro rooting of ROUT, G.R. et al. Biotechnology of the rose: a reviewmicroshoots of Cotinus coggygria Mill, a woody of recent progress. Scientia Horticulturae. v.81, p.ornamental plant. In vitro cellular development 201-228, 1999.biology plant, New Yrokv.43, p. 119-123, 2007. RUFATO, L. et al. Enraizamento de estacas lenhosasMIRANDA, C.S. et al. Enxertia recíproca e AIB como de cultivares de marmeleiro (Cydonia oblonga)fatores indutores do enraizamento de estaca lenhosas tratadas com floroglucinol. Revista Brasileira dedos porta-enxertos de pessegueiro “Okinawa” e Fruticultura. Jaboticabal, v.23, n.3, dez. 2001.“Umezeiro”. Ciência Agrotécnica, Lavras, v.28, n.4, SCHUCH, M.W.; ERIG, A.C. Micropropagação de Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008 167
    • Grimaldi et al.plantas frutíferas. In: FACHINELLO, J.C.,HOFFMANN, A., NACHTIGAL, J.C. Propagaçãode plantas frutíferas. Brasília: Embrapa – SPI /Embrapa – CNPH, 2005. p.155-174.SOUZA, J. A. et al. Enraizamento in vitro do porta-enxerto de macieira-M9 em função da vedação,sacarose e material de suporte no meio de cultura.Scientia Agraria, Curitiba, v.8, n.2, p. 161-164,2007.TOFANELLI, M. B. D.; ONO, E.O.; RODRIGUES,J.D. Enraizamento de estacas lenhosas de pessegueirotratadas com acido indol-butírico em diferentesconcentrações e métodos de aplicação. RevistaBrasileira de Agrociência,Pelotas, v.8, n.3, p.265-266, set./dez., 2002.TORRES, A.C.; CALDAS, L.S.; FERREIRA, A.T.Retrospectiva da cultura de tecidos de plantas. In:TORRES, A. C.; CALDAS, L. S.; BUSO, J. A.Cultura de tecidos e transformação genética deplantas. Brasília: Embrapa – SPI / Embrapa – CNPH,1998. Parte I, p.11-20.VATER, G.; ARENA, M. In vitro propagation ofRubus geoides. New Zealand Journal of Crop andHorticultural Science, v.33, p. 277-281, 2005.VIEIRA, R.L.; LEITE, G.B.; WAMSER, A.F. Efeitode substratos porosos no enraizamento in vitro doporta enxerto de macieira M-9 Malus pumilla.Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal,v.29, n.1, abr. 2007.WOODWARD, A.J.; BENNETT, I.J.;PUSSWONGE, S. The effect of nitrogen source andconcentration, medium pH and buffering on in vitroshoot growth and rooting in Eucalyptus marginata.Scientia Horticulturae, Ohaio, v.110, p. 208-213,2006.168 Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v.7, n.2, 2008