OPTIMIZACIÓNDEL PROCESO DE BIOSEPARACIÓNDE PIGMENTOS ORGANICOSA PARTIRDE DOS VARIEDADESDE ROSA DE JAMAICA (nova y reina real) y CEREZO BELICEÑO PARA LA INDUSTRIA DE ALIMENTOS ACIDOS.
Upcoming SlideShare
Loading in...5
×
 

OPTIMIZACIÓNDEL PROCESO DE BIOSEPARACIÓNDE PIGMENTOS ORGANICOSA PARTIRDE DOS VARIEDADESDE ROSA DE JAMAICA (nova y reina real) y CEREZO BELICEÑO PARA LA INDUSTRIA DE ALIMENTOS ACIDOS.

on

  • 531 views

 

Statistics

Views

Total Views
531
Views on SlideShare
531
Embed Views
0

Actions

Likes
0
Downloads
7
Comments
0

0 Embeds 0

No embeds

Accessibility

Categories

Upload Details

Uploaded via as Adobe PDF

Usage Rights

© All Rights Reserved

Report content

Flagged as inappropriate Flag as inappropriate
Flag as inappropriate

Select your reason for flagging this presentation as inappropriate.

Cancel
  • Full Name Full Name Comment goes here.
    Are you sure you want to
    Your message goes here
    Processing…
Post Comment
Edit your comment

    OPTIMIZACIÓNDEL PROCESO DE BIOSEPARACIÓNDE PIGMENTOS ORGANICOSA PARTIRDE DOS VARIEDADESDE ROSA DE JAMAICA (nova y reina real) y CEREZO BELICEÑO PARA LA INDUSTRIA DE ALIMENTOS ACIDOS. OPTIMIZACIÓNDEL PROCESO DE BIOSEPARACIÓNDE PIGMENTOS ORGANICOSA PARTIRDE DOS VARIEDADESDE ROSA DE JAMAICA (nova y reina real) y CEREZO BELICEÑO PARA LA INDUSTRIA DE ALIMENTOS ACIDOS. Document Transcript

    • OPTIMIZACIÓNDEL PROCESO DE BIOSEPARACIÓNDE PIGMENTOS ORGANICOSA PARTIRDE DOS VARIEDADESDE ROSA DE JAMAICA (nova y reina real) y CEREZO BELICEÑO PARA LA INDUSTRIA DE ALIMENTOS ACIDOS. BIOSEPARATION PROCESS OPTIMIZATION OF ORGANIC PIGMENTS FROM TWO VARIETIES OF JAMAICA ROSE (Real Queen and nova) and BELIZEAN CHERRY FOR ACID FOOD INDUSTRY. Rafael Armando Zaldaña Deras Universidad Nueva San Salvador, Facultad de Ciencias de la Salud, Escuela de Química y Farmacia. San Salvador – El Salvador, Centro America rahzeldet@hotmail.com. Resumen La investigación en el campo de los pigmentos naturales provenientes de flores y frutos, permite establecer el potencial de estos como alimento con propiedades biofuncionales y el desarrollo de productos con valor agregado que puedan ser usados como colorantes naturales. Se cuantificaron dichos pigmentos y se evaluó la estabilidad a diferentes valores de temperatura (5 ºC 45 ºC, 86 ºC y 100 ºC T) y pH (3 y 5) condiciones de iluminación utilizando espectrofotometría ultravioleta-visible. Esto se realizó para determinar si poseían las características para ser utilizados como alternativas naturales de consumo de colorantes sintéticos como el Rojo No.40 que se utiliza en la industria de alimentos de carácter ácido como las salsas o los jugos de frutas. Los Extractos etanólicos de las dos variedades de rosa de jamaica y del fruto del árbol de cerezo beliceño se liofilización y se adicionaron en concentraciones de 0.02, 0.05, 0.10, 0.25 y 0.30g en sistemas modelo de bebidas en base a bebidas comerciales con el fin igualar parámetros de color y pH para poder ser utilizados como alternativa de colorantes. Se determinó que únicamente los pigmentos presentes en la rosa de jamaica variedad reina real pH 3 y 5 presentan las características para ser utilizados como alternativas naturales del colorante artificial Rojo No.40 para alimentos ácidos, Abstract Research in the field of natural pigments from flowers and fruits, allows for the potential of these as food biofunctional properties and the development of value added products that can be used as natural dyes. These pigments were measured and evaluated for stability at different temperature (5 ° C 45 ° C, 86 º C and 100 º C T) and pH (3 and 5) illumination conditions using ultraviolet-visible spectrophotometry. This was done to determine whether the characteristics had to be used as natural alternatives consumption synthetic dyes such as Red No.40 used in the food industry as acidic sauces or fruit juices. The ethanolic extracts of the two varieties of hibiscus and pink cherry tree fruit Belizean lyophilization and added at concentrations of 0.02, 0.05, 0.10, 0.25 and 0.30g in model systems based drink commercial beverages in order matching color and pH parameters to be used as an alternative to dyes. It was determined that only the pigments in jamaica rose queen royal variety pH 3 and 5 have the characteristics to be used as natural alternatives No.40 Red food coloring to acidic foods
    • I. Introducción El color es la primera sensación que se percibe de un alimento, y la que determina el primer juicio sobre su calidad. Es también un factor importante en el conjunto de sensaciones que aporta el alimento y tiende, a veces, a modificar subjetivamente otras sensaciones como el sabor y el olor. Gran parte de estos efectos está unido a que los consumidores esperan, exigen y prefieren colores determinados en alimentos específicos, además de esperar que éstos sean constantes entre lotes de fabricación, así como estables en el tiempo de conservación. Las antocianinas son colorantes naturales permitidos por la Comunidad Económica Europea pero no por la Administración de Alimentos, Medicamentos y Cosméticos de Estados Unidos (FDA). Estos compuestos proporcionan un amplio espectro de beneficios a la salud, debido a su capacidad antioxidante, presentan la propiedad de prevenir y combatir enfermedades del corazón y varias formas de cáncer, por ser colorantes naturales no requieren certificación. La Rosa de jamaica Es una planta anual, herbácea, de la familia de las Malváceas, que generalmente alcanza de 1 a 2 mts de altura. La rosa de jamaica tiene los tallos, pecíolos de las hojas y cálices de un color rojo oscuro o claro, tendiendo a morado o lila y las variedades que generalmente son productoras de fibra tienen una coloración verde o amarillenta. En la mayoría de variedades las hojas son verdes con nervaduras rojas, siendo las inferiores enteras y lanceoladas y las superiores palmeadas. El nombre botánico o científico de la rosa de jamaica es Hibiscus sabdariffa L. Los nombres comunes, populares o sinónimos son: rosa de jamaica, flor de dardo, rosa de Jericó, té rojo, rosella, flor de jamaica, flor roja, de sus tallos, especialmente la variedad Altísima, se obtiene una fibra de mejor calidad que la del Kenaf (Hibiscus cannabinus), que puede sustituir al yute en la fabricación de cordeles y sacos para envasar productos agrícolas. El Cerezo beliceño (Syzygium cumini Lamarck), también conocido como Jambolan pertenece a familia Myrtaceae. Originario de la India, Es un frondoso árbol que produce pequeños frutos ovoides de color púrpura al madurar, como una aceituna. El sabor es suave, sin aroma fuerte, aunque un poco astringente al paladar. En la India, además de ser consumido la pulpa fresca de jambolan también se utiliza en la producción de pasteles. Las hojas en té y las semillas como especies, también es bien conocido en la medicina popular de la India, principalmente por los efectos hipoglucemiantes. Por otra parte diversos estudios reportan que el tratamiento con extracto de semilla de jambolan reduce los niveles de glucosa en sangre en ratas diabéticas. Sin embargo, de acuerdo con Oliveira y colegas (2005) el extracto de las hojas de jambolan no tiene el mismo efecto, la corteza se usa contra la disentería, leucorrea y sangrado, en forma de decocción. Los colorantes naturales han sido ampliamente utilizados en la preparación de alimentos y bebidas, y siguen siendo a nivel mundial una contribución significante en la
    • preparación y procesamiento de los mismos. Aunque el término colorante natural pueda prestarse a confusión, normalmente se aplica a productos de origen animal, vegetal o incluso mineral en los cuales se encuentra de forma también natural. Los alimentos naturales tienen su propio color y lo ideal sería que se mantuviera a lo largo del proceso de manipulación e industrialización, pero la mayoría de veces no es así. Sin embargo, los consumidores prefieren en determinados alimentos un color constante, que no varíe en los diferentes lotes de fabricación de un producto y esto solo puede obtenerse modificándolo de forma artificial (Cubero y Monferrer, citado por Ramirez, Gonzales y Correa., 2007). Los flavonoides son un amplio grupo de sustancias vegetales que fueron descubiertas por el Dr. Albert Szent- Gyorgi, premio Nobel en Bioquímica, quien les denominó como "vitamina P". El Dr. Szent-Gyorgi descubrió que los flavonoides favorecen la función de la vitamina C, mejorando su absorción y protegiéndola de la oxidación. Comprenden varias clases de sustancias naturales, entre las cuales están muchas de las que les confieren colores amarillos, naranja, rojo, violeta y azul, a muchas flores, hojas y frutos, especialmente. Su esqueleto básico es el difenilpropano (C6-C3-C6), consta de dos grupos fenilo (A y B) unidos por un puente de tres carbonos que forma un anillo heterocíclico oxigenado (anillo C) (Fig. Nº 1) Estructura química del esqueleto básico de los flavonoides. (Fig. Nº 1) Antocianinas Generalidades Las antocianinas (del griego anthos flor y kyanos azul), son el grupo más importante de pigmentos solubles al agua visibles para el ojo humano (Harbone, 1975). Las antocianinas forman parte de la familia de los polifenoles y se definen como flavonoides fenólicos (Mazza, 1995). Los colores rosa, rojo, azul, malva violeta de las flores, frutas y verduras se deben a la presencia de estos pigmentos (Coultate, 1984). Estructuralmente son glicósidos de polihidroflavilio en los cuales la unión glicosídica esta principalmente en C-3. Las antocianinas representan un factor importante en la industria alimenticia debido a las restricciones sanitarias hacia el uso de colorantes sintéticos, además son hidrosolubles, por lo que su incorporación en sistemas acuosos alimentarios. Figura 2. Purificacion del colorante por medio de Columnas Hypersep C18
    • 2. Materiales y Métodos 2.1 Extracción Realizar la extracción por Maceración usando los solventes: (agua), (agua, etanol al 30%, relación 50:50 v/v) (agua, etanol al 70% relación 70:30 v/v), y (etanol al 90%- HCL 1.0 % 85:15 v/v). Se utilizarán 2.0g de material vegetal; se sumergirán en las soluciones de los diferentes solventes y se mantendrá en refrigeración durante una noche. Las mezclas se cubrirán, con papel aluminio y se mantendrá en agitación a temperatura ambiente durante dos horas; posteriormente, se filtra en un embudo Büchner a través de papel Whatman No 1, de acuerdo al mejor rendimiento del solvente ese será utilizado para experimentación. 2.2 Purificación del pigmento El extracto obtenido anteriormente contiene la antocianina de interés pero a su vez contiene interferencias para su análisis tales como fenólicos, azúcares y ácidos por lo que para eliminarlas se utiliza el siguiente método: 1. Resina PVPP (Polivinil-poli- pirrolidona).- Su uso principalmente seenfoca al aislamiento de compuestos polares no fenólicos. Esteprocedimiento consiste en colocar en un embudo Buchner un filtroWhatman No.1 junto con una capa de 1 cm de la resina. Ésta se activa por medio de agua acidificada al 1.0 % de HCl seguido de etanol acidificado al 1.0 %. El extracto se pasa por la resina recuperando la antocianina con el etanol acidificado. Posteriormente se concentra la antocianina purificada evaporando en Rotavapor Büchi a 40°C para eliminar la porción etanólica. 2. Cartuchos fase reversa C18. Su propósito es separar compuestos relativamente hidrofóbicos como las antocianinas, de azúcares y ácidos.Se acondiciona el cartucho con 10 ml de agua acidificada seguido de 25 mL de etanol acidificado y 10 mL de agua acidificada de nuevo, para remover el etanol restante. Se filtra el extracto obtenido de la PVPP y se lava el cartucho con etanol acidificado en un matraz Kitasato; en seguida se eluye la antocianina por el cartucho por medio de etanol acidificado en otro kitasato. Como siguiente paso, se remueve el etanol para obtener el extracto puro por medio de un rotavapor Büchi a 40 grados centígrados. 2.3. Evaluación de la Estabilidad de los Pigmentos Naturales. 2.3.1. Efecto Temperatura. Para la evaluación de la estabilidad térmica del pigmento a partir de los extractos etanólicos se preparan las siguientes soluciones: Se toma con una pipeta volumétrica 10 mL de extracto de cada muestra, se pasa a un balón volumétrico de 100 mL y se afora con agua destilada. Procedimiento:
    • En 5 tubos de ensayo Pyrex® Se ponen 10 ml de solución al 10 % de extracto etanólicos muestra A: Rosa de jamaica variedad Nova Y se rotulan de la siguiente forma: Se someten de acuerdo a las temperaturas y los diferentes intervalos de tiempo en una estufa Tabla Nº 1 Cuando se termina el intervalo de tiempo de los tubos, fueron retirados y rápidamente enfriados en un baño de hielo, realizar el análisis del contenido de pigmento antociánico monomérico (CPAM mg/L) para determinar la estabilidad (degradación) del pigmento por temperatura. Se efectúa el mismo procedimiento para las muestras: B: rosa de jamaica variedad reina real C: cerezo beliceño 2.3.2. Efecto del pH Evaluar las muestras a dos valores de pH (3 y 5) y temperatura de 35 º C para ello se utiliza una estufa calibrada para mantener dicha temperatura. Esta debe de estar conectada durante todo el proceso experimental. Analizar las muestras en el espectrofotómetro UV- Vis a una longitud de onda de 540 nm Procedimiento: Añadir 20 mL de solución buffer pH 3 a 9 tubos de 30 mL y seidentificaron como TpH3 Mx. Añadir 20 mL de solución buffer pH 5 a 9 tubos de 30 mL y se identifican como TpH5 Mx. Se agrega 5 ml del extracto de cada muestra. Determinar las absorbancia para cada uno de los tubos diariamente (excepto sábado y domingo) durante 10 días A continuación se presenta la Tabla Nº 2 Efecto del pH para las diferentes muestras. Evaluar el colorante sintético Rojo Nº 40 FD&C como se tratan las muestras hacer una curva de calibración de 1 ppm a 10 ppm. Anexo 13 2.3.3. Iluminación y Oscuridad La estabilidad de los pigmentos depende de factores como, pH, temperatura, oxígeno, luz, etc. Investigaciones recientes demostraron que existen pigmentos con ciertas características, presentando una mayor estabilidad y otros con menor estabilidad. La luz afecta a los pigmentos en dos formas diferentes: la luz es esencial para la biosíntesis de estos, pero también acelera su degradación.
    • Procedimiento: En 3 botellas PET de 200 mL se agrega 150 mL de buffer pH 3, y se agregan 50 ml de extracto etanólico de las 3 muestras en análisis. Se homogeniza la solución y se almacena en la oscuridad a temperatura de 8 º C por 10 días se cuantifica el (CPAM mg/L) para observar la degradación del pigmento. En 3 botellas PET de 200 mL se agrega 150 mL de buffer pH 5, y se agregan 50 ml de extracto etanólico de las 3 muestras en análisis. Se homogeniza la solución y se expone a la luz solar y a temperatura ambiente por 10 días se cuantifica el (CPAM mg/L) para observar degradación del pigmento. 2.4. Ensayos físicos y químicos preliminares. 2.4.1. Determinación de un espectro de absorción Se determinó, con ayuda del espectrofotómetro, la medida de la transmitancia. Las mediciones de las transmitancias se realizaron a diferentes longitudes de onda que van desde 450nm a 700nm (intervalo correspondiente al rango visible). 2.4.2 Espectro infrarrojo de la fraccion colorante Para obtener el espectro infrarrojo de los extractos de las muestras se uso un FT-IR, marca Perkin-Elmer modelo FT- IR spectrum RX-1 ATR accessories; la muestra se analizó directamente. Del extracto obtenido con etanol + HCL 1% se realizara la lectura de la muestra en el infrarrojo de la siguiente manera: 1. Se realizara un barrido de Background desde 4,500 cm-1 a 450 cm-1 Colocar una cubierta de acero inoxidable sobre el ATR Homogenizar Colocar la muestra de extracto colorante en un ATR (placa seleniuro de zinc transparente al Infrarrojo). Correr el espectro e imprimir. 2.4.3 Determinación de la concentración de antocianinas por medio delmétodo de pH diferencial (CPAM mg/L) - Calentar el equipo, encendiéndolo 30 min antes de iniciar las lecturas. - Calibrar el equipo usando agua destilada. - Tomar 300 μL del extracto etanólico y mezclar con 600 μL de buffer pH:1.0, depositar en una cubeta - Tomar 300 μL del extracto etanólico y mezclar con 600 μL de buffer pH:4.5, depositar en una cubeta. - Se lee la absorbancia de cada una de las mezclas colocadas en las cubetas en un rango de 400- 700 nm, de tal manera que la absorbancia sea menor de 0,8 UA. - Se toma la lectura de los picos más altos a pH. 1.0 y a pH: 4.5, así como las lecturas a 700 nm. La concentración de antocianinas se calcula mediante la siguiente ecuación: A= (Aλ vis-máx - Aλ 700nm) pH: 1.0 - (Aλ vis-máx - Aλ 700nm) pH: 4.5 Aλ vis-máx: Es la lectura del pico más alto a pH: 1.0 y a pH: 4.5 Aλ 700nm: Es la lectura a 700 nm tanto a pH: 1.0 y a pH: 4.5 La concentración de la antocianina expresada como cianidina- 3,5- diglucósido en la muestra original se determina con la siguiente fórmula. C = (mg/L) = (A) * PM * (1000/ε)FD
    • Donde: PM 646.70: Es la masa molecular de la cianidína-3,5 -diglucósido. ε: Es la absortividad molar. (41120 g/mol. cm) FD: Es el factor de dilución. 2.4.4 Análisis Cualitativos Investigaciones de taninos Se extraerá 10.0g de material vegetal pulverizado con 30mL de etanol o metanol al 80%; se filtrara y evaporara a sequedad. Se añadirá 25mL de agua caliente al residuo y se agitara con varilla de vidrio y se dejara enfriar. Agregar 1mL de solución de cloruro de sodio al 10 % y se filtrara. Se adicionara 3mL del filtrado a 4 tubos de ensayo: Tubo 1: testigo. Tubo 2: agregar 4 a 5 gotas de solución de gelatina al 1 % (p/v). Tubo 3: agregar 4 a 5 gotas de gelatina-sal (1 % de gelatina y cloruro de sodio al 10%). Tubo 4: agregar 3 a 4 gotas de solución de cloruro férrico al 10 % (p/v). Detección: Observar la formación de precipitado y/o cambio de coloración. Con cloruro férrico: grisáceo-negro: catecol; negro-azulado: pirogalol. 2.4.5 Investigaciones de flavonoides y antocianinas. Ensayos macro y semimicro: Extraer 2.0g de material vegetal pulverizado con 10mL de etanol o metanol al 80 por ciento, filtrar y concentrar. Enfriar a temperatura ambiente y hacer lavados en una ampolla de separación con 15mL de éter de petróleo hasta que la extracción sea incolora. Concentrar el extracto etéreo en hot plate hasta que el éter se evapore, disolver el residuo en 30mL de metanol al 80 %, filtrar y dividir en 6 tubos: Tubo 1: agregar 0.5mL de ácido sulfúrico concentrado. Tubo 2: agregar 3 a 5 gotas de cloruro férrico al 10 % (p/v). Tubo 3: agregar 0.5mL de ácido clorhídrico concentrado y calentar en baño de maría por 5 minutos (prueba para leucoantocianinas). Tubo 4: agregar magnesio metálico y 0.5mL de ácido clorhídrico concentrado. Tubo 5: agregar un álcali a un extracto acuoso. Tubo 6: agregar solución de ácido bórico en anhídrido acético. Tubo 7: testigo. Detección: Evaluar las reacciones, cambios de color y/o formación de precipitado comparados con el testigo. Desarrollo inmediato de color flavonas y flavonoles (amarillo a rojo), flavanonoles (rojo a magenta), flavanonas (rojo, magenta, violeta, azul), isoflavonas (amarillo); isoflavononas, chalconas y auronas no dan coloración. 2.4.6 Análisis Cuantitativos. Análisis cuantitativo por espectrofotometría UV-VIS. Tratamiento de muestra Pese 1g de muestra seca y molida en un balón volumétrico de 50 mL, añada 20 mL de etanol al 80%. Lleve al ultrasonido por 30 minutos a temperatura de 60° C (o utilice un hot plate). Filtre, recogiendo el extracto en un balón volumétrico de 25 mL y lleve a volumen con etanol al 80%. En una balón volumétrico de 10 mL coloque 100 µL del extracto, 200 µL de solución de acetato de potasio 1M y 200
    • µL de nitrato de aluminio al 10% y lleve a volumen con etanol al 80%. Deje reposar por 40 minutos y proceda a leer a 415 nm. Preparación de curva de calibración Pese 2,7 mg de quercetina en un balón volumétrico de 10 mL y lleve a volumen con etanol al 80%. Tome 700 µL, 350 µL, 175 µL y 100 µL en 4 balones volumétricos de 10 mL, y añada en cada uno 200 µL de acetato de potasio 1M y 200 µL de nitrato de aluminio al 10% en cada uno; finalmente lleve a volumen con etanol al 80%. Proceda a leer a 415 nm cada solución y elabore la curva estándar. Calcular el contenido de flavonoides totales, según la ecuación: Q = Flavonoides totales, expresados como quercetina (%) A = Absorbancia de la solución muestra m = Peso de la droga vegetal Pd = Porcentaje de humedad (%). Fenoles totales. Procedimiento: 1 En el caso de extractos se efectúa una dilución de 10 mL de muestra a 100 mL con agua. Se emplea 1 mL de esta dilución. 2. En un matraz de 100 mL se vierte 1 mL de la solución anterior. 3. Se añaden 60mL de agua destilada y se agita. 4. A continuación se adicionan 5 mL del reactivo de Folin- Ciocalteu, se agita bien y se deja en reposo unos 2-3 minutos. 5. Se añaden 15 mL de solución de carbonato sódico, se completa a volumen con agua y se deja en reposo 2 horas a 20 º C 6. Se determina la absorbancia a 765 nm, en cubetas de 10 mm de paso de luz. 7. Conviene preparar una curva de calibración, empleando la solución stock de ácido gálico. Para ello, en matraces de 100 mL se vierten: 0, 1, 2, 3, 4, 5 y 10 mL de la solución stock de fenol y se completa el volumen con agua destilada. La concentración de fenol en estos matraces, expresada como equivalente en ácido gálico, es de 0, 50, 100, 150, 250 y 500 μg/mL. 8. Con estas soluciones patrón se opera como se indica en el paso 2) y sucesivos. Con base en la curva patrón se obtuvo la siguiente ecuación de la recta: Al obtener los Eq de ácido gálico se calculó los valores de Eq ácido gálico por mililitro de jugo, de la siguiente forma: 2.4.7 Acidez Titulable Tratamiento de muestra Se determinó en beakeres de 250ml con una muestra de 5.0g diluida en 25 mL de agua destilada, adicionándose 4 gotas de fenolftaleína y homogenizándose todo. La mezcla se tituló con hidróxido de sodio valorado 0.1N, hasta alcanzar (vire de fenolftaleína). El % de acidez de expresó como porcentaje de ácido
    • cítrico, calculándose con la siguiente fórmula: 3. Resultados y Discusión 3.1 Extracción El análisis de la selección del solvente de acuerdo a sus diferentes fases dieron los siguientes resultados: (Grafico 1) De acuerdo al CPAM mg/L el solvente que mejor da resultado en la obtención de pigmentos es el Etanol 90º + HCL 1.0 % (85:15). 3.2 Evaluación de la Estabilidad de los Pigmentos Naturales Efecto de la Temperatura Al evaluar la estabilidad del pigmento en los extractos de las dos variedades de Rosa de jamaica y del Árbol de Cerezo beliceño, se observo que hubo un cambio de color de los extractos sometidos a diferentes temperaturas, se procedió a la determinación de CPAM de los extractos por la técnica espectrofotométrica de pH diferencial. En la Tabla Nº 1 se muestran los datos de CPAM analizado por el método de pH diferencial para la determinación de estabilidad térmica de los extractos que contiene pigmentos de las dos variedades de Rosa de jamaica y del Árbol de Cerezo beliceño. El efecto de la temperatura en la estabilidad de antocianinas influye notoriamente en la destrucción del pigmento por el calor durante el procedimiento realizado en las muestras de los extractos de las dos variedades de rosa de jamaica y del árbol de cerezo beliceño Cuando los extractos de pigmentos antociánicos se someten a temperaturas mayores a 100°C, ocurre una degradación más rápida del color, mientras que alas temperaturas por debajo de los 90°C resulta en una degradación mínima. Con respecto a la temperatura los pigmentos antociánicos se presentan inestables, existe una degradación de color por temperaturas mientras que a menor temperatura (5º C) permanecen con menor pérdida de color. 3.3 Efecto del pH El modelo matemático que mejor encajó para el comportamiento de Absorbancia respecto al tiempo fue: logarítmico (Absorbancia = a * Ln (tiempo) + b, donde a y b son constantes) para los extractos acuosos provenientes de las dos variedades de
    • rosa de jamaica y el fruto de cerezo beliceño y lineal (Absorbancia = m * (tiempo) + b, donde m es la pendiente y b constante) para el colorante artificial Rojo No.40 FD&C. Para poder comparar la estabilidad de los diferentes extractos, se procedió a calcular la primera derivada de cada una de las ecuaciones, así se determinó el cambio de la absorbancia (∆Absorbancia) respecto al tiempo (∆tiempo), es decir la estabilidad que presenta cada extracto. Y utilizando el valor de la pendiente para el colorante artificial Rojo No.40 FD&C (m= ∆Absorbancia/∆tiempo). Se determinó que el orden de estabilidad de los extractos acuosos provenientes de las diferentes variedades de rosa de jamaica y del fruto del cerezo beliceño es el siguiente: Rosa de jamaica reina real pH 3, 35 Cº > Rosa de jamaica reina real pH 5, 35 Cº > Cerezo beliceño pH 3, 35 Cº > Rosa de jamaica nova pH 3, 35 Cº > Rosa de jamaica nova pH 5, 35 Cº > Cerezo beliceño pH 5, 35 C º. Se puede afirmar que los diferentes extractos acuosos provenientes de las diferentes especies de estudio a pH indicado, pueden utilizarse como opciones de consumo natural del colorante artificial Rojo Nº 40 FD&C De los resultados obtenidos sobre la estabilidad de los pigmentos, podemos mencionar que la muestra de Rosa de jamaica reina real pH 3, 35 Cº (extracto más estable) es 4.16 veces más estable que el extracto de Cerezo beliceño pH 5, 35 C º (extracto más inestable). Acerca de la estabilidad del colorante artificial Rojo No.40 FD&C a los diferentes valores de pH y a 35º C de temperatura en la investigación, se determinó que el grado de degradación de este pigmento sintético es menor en comparación con los extractos de los diferentes frutos, esto se pudo observar tanto en el modelo matemático que rige la degradación de los colorantes (lineal para el Rojo No.40 FD&C y logarítmico para los extractos de los de las dos variedades de rosa de jamaica y del cerezo beliceño. Algo interesante de mencionar es que a una misma temperatura (35 ºC) y diferente pH (3 y 5) el colorante Rojo No.40 FD&C. 3.4 Iluminación y Oscuridad El contenido de pigmento antociánico monomérico (CPAM) valorado a los extractos etanólicos de antocianinas a diferentes tiempos de almacenamiento es presentado en las tablas siguientes. El contenido de pigmento monomérico de los EEA de antocianinas es mostrado en las Tablas, como se puede observar bajo oscuridad pH 3 y 5 º C fue la condición que presento menor cambio de concentración de pigmento antociánico monomérico durante todo el almacenamiento. Bajo estas condiciones son más estables las antocianinas al sufrir menos reacciones de degradación. La pérdida de pigmento por el efecto de la luz se debe a que tanto la radiación electromagnética como el oxígeno aceleran las reacciones para que se rompa la estructura de resonancia de los
    • pigmentos, los cuales son las responsables de impartir el color y existe una degradación de los pigmentos a pH 5 3.5. Ensayos físicos y químicos preliminares. 3.5.1. Determinación de un espectro de absorción Se determino el espectro de absorción de la muestra de rosa de jamaica variedad nova que la cianidína-3,5 – diglucósido es la antocianina presente en esta muestra. Tambien se encuentra en la muestra de rosa de jamaica variedad reina real. No hay presencia de cianidina-3,5 – diglucósido en la muestra de cerezo beliceño. 3.5.2 Espectro infrarrojo de la fraccion colorante Se obtuvo los espectros infrarrojos, en donde se pueden observar varias señales de grupos funcionales entre las que destacan: un pico a 3402 cm-1 (OH), un pico a 1.609 cm-1 (grupo carbonilo), los cuales son característicos de los compuestos de tipo flavínico en los extractos de las muestras a estudio. 3.5.3 Determinación de la concentración de antocianinas por medio delmétodo de pH diferencial (CPAM mg/L) En la cuantificación de antocianinas por la técnica de pH diferencial, se analizaron solo los extractos con el solvente Etanol 90º + HCL 1 % (85:15 v/v) ya que este solvente asegura el mayor contenido de las antocianinas en las diferentes muestras. En la cuantificación de antocianinas por la técnica de pH diferencial, se analizaron los extractos. En la Tabla se muestran los resultados de las tres muestras en análisis. El extracto de Rosa de jamaica variedad reina real tiene una mayor contenido de pigmento antociánico monomérico de 708.75 mg/L 3.5.4 Investigaciones de taninos Se puede observar tanto en las dos variedades de Rosa de jamaica y del árbol de Cerezo beliceño presentaron presencia de taninos dentro de su composición, tras el análisis macro y semimicro de coloración y precipitación, lo cual se observo cambio de color negro-azulado que cambio a un color amarillo determinando presencia del tanino pirogalol. 3.5.5 Investigaciones de flavonoides y antocianinas. Se muestra los resultados del análisis macro y semimicro para la detección de flavonoides y antocianinas en las dos variedades de Rosa de jamaica y del árbol de Cerezo beliceño los cuales fueron positivos en las flores de las dos variedades de Rosa de jamaica y en el fruto del árbol de Cerezo beliceño los cuales presentaron cambio de color y formación de precipitados comparados con el testigo. En la prueba de Shinoda da positivo la presencia de antocianinas con un cambio de color rojo intenso.
    • 3.5.6 Análisis cuantitativo por espectrofotometría UV-VIS. Flavonoides Totales En la Tabla se expresan los resultados para la cuantificación de flavonoides totales expresados como porcentaje de quercetina mediante espectrofotometría UV-VIS, de los extractos de las dos variedades de Rosa de jamaica y del árbol de Cerezo beliceño estos resultados reflejan que los frutos de Cerezo beliceño tiene una presencia mayor de flavonoides totales expresados como porcentaje de quercetina. Fenoles totales Se demuestra que todos los extractos contienen compuestos fenólicos en cantidades significativas. En la Tabla se expresan los resultados de fenoles totales expresados como microgramos de ácido gálico mediante espectrofotometría UV-VIS, de losextractos de las dos variedades de Rosa de jamaica y del árbol de Cerezo beliceño debido a su polaridad los compuestos fenólicos permiten su separación por solubilidad a solventes polares, como sucede con el etanol. El etanol permite la extracción de estos compuestos, la concentración de fenoles totales más alta la posee la Rosa de jamaica variedad reina real 14.71 microgramos de acido gálico / volumen de muestra en mL, por su gran cantidad de antocianinas. La Rosa de jamaica variedad nova es la que contiene una menor concentración de fenoles totales. 3.5.7 Acidez Titulable En la Tabla se muestran los datos de acidez de los extractos de las dos variedades de rosa de jamaica y del árbol de Cerezo beliceño, la acidez esta directamente relacionada con la cantidad de ácidos presentes en las diferentes muestras de los extracto de las especies en estudio. En el caso de las dos variedades de Rosa de jamaica presentan los diferentes ácidos en su composición: ácido cítrico, ascórbico, málico y el protocatecuico los que le proporcionan una acidez expresada como porcentaje de acidez como ácido cítrico. En el caso del Árbol de cerezo beliceño presenta los diferentes ácidos en su composición: ácido elágico, ácido gálico, ácido ferúlico, y el ácido cafeico. El Árbol de Cerezo beliceño es el que posee el mayor porcentaje de acidez: 11.73 % de acidez como acido cítrico, la Rosa de jamaica variedad nova es la que presenta menor porcentaje de acidez: 9.92 % de acidez como acido cítrico.
    • 4. Conclusiones Las tres muestras de estudio contiene pigmentos de origen antociánico. Las antocianinas son pigmentos que dan color a las frutas, flores y algunas verduras, como el rojo de la rosa de jamaica y el fruto del cerezo beliceño, la Rosa de jamaica variedad reina real posee la mayor cantidad de antocianinas, fenoles totales. El método de extracción de antocianinas de las muestras en análisis con etanol acidificado es mas alto, menos complicado y con menos tiempos de espera comparado con el método de extracción con agua. El fruto del cerezo beliceño contiene una mayor cantidad de flavonoides totales en su composición fitoquímica. El pH es muy importante un pH 3 hay una estabilidad del color, en el caso de pH mayores a 4 existe una degradación lo que con lleva a una perdida de color. Las mejores condiciones de almacenamiento en oscuridad de los extractos etanólicos acidificados de antocianinas de las dos variedades de rosa de jamaica y del fruto de cerezo beliceño son a pH 3 y temperatura de 5 º C. Los pigmentos antociánicos presentes en la Rosa de jamaica variedad reina real Hibiscus sabdariffa pH 3 y pH 5 poseen las características para ser utilizados como alternativas naturales de consumo del colorante sintético Rojo Nº 40 en alimentos de pH ácido. La aplicación como pigmento en alimentos ha estado limitado por su susceptibilidad, entre otros factores, al pH y a la temperatura, por lo que es viable colorear alimentos de bajo pH. 5. Referencias Artusi, M., 2007. “Colorantes naturales, usos y perspectivas” Énfasis alimentación. Brennan, J., 2008, “Manual del procesado de los alimentos”, Editoral Acribia SA, Zaragoza, España. BREAKEY J, REILLY C, CONNELL H. The Role of Food Additives and Chemicals in Behavioral, Learning, Activity, and Sleep Problems in Children. In: Branen AL. Davidson PM, Salminen S, Thorngate III JH, editors. Food additives. New York: Marcel Dekker Inc.; 2002. p. 87- 88. Calvo, C. y Duran, L., 2002, “Óptica y color”, Temas en Tecnología de Alimentos Vol 1, Instituto Politécnico Nacional, México D.F, México. Cubero, N., Monteferrer, A. y Villalta, J., 2002, “Aditivos alimentarios” Colección tecnología de alimentos, Ediciones Mundi-prensa, Madrid, España. Fennema, O., 2000, “Química de los alimentos”. Editoria Acribia S.A, Zaragoza, España, p. 1095. Giusti, M. y Wrolstad, R., 2001,”Characterization and measurement of anthocyanins by UV visible spectroscopy” Current protocols in food analytical chemistry, New York, USA. HUCK P, WILKES MC. Beverage Natural Colors: Chemistry and Application. In: International Congress and Symposium on Natural Colorants, Puerto de Acapulco. Abstracts. México: Asociación Mexicana de Especialistas en
    • Colorantes y Pigmentos Naturales, A.C; 1996. p. 11. HRAZDINA, G. 1974. Reaction of Anthocyanin in Food Products. Lebesm. Wiss Technol. 7(4): 193. Molina, A., 2009 “La química está en todas partes” Revista digital ciencia y didáctica, Vol 25, Andalucía, España. Mazza, G.; Miniati, E. Anthocyanins in Fruits, Vegetables and Grains. Boca Raton-Florida: CRC Press, 1993. 131- 216 Ottersäater, G. 1999. Coloring of Food, Drugs and Cosmetics. New York, N.Y.: Marcel Dekker, Inc.; 1999. Pérez, S., y Valdivieso. 2007. Colección y caracterización morfológica In situ del mortiño (Vaccinium floribundum Kunth). (en línea). Sangolquí, Ecuador. Escuela Politécnica del Ejército. Consultado 26 de agosto 2010