Manual Biología Tisular

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  • Se supone que los alumnos de la FMVZ pagamos por este material, costo de recuperación para el Departamento encargado de la materia... te pido de manera atenta que retires este contenido por respeto a sus autores.
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Manual Biología Tisular

  1. 1. © Manual de Laboratorio de Biología Tisular Primera edición, abril de 2007 Primera redigitalización, abril de 2008 Segunda redigitalización, agosto de 2008 DR© Universidad Nacional Autónoma de México. Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. Ciudad Universitaria, México 04510, DF. Hecho en México ISBN 970-32-4054-2 DIRECTORIO Universidad Nacional Autónoma de México Dr. José Narro Robles Rector Dr. Sergio Alcocer Martínez de Castro Secretario General Mtro. Juan José Pérez Castañeda Secretario Administrativo Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia Dr. Francisco José Trigo Tavera Director Dra. Silvia Elena Buntinx Dios Secretaria General LC Alfonso Ayala Rico Secretario Administrativo MVZ Verónica Fernández Saavedra Secretaria de Comunicación El Comité Editorial de la FMVZ agradece al Dr. Miguel Angel Cornejo Cortés su valiosa participación como revisor técnico de esta obra. Corrección de estilo: Lic. Marcela Chapou Videgaray Cuidado de la edición: MVZ Laura Edith Martínez Álvarez Diseño y formación electrónica: DG Alma Angélica Chávez Rodríguez Diseño interactivo y realización del video: Tec. José Mario Escamilla G. Cantón Diseño de portada: LSCA Edgar Emmanuel Herrera Los autores agradecen al Programa de Apoyo a Proyectos para la Inovación y Mejoramiento de la Enseñanza (PAPIME) PE204605, el financiamiento para llevar a cabo la publicación de esta obra. Queda rigurosamente prohibida, sin autorización escrita de los titulares del copyright, bajo las sanciones establecidas por las leyes, la reproducción total o parcial de esta obra por cualquier medio o procedimiento, comprendidos la reprografía y el tratamiento informático.
  2. 2. Prefacio El estudio y conocimiento de la Biología Tisular resulta necesario en la formación y ejercicio profesional de todo Médico Veterinario Zootecnista, por lo que la presente obra pretende apoyar la enseñanza de esta rama de las ciencias morfológicas, con el fin de que los estudiantes cuenten con el conocimiento y puedan comprender los principios de la técnica del procesamiento de muestras histológicas, el funcionamiento del microscopio fotónico y la identificación al microscopio de los tejidos y órga- nos que componen los aparatos y sistemas de los animales domésticos. Los editores de esta obra hacen un profundo reco- nocimiento in memorian a Jorge Tolosa Sánchez† quien fue el principal promotor de este trabajo, su entusiasmo y dedicación dejaron una huella imborrable en varios de nosotros, su amor por la institución, su ejemplo y ense- ñanzas serán una guía permanente en nuestro desarrollo académico. Este trabajo contó con la participación de varios aca- démicos del Departamento de Morfología de la FMVZ de la UNAM. Por orden alfabético: Arturo Carmona Man- cilla, Manuel Espinosa Pedroza, Alberto Fouilloux Morales, Ana María Frías Godoy †, Isabel Rodríguez Romero, Héctor Villaseñor Gaona, Rosa María Vigueras Villaseñor y David Zepeda Domínguez; quienes en al- gún momento contribuyeron en el desarrollo del mismo y en la elaboración de algunas de las imágenes que se incluyen.
  3. 3. Índice Presentación ................................................................... 5 Práctica 1. Recolección y envío de muestras .................................... 6 Práctica 2. Principios de la técnica histológica ............................ 15 Práctica 3. Microscopía ............................................................. 26 Video »Principios Básicos del Microscopio fotónico» ... 43 Práctica 4. Tejido epitelial de revestimiento ................................... 44 Práctica 5. Tejido epitelial glandular ........................................... 49 Práctica 6. Tejido conjuntivo ordinario ....................................... 55 Práctica 7. Tejido conjuntivo especializado de sostén .................... 59 Práctica 8. Tejido conjuntivo especializado: hematopoyético y sangre.................................................................... 64 Práctica 9. Tejido muscular ......................................................... 69 Práctica 10. Tejido nervioso .......................................................... 72 Práctica 11. Aparato cardiovascular y órganos linfoides ............... 78 Práctica 12. Aparato respiratorio .................................................. 88 Práctica 13. Aparato digestivo I: lengua y órganos tubulares .......... 91 Práctica 14. Aparato digestivo II: preestómagos de los rumiantes ......................................................... 99 Práctica 15. Glándulas anexas del aparato digestivo ................... 102 Práctica 16. Aparato urinario .................................................... 107 Práctica 17. Órganos endocrinos ................................................ 111 Práctica 18. Aparato reproductor masculino ............................... 118 Práctica 19. Aparato reproductor femenino .................................. 123 Práctica 20. Sistema integumentario: piel y glándula mamaria ......... 127 4
  4. 4. Presentación La biología tisular es uno de los temas básicos en los estudios y la vida profesional del médico veterinario zootecnista, ya que para poder determinar el nivel del daño en un proceso patoló- gico y tomar decisiones de tipo clínico resulta fundamental conocer la morfología y las relaciones funcionales de los dife- rentes tejidos que conforman un organismo. De esta manera, la práctica en la asignatura de Biología Tisular de la licenciatura en Medicina Veterinaria y Zootecnia representa un paso muy relevante en el conocimiento del área médica y decisivo en la formación del estudiante. Si bien este trabajo no está planteado como un atlas histológico, sí está diseñado para ejercitar las habilidades de identificación de órganos y tejidos y de la relación entre am- bos, según sus funciones primarias. El manual permite al alum- no acceder a un microscopio virtual para realizar las actividades que se indican. No sustituye, de ninguna manera, el manejo directo del instrumento óptico, pero representa un accesorio útil cuando la disponibilidad de un equipo de cómputo es ma- yor que la de un microscopio. Se espera que la presente obra contribuya al proceso de ade- cuación de los materiales educativos que se ofrecen en la FMVZ, y a la constitución de un acervo didáctico más amplio. Este manual fue elaborado con la participación del perso- nal del área de Biología Tisular del Departamento de Morfolo- gía, y está planeada su revisión periódica, con el fin de incrementar y mejorar su contenido. 5
  5. 5. Práctica 1 Recolección y envío de muestras OBJETIVOS 1. Comprender los principios básicos de recolección, mane- jo y envío adecuados de una muestra para su estudio histológico. 1.1. Mencionar los cuidados que se deben tener en la recolec- ción de una muestra para su estudio histológico. 1.2. Mencionar el rango del tamaño que debe tener una mues- tra para su estudio histológico. 1.3. Mencionar los principales factores que provocan el dete- rioro de una muestra para su estudio histológico. 1.4. Mencionar el propósito del uso de un fijador. 1.5. Mencionar los métodos físicos y químicos usados con más frecuencia para la fijación de un tejido animal. 1.6. Enlistar cuatro características deseables en un buen fija- dor. 1.7. Describir los métodos de fijación: in situ, por perfusión (intravascular e intraluminal) y por inmersión. 1.8. Mencionar tres de los líquidos fijadores más comúnmente empleados y las indicaciones para su uso. 1.9. Enlistar los datos indispensables de identificación que tie- nen que acompañar a una muestra cuando se envía al labo- ratorio para su procesamiento y estudio. 6
  6. 6. INTRODUCCIÓN En la práctica profesional del médico veterinario dedicado al diagnóstico de enfermedades es común la recolección de mues- tras y su envío al laboratorio para un estudio histológico; de los cuidados que se tengan para hacerlo depende en muchas oca- siones el éxito del diagnóstico y la posibilidad de prescribir un tratamiento específico. Por esto resulta indispensable que des- de su proceso formativo el médico ve- terinario conozca los métodos para recolectar y enviar muestras, así como para el procesamiento de muestras histológicas. Los tejidos deben recolectarse lo recolección y envío de muestras más pronto posible después de la muerte del animal. En general el tipo de muestra y el procesado dependen de la clase de aná- lisis que requiera el clínico para el diag- nóstico de la enfermedad. En este caso se trata del procesamiento de fragmen- tos de órganos para su estudio histológico, pero cabe aclarar que las muestras se pueden mandar a un labora- torio para estudios hematológicos, virológicos, parasitológicos, serológicos, toxicológicos, etcétera, y en cada uno de estos hay diferentes indicaciones Práctica 1 para recolección y envío. El tamaño de la muestra de- pende del tejido; por regla general, para microscopía óptica es recomen- dable que no sea menor de 0.5 cm3 7
  7. 7. ni mayor de 2 cm3. Una vez recolectada la muestra, es necesario someterla a la acción de agentes físicos o químicos para evitar su descomposición. Cuando se toman muestras demasiado grue- sas, sólo las partes periféricas reciben la acción de los agentes que evitan su deterioro; esto trae como consecuencia que en las porciones centrales continúen los procesos de autólisis o de descomposición. Los recipientes para enviar o transportar las muestras deberán ser de boca ancha para que éstas se puedan meter o sacar con facilidad y sin estropearse. La tapa del frasco, de preferencia, debe tener rosca y ce- rrar lo más herméticamente posible. Los fragmentos de órga- nos recolectados pueden ser invadidos por bacterias, ya que estos microorganismos utilizan materia orgánica para su nutri- ción y reproducción. Además, las células de los fragmentos de recolección y envío de muestras los órganos pueden destruirse a sí mismas por la acción de sus propias enzimas, es decir, pueden sufrir autólisis; sin embargo, muchos de los agentes físicos y químicos que evitan la descom- posición de los tejidos, llamados fijadores, no permiten que es- tos factores actúen. DESCRIPCIÓN Y CARACTERÍSTICAS DE LOS FIJADORES El empleo de fijadores tiene la finalidad de preservar la morfo- logía y la composición bioquímica de los diferentes compo- nentes citológicos y tisulares, de modo que lo que se observe Práctica 1 en el microscopio corresponda a lo que existía cuando los teji- dos formaban parte del animal vivo. Con el uso de fijadores lo que se pretende es: 1. Proteger la muestra del ataque bacteriano. 2. Evitar la autólisis del tejido. 8
  8. 8. 3. Insolubilizar los constituyentes celulares que se van a estudiar. 4. Impedir distorsiones y retracciones. 5. Preparar las diversas estructuras para que reaccionen más intensamente a los colorantes y así se facilite su identi- ficación. Cualquier sustancia que acondiciona los componentes tisulares para que reaccionen intensamente a un colorante se denomina mordente. No todos los fijadores son mordentes, ni todas las técnicas de tinción requieren de mordentes para poder realizarse. En la mayoría de los estudios se persigue la conservación de las proteínas, puesto que son los principa- les constituyentes de las estructuras celulares y las responsa- bles de todos los procesos metabólicos. La mayoría de los recolección y envío de muestras fijadores son soluciones que actúan sobre las proteínas de las células; gracias a esto los fijadores detienen el metabolis- mo y, por consiguiente, el proceso de autólisis. Se considera un buen fijador aquel que precipita las proteínas en forma fina y, si es posible, en agregados ultramicroscópicos, para que el aspecto de las células no se modifique. El estudio histológico de una muestra puede pretender sólo el análisis morfológico, o bien, la observación y carac- terización de los componentes bioquímicos de las células y sustancias intercelulares, es decir, su estudio histoquímico. En el primer caso, evidentemente lo que más interesa es la preservación de la morfología; en el segundo, evitar la diso- lución de algún compuesto. Aunque hay fijadores que pue- Práctica 1 den efectuar ambas funciones, no existe un fijador universal para todas las tinciones y tejidos. Los métodos de fijación se pueden dividir en físicos y químicos: 9
  9. 9. a) Físicos Refrigeración Congelación Liofilización b) Químicos Aldehídos: glutaraldehído formaldehído paraformaldehído Solventes polares: alcohol acetona cloroformo Ácidos: recolección y envío de muestras ácido acético ácido pícrico ácido fórmico ácido nítrico ácido ósmico Sales: dicromato de potasio cloruro de mercurio nitrato de plomo sulfato cúprico Los métodos físicos más utilizados son el de congelación y el de liofilización. Sin embargo, en la práctica de la medicina veterinaria son más comunes la refrigeración y el uso de agen- Práctica 1 tes químicos, y de éstos, el formol al 10% es el que generalmen- te se utiliza para fijar toda clase de órganos. Las características deseables de un buen fijador son: 1. Que produzca muerte bacteriana. 2. Que no produzca distorsiones ni disuelva porciones tisulares. 10
  10. 10. 3. Que inactive las enzimas. 4. Que modifique los componentes tisulares para mantener la forma cuando la muestra se sujete a los procesos de des- hidratación, aclaración, impregnación con parafina o resi- nas plásticas, corte, tinción y montaje. No todos los agentes fijadores químicos son útiles para actuar sobre los distintos componentes tisulares, pues mientras unos actúan sobre las proteínas, otros lo hacen preferentemen- te sobre los carbohidratos, o bien, algunas sustancias fijadoras producen la retracción del tejido, y otras que causan su expan- sión, por ello es común el uso de mezclas de agentes químicos. Se han elaborado diferentes mezclas de agentes químicos con acción fijadora; por lo general dichas mezclas llevan el nombre del investigador que las propuso. Entre las más usadas está el recolección y envío de muestras líquido de Bouin, compuesto de una solución acuosa saturada de ácido pícrico (150 ml), que se agrega momentos antes de meter el órgano a fijar; formaldehído (50 ml) y ácido acético (10 ml); esta mezcla es sumamente útil para la fijación de tejido testícular. El líquido de Zenker está indicado cuando se quiere aplicar a los tejidos ciertas técnicas de tinción especiales, hay algunas útiles para mostrar polisacáridos, ciertas proteínas fibrilares y tejido endocrino, que requieren de la fijación en el líquido de Zenker para garantizar buenos resultados; este líqui- do es una mezcla de dicromato de potasio (25 g), cloruro de mercurio (50 g), el cual se agrega momentos antes de meter el órgano a fijar; sulfato de sodio (100 g), ácido acético glacial (5 ml) y agua destilada (cbp 1 000 ml). El líquido de Helly es Práctica 1 prácticamente igual al de Zenker, sólo que en lugar de ácido acético glacial contiene formaldehído en la misma proporción. El líquido de Carnoy es una mezcla de alcohol absoluto (75 ml) y ácido acético (25 ml) que se utiliza para preservar mucopolisacáridos. 11
  11. 11. Existen cuatro formas de fijar los fragmentos de órgano cuan- do se emplean agentes fijadores químicos: fijación in situ, por per- fusión intravascular, por perfusión intraluminal y por inmersión. El método de fijación in situ consiste en fijar el órgano o tejido en el lugar donde normalmente se encuentra el animal vivo, a éste se le anestesia o practica la eutanasia, e inmediata- mente, antes de proceder a diseccionar el área donde se locali- za el órgano que interesa, se vierte el líquido fijador para que empiece a ejercer su acción directamente sobre los tejidos de interés y para evitar los cambios autolíticos; después se proce- de a obtener los fragmentos del órgano, los cuales se deposita- rán en un frasco con el fijador elegido y de esta manera el proceso de la fijación continúa. El método de fijación por perfusión intravascular consiste recolección y envío de muestras en fijar el órgano o tejido utilizando los vasos sanguíneos que lo irrigan. Para llevarlo a cabo se anestesia al animal, se diseca el vaso arterial de mayor calibre que irriga el área donde se encuentra el órgano en cuestión, éste se abre cuidadosamente para introducir en él un catéter a través del cual se administra una solución salina fisiológica con xilocaína al 2%. Antes de dejar fluir la solución se corta el vaso venoso que se correspon- de con el arterial que se está trabajando, inmediatamente des- pués se deja fluir la solución y se espera hasta que el líquido salga por la vena que se ha cortado previamente. Posterioremente, se introduce el líquido fijador a través del ca- téter y se espera unos minutos hasta que se tenga la seguridad de que el fijador está saliendo por el vaso venoso. En todo este Práctica 1 procedimiento hay que tener perfectamente regulada y calcu- lada la presión con que fluye la SSF o el líquido fijador, para no romper vasos o capilares sanguíneos por exceso de presión. Los fragmentos de órganos perfundidos se colectan y se depositan en un frasco que contenga el fijador elegido. 12
  12. 12. El método de fijación por perfusión intraluminal se practi- ca en órganos huecos como son el intestino, los bronquios, bronquíolos y sacos alveolares. En el caso del intestino, este método consiste en recolectar el fragmento del órgano del ani- mal sacrificado, lavar con cuidado la luz del órgano con una jeringa sin aguja, utilizando SSF, hasta quitar perfectamente el contenido intestinal; en seguida, lavar la luz del órgano con el fijador, empleando también una jeringa y, por último, deposi- tarlo en un frasco que contenga el fijador elegido. El método de fijación por inmersión consiste en la obten- ción de un fragmento del órgano, cuyo estudio se desea llevar a cabo después de que se ha sacrificado al animal. Dicho frag- mento se coloca en la mezcla elegida para su fijación. Con este método siempre debe utilizarse una proporción de 1:10, es de- recolección y envío de muestras cir, 10 veces el volumen del fijador por una vez el volumen de la muestra. Un fragmento de órgano de 1 cm3 deberá fijarse en un frasco que contenga 10 ml de fijador. En el caso de órganos que tienden a flotar, como pulmón, piel y otros, se recomienda envolverlos con una gasa y amarrarlos a un contrapeso, para evitar que salgan a la superficie. Para lograr buenos resultados es necesario que todas las partes del órgano que se someterán a fijación se mantengan en contacto con el fijador. En algunos laboratorios se recomienda que el órgano se sumerja en el fija- dor envuelto en gasas. Una vez que los fragmentos de tejido se han colectado para su fijación, deben anotarse en el frasco todos los elementos que per- Práctica 1 mitan su identificación: Fecha y nombre de la persona que lle- vó a cabo la recolección. Especie animal. 13
  13. 13. Sexo. Órgano o tejido. Nombre del fijador. La información que se recomienda anexar en hojas por se- parado a las muestras que se envían para su estudio clínico son: Nombre, dirección y teléfono del clínico. Nombre, dirección y teléfono del dueño del animal. Especie animal, edad, sexo y raza. Hora de la toma de la muestra y fecha. Tipo de análisis que se pide. Número de animales en el hato. Número de animales afectados. Tiempo de evolución de la enfermedad. recolección y envío de muestras Signos clínicos que presentó el paciente. Datos sobre la mortalidad y morbilidad en el hato. Vacunación y tratamiento. Hallazgos en otras necropsias procedentes del mismo brote. Casos similares en la zona. Diagnóstico presuntivo del clínico. Material enviado al laboratorio y fijador usado. Los recipientes para enviar las muestras por lo general son de plástico o de vidrio y deben ser empacados cuidadosamente para evitar que se rompan durante el transporte. Práctica 1 14
  14. 14. Práctica 2 Principios de la técnica histológica OBJETIVOS 2. Comprender los principios básicos que fundamentan la técnica histológica. 2.1. Enlistar los distintos métodos con los que se puede procesar un órgano para su estudio histológico. 2.2. Describir el método para procesar órganos que vayan a cortarse por congelación. 2.3. Describir el método para inclusión de órganos en pa- rafina. 2.4. Describir el método para inclusión de órganos en resi- nas plásticas. 2.5. Describir los métodos para realizar los cortes histológicos de órganos para su estudio. 2.6. Definir lo que es un colorante basófilo en relación con las estructuras celulares que tiñe. 2.7. Definir lo que es un colorante acidófilo en relación con las estructuras celulares que tiñe. 2.8. Mencionar el papel que juega cada uno de los coloran- tes que participan en la técnica de hematoxilina y eosina. 15
  15. 15. 2.9. Mencionar el nombre de una técnica de tinción selec- tiva para polisacáridos, ácidos nucleicos, lípidos y para fibras conjuntivas. 2.10. Mencionar los distintos medios de montaje para pre- parados histológicos. 2.11. Mencionar los requisitos que debe tener una sustancia para ser utilizada como medio de montaje. 2.12. Enlistar en orden consecutivo los pasos necesarios en la fijación de un órgano para su estudio histológico. 2.13. Describir el método para el estudio de células principios de la técnica histológica exfoliadas. 2.14. Describir el método para la realización de frotis y de impronta. INTRODUCCIÓN Los fragmentos de órgano que se desee estudiar al microscopio pueden procesarse por distintos métodos. Los tres más común- mente empleados son: el método de congelación, el de inclu- sión en parafina y el de inclusión en resinas plásticas. El método por congelación es rápido y muy adecuado cuan- do se requiere la observación del tejido lo antes posible, como en el caso de intervenciones quirúrgicas; el método consiste en congelar paulatinamente el tejido hasta que se encuentre lo su- ficientemente duro como para cortar rebanadas de menos de 10 micrómetros de grosor. Esta técnica es muy conveniente Práctica 2 cuando se desea demostrar lípidos, ya que la técnica de inclu- sión en parafina, como se verá más adelante, utiliza solventes orgánicos que impiden el estudio de los compuestos no pola- res. La congelación puede hacerse con bióxido de carbono. El método de inclusión en parafina es más tardado que el anterior y consiste en sustituir el agua de los tejidos fijados y 16
  16. 16. sumergirlos en parafina, para ello se emplea el siguiente proce- dimiento previo: deshidratación de la muestra, cuyo propósito es eliminar toda el agua de los tejidos y sustituirla gradualmen- te por un solvente orgánico que se mezcle con el agua; para esto se utiliza el alcohol. Primero se depositan las muestras en alcohol etílico al 60%, después de cierto tiempo (casi siempre una hora), se pasan a alcohol al 70%, donde se mantienen otro tiempo y así sucesivamente en alcoholes cada vez más concen- trados hasta llegar al alcohol absoluto. Cuando el agua del teji- do ya ha sido reemplazada por el alcohol se procede a sustituir principios de la técnica histológica este último por una sustancia que puede mezclarse con el alco- hol y con la parafina,y que torna las piezas traslúcidas, por ello, a este paso se le denomina aclaramiento o diafanización. Las sustancias que se usan comúnmente en este paso son el xileno o el benceno, durante una hora. Una vez aclaradas las muestras se pasan a recipientes que contienen parafina fundida a 55 °C, este paso tiene la finalidad de desplazar la sustancia utilizada du- rante el aclaramiento por la parafina, lo que se logra con dos pases, cada uno de media hora aproximadamente. Esta fase recibe el nombre de impregnación. La deshidratación, el aclaramiento y la im- pregnación pueden hacerse manualmen- te, pero también automáticamente por medio de un procesador de tejidos automático. Ya que las muestras se encuen- Práctica 2 tran embebidas en parafina, se colo- can en recipientes cúbicos que contienen parafina fundida; se depo- sitan en ellos con una pinza, ya sea en posición horizontal o vertical, 17
  17. 17. hasta el fondo, y se espera a que la parafina se solidifique a temperatura ambiente; de esta manera se obtienen bloques cú- bicos que contienen en su interior la porción del órgano a estu- diar. Este paso del procesamiento se denomina inclusión. El objetivo de incluir los órganos en un material como la parafina es que el órgano adquiera la suficiente dureza para per- mitir realizar cortes delgados. Una vez que la muestra se ha incluido en parafina se procede al corte. El método de inclusión en resinas plásticas se utiliza co- múnmente para la preparación de muestras que van a ser obser- principios de la técnica histológica vadas con el microscopio electrónico, los procedimientos son similares al del método de inclusión en parafina; en ocasiones, en lugar de etanol se utiliza acetona, se comienza con una con- centración de 25% que se incrementa en forma gradual hasta 100% y posteriormente se pasan al medio de inclusión, que está constituido por resinas sintéticas de epóxido o epoxil, como son el epon y la araldita. Estos plásticos son bastante duros, lo que permite hacer cortes sumamente delgados. Después de la congelación del órgano, o bien de la inclusión en parafina o resinas plásticas, según sea el caso, el paso siguiente es el corte. El aparato que se utiliza para cortar muestras de tejido para su observación al microscopio se denomina micrótomo. Existen diversas adaptaciones de este aparato, las cuales dependen de que el órgano esté congelado, o incluido en para- fina o en resinas plásticas. Para muestras congeladas se utiliza un aparato denominado crióstato, que consiste en un micrótomo encerrado en una cámara refrigerada que mantiene temperatu- Práctica 2 ras por debajo de los 0 ºC, en forma ideal, -18 ºC, esto permite que tanto el tejido como la cuchilla se mantengan a temperatu- ras inferiores a las de congelación. Si las muestras de los órganos se encuentran incluidas en bloques de parafina, se colocan en el micrótomo para hacer 18
  18. 18. cortes entre 4 y 7 micrómetros de grosor. Las rebanadas obtenidas en el micrótomo se extienden en una tina de flotación que contenga agua y grenetina. La tensión superficial del agua ayuda a extender el corte y la grenetina ayuda a que la muestra se adhiera firmemente al portaobjetos, la cual es identificada con el empleo de un lápiz de punta de diamante. En el caso de las muestras incluidas en resina plástica, se principios de la técnica histológica colocan en un ultramicrótomo, un micrótomo que tiene la par- ticularidad de estar equipado con navaja de vidrio o de diaman- te, especial para obtener cortes muy delgados, de 0.02 a 0.1 μm de grosor, que se conocen con el nombre de semifinos, los cua- les se extienden al flotar en el agua de un pequeño recipiente que se encuentra debajo de la navaja; posteriormente se colocan sobre un portaobjetos y se tiñen, a fin de obser- varlos y seleccionar las regiones para hacer cortes aún más delgados, llama- dos cortes finos, los cuales se colocan en rejillas de cobre o níquel, y se prepa- ran para ob- servarse al microscopio electrónico. Para mejorar la adhesión del corte al portaobjetos, la muestra se coloca en una platina termoeléctrica. Práctica 2 El proceso de la muestra hasta esta etapa consta de los siguientes pasos: 1. Deshidratación. 2. Aclaramiento. 19
  19. 19. 3. Impregnación. 4. Inclusión. 5. Corte. 6. Extendido. 7. Adhesión. La mayoría de los tejidos son incoloros, por lo que des- pués del corte, extendido y adhesión de la muestra deben teñir- se para facilitar su observación al microscopio y poder diferenciarlos. principios de la técnica histológica Cuando se va a observar una muestra en el microscopio fotónico (microscopios que aprovechan las propiedades de los fotones) se sigue una técnica para teñir los tejidos, cuyo princi- pio se basa en el uso de colorantes ácidos y colorantes básicos o alcalinos para distinguir los diferentes componentes tisulares. Después de la fijación, los diferentes componentes celulares y elementos tisulares conservan cierto grado de alcalinidad o de acidez que determina su reactividad ante la presencia de un colorante ácido o básico. Para teñir un corte de teji- do, por lo general se suelen utilizar por lo menos dos colo- rantes: uno ácido y otro bási- co. La combinación más empleada es la de hematoxilina (colorante básico) y la eosina (colorante ácido). A esta técnica de tinción se le denomina comúnmente tinción de HE. Los com- Práctica 2 ponentes de la célula y de los tejidos con un pH ácido se tiñen fácilmente con los colorantes básicos y se les denomina basófilos (philein: afinidad por). Los componentes de las células y de los tejidos que tienen un pH básico o alcalino reaccionan con los colorantes ácidos y se denominan acidófilos. 20
  20. 20. En la célula una gran proporción de moléculas ácidas, como el ácido ribonucleico y el ácido desoxirribonucleico, se con- centra en el núcleo, por lo cual éste es considerado como basófilo, mientras que el citoplasma contiene una significativa cantidad de compuestos básicos o alcalinos, por lo que se le considera un componente acidófilo. Existen, sin embargo, diversos tipos celulares que tienen un abundante retículo endoplásmico rugoso y por ello su cito- plasma es basófilo. Los diversos componentes tisulares del com- principios de la técnica histológica partimiento intercelular pueden presentar también distintas afinidades por los colorantes, es decir, hay componentes intercelulares basófilos y hay componentes intercelulares acidófilos. Además de la técnica de HE, que es la técnica de rutina, existen técnicas especiales para poner de manifiesto y de ma- nera selectiva diversos elementos o componentes celulares y tisulares. Para evidenciar ácidos nucleicos se utilizan coloran- tes como la pironina o la tionina en combinación con verde de metilo. Con el uso de estos colorantes es posible distinguir in- cluso los dos tipos de ácidos nucleicos. En las células teñidas con cualquiera de las dos combinaciones señaladas es posible observar la cromatina en verde y el RNA citoplasmático o el nucléolo en rojo. Existe un buen número de técnicas para expo- ner mucopolisacáridos, entre los más comunes tenemos la téc- nica del azul de alciano y la del ácido peryódico de Schiff (PAS). Ésta última sirve también para mostrar las mucoproteínas. Práctica 2 En el caso de las tinciones que faciliten la observación de los lípidos, se usan frecuentemente colorantes como el Sudán III, que los tiñe de amarillo; el Sudán IV, que los tiñe de anaranjado o rojo y el Sudán negro, que los tiñe de negro. En estos casos se necesitan cortes procesados por el método de congelación. 21
  21. 21. En las fibras intercelulares se emplean técnicas tintoriales a base de sales de plata, específicas para fibras reticulares, las cuales se manifiestan en color negro, mientras que con otras técnicas de rutina no pueden distinguirse claramente de los de- más tipos de fibras. Para las fibras colágenas pueden usarse diversas técnicas, entre las que destacan la de Masson y la de Mallory, que evi- dencian estas fibras en azul. Las fibras elásticas se tiñen de co- lor negro con la técnica de Verhoeff. Para el sistema nervioso existe una gran variedad de técni- principios de la técnica histológica cas, algunas muy simples como la del azul de toluidina, que tiñe el tejido y marca muy claramente los grumos basófilos de las neuronas, en cambio, otras un poco más complejas que pintan de manera selectiva cada uno de los diversos tipos celulares del tejido nervioso. Entre estas técnicas podemos destacar la de Golgi y la de Cajal; la primera utiliza sales de mercurio (HgCl2), la segunda suele emplear sales de plata (AgNO3); en ambos ca- sos los elementos celulares se impregnan con estas sales me- diante la aplicación de reveladores para fotografía; dichas sales se hacen virar para que tomen un color negro. Una vez que las muestras han sido teñidas se procede al montaje, que consiste en añadir un medio de montaje sobre el corte de tejido (el cual se encuentra adherido a un portaobjetos) y colocar encima un cubreobjetos de vidrio. Existen diversos medios de montaje, su uso depende del tratamiento que se le haya dado al tejido. Si los cortes se procesaron mediante la técnica de congelación y se desea mostrar lípidos se utilizan Práctica 2 medios de montaje acuosos, tales como la glicerina; en cambio, si se procesaron cortes por congelación de órganos en los cua- les no se pretende demostrar compuestos solubles en solventes no polares, o bien, cortes de órganos incluidos en parafina, se utilizarán substancias que puedan mezclarse en solventes 22
  22. 22. orgánicos como el xileno; como ejemplos de estas sustancias tenemos diversas resinas naturales y sintéticas. Las resinas na- turales tienen la desventaja de ser ácidas, por lo que cada vez son menos usadas; entre ellas están el bálsamo de Canadá y la goma de Damar. Las resinas sintéticas son neutras y su uso es cada vez más frecuente, entre otras, están la de Permount, la de Harleco y el Histoclad. Cualquier medio de montaje debe te- ner en solución un índice de refracción entre 1.5 y 1.6, secar rápidamente, no afectar la integridad del tejido ni alterar la tinción de la muestra. principios de la técnica histológica Para estudiar los tejidos o la integridad de las células que lo componen, existen otros métodos, además de los descritos. Entre éstos cabe mencionar el que sirve para estudiar células sueltas o descamadas. A las células que se desprenden de los tejidos se les conoce como células exfoliadas. Para su observación se suele hacer un frotis que consiste en extender las células sobre un portaobjetos. Se pueden realizar frotis de células sanguíneas o de células exfoliadas. La citología exfoliativa es un método que ha sido utilizado cada vez con mayor frecuencia para la determinación del ciclo estral en determinadas especies domésticas como la perra, la gata y animales de laboratorio, así como en el estudio de neoplasias. La realización del frotis de células sanguíneas requiere el siguiente procedimiento: 1. Se coloca una pequeña gota de sangre sobre un extremo del portaobjetos y en seguida, con otro portaobjetos, se Práctica 2 procede a hacer el extendido de la sangre. Para ello es ne- cesario acercar el segundo portaobjetos hasta la gota, for- mando un ángulo de 45 grados con el portaobjetos que contiene la gota de sangre. Al ponerse en contacto el portaobjetos con la superficie de la gota de sangre, se 23
  23. 23. espera a que ésta se distribuya por capilaridad a todo lo ancho del portaobjetos; en este momento, con un movi- miento rápido, uniforme y sin variar el ángulo que forman ambos portaobjetos, se extienden las células sanguíneas por arrastre sobre la superficie del portaobjetos en el que ini- cialmente se colocó la gota. 2. Se fija la muestra por secado al aire. 3. Se fija la muestra con alcohol metílico absoluto. 4. Se tiñe (las técnicas de tinción más utilizadas para células principios de la técnica histológica sanguineas son la de Wright y Giemsa). 5. Se lava en el chorro de agua. 6. Se seca. 7. Se aclara con xileno. 8. Se monta con resina sintética. Para la realización del frotis de células exfoliadas se sigue este procedimiento: La obtención de las células libres puede hacerse mediante un lavado con solución salina fisiológica, o bien, a través del uso de un hisopo. En el caso de obtener las células por medio de lavado, se dejan caer unas gotas de solución salina con las células sobre el portaobjetos, se extienden sobre la laminilla y se secan al aire. Si se obtuvieron las células mediante un hiso- po, éste se hace rotar sobre el portaobjetos para distribuir las células. Posteriormente se tiñen con la técnica de Papanicolau, con lugol o yodo. Otra técnica para la observación de células libres es la im- Práctica 2 pronta, la cual resulta fácil y rápida para el estudio de células que forman parte de un órgano. Para realizarla es necesario cor- tar el órgano, después acercar el portaobjetos hasta tocar el ór- gano por la parte incidida, secar rápidamente al aire y teñirla con la técnica de Papanicolau o de hematoxilina y eosina. 24
  24. 24. Actividad En una serie de microfotografías, observa las característi- cas de los diferentes tejidos presentados con diversas tinciones y elabora un cuadro colocando el color que co- rresponda al tipo de estructura que adviertas. principios de la técnica histológica Práctica 2 25
  25. 25. Práctica 3 Microscopía OBJETIVOS 3.1. Manejar correctamente un microscopio fotónico. 3.1.1. Identificar las partes ópticas, mecánicas y de iluminación. 3.1.2. Mencionar la función de los principales elementos de cada una de las partes. 3.1.3. Mencionar los procedimientos de rutina en el manejo del microscopio fotónico. 3.1.4. Enfocar en forma adecuada y observar una prepara- ción histológica. 3.2. Comprender los fundamentos técnicos elementales en los que se basa la microscopía fotónica. 3.2.1. Mencionar los diferentes tipos de microscopios. 3.2.2. Entender el concepto de poder de resolución del sis- tema óptico. 3.2.3. Conocer la fórmula matemática del límite de resolución. 3.2.4. Determinar las limitaciones del microscopio fotónico y su complementación con otros tipos de microscopios. 26
  26. 26. INTRODUCCIÓN En el transcurso de los años ha ido aumentando el número de médicos veterinarios que requieren del microscopio fotónico para desempeñar satisfactoriamente su trabajo. Es por ello con- veniente que desde el primer año el estudiante se familiarice con el manejo de dicho instrumento. Diversos aspectos prácti- cos de la histología, microbiología, patología y parasitología se resuelven con el uso del microscopio. Por tal motivo, el cono- cimiento de todas sus partes, lo mismo que el funcionamiento de cada una de ellas en la observación de un objeto son de utilidad en la formación profesional. El microscopio fotónico está constituido por una parte mecánica, una parte óptica y una fuente de luz. MICROSCOPIO FOTÓNICO I. Parte mecánica 1) Base 2) Brazo 3) Cabezal o cabeza 4) Revólver 5) Platina microscopía 6) Tornillos macrométrico y micrométrico 7) Porta condensador 8) Tornillo del condensador Esta parte consta de una base, un brazo, un cabezal o cabeza, un revólver, una platina y dos tornillos: a) macrométrico y b) micrométrico; un porta condensador, un tornillo del condensa- Práctica 3 dor y una cremallera. La base o pie generalmente tiene forma de herradura, ade- más de sostener todo el peso del microscopio, da solidez y es- tabilidad al aparato. En una gran variedad de modelos de microscopios, la fuente de luz aparece incorporada a la base. 27
  27. 27. El brazo o columna sirve de asa para sujetar y transportar el microscopio; es recomendable tomar el microscopio del brazo o columna con una mano, y sostenerlo de la base con la otra mano. En la columna están conectados los tornillos macrométrico y micrométrico que son los que elevan o des- cienden la platina, la cual se apoya en la columna. También en la columna se apoyan el soporte del condensador del diafragma así como el tornillo y la cremallera que regulan su movimiento. La cabeza o cabezal se encuentra hacia el extremo superior del microscopio; tiene la forma de una media esfera, su función es servir de sostén al prisma de cristal que forma parte del sistema óptico del microscopio. Del cabezal parten hacia arriba los tu- bos donde se apoyan los lentes oculares, hacia abajo se encuen- tra el revólver portaobjetivos. Se denomina revólver al disco giratorio colocado en la superficie plana e inferior del cabezal y gracias al movimiento giratorio es posible cambiar de objetivo; cuando se desee este cambio es necesario hacerlo en dirección de las manecillas del reloj y con la yema de los dedos sobre el borde estriado del revólver. Se debe evitar, tomar el objetivo para girar el revólver, ya que con este tipo de manejo al cabo del tiempo el aparato se desajusta. El revólver se gira hasta sen- tir un tope sutil, que será fácilmente apreciado si el movimiento microscopía es lento y se realiza con la yema de los dedos. Cuando se perci- be el tope, se puede estar seguro de tener el nuevo objetivo en posición adecuada para llevar a cabo la observación. La platina es la porción del Práctica 3 microscopio donde se coloca la pre- paración histológica para su observa- ción; se localiza debajo de los objetivos. Es una superficie plana de forma cuadrangular que tiene en el 28
  28. 28. centro un orificio circular, a través del cual pasa el haz lumino- so que atraviesa el corte histológico y permite su observación. En ocasiones los microscopios presentan un carro, así se le de- nomina a la estructura que sujeta el portaobjetos por sus extre- mos y mediante los tornillos que contiene hacia el borde lateral derecho de la platina, permitiendo el movimiento de las prepa- raciones hacia adelante, atrás y a los lados. De acuerdo con la marca o modelo del microscopio se pueden encontrar diferen- cias, sin embargo, en términos generales, hay dos formas como los fabricantes de un microscopio resuelven la construcción de los mismos. Unos prefieren colocar los tornillos macro y micrométricos separados; otros en cambio, en un mismo accionador presentan ambos; en estos casos y por lo general, el enfoque macrométrico se realiza con la perilla estriada de ma- yor diámetro, mientras que el enfoque micrométrico, con la perilla estriada central y más pequeña. El tornillo macrométrico hace subir o bajar la platina y como regla general deberá enfo- carse usando primero el tornillo macrométrico y el objetivo de menor aumento. Cuando se procede de esta manera no es ne- cesario usar el tornillo macrométrico para cambiar a otros len- tes objetivo, sólo es necesario hacer el enfoque fino con el micrométrico. Algunos modelos de microscopios (tipo estudian- microscopía te) carecen de las partes mecánicas que a continuación se des- criben. El portacondensador es una estructura que consta de un aro que sujeta el condensador y lo une al brazo o columna, sobre este aro se encuentra un tornillo que libera al condensa- dor y de esta forma permite la adecuada limpieza o ajuste sobre Práctica 3 el mismo, esto último deberá realizarse con cuidado de manera esporádica y sólo por personal entrenado para ello. La función del portacondensador es sostener el complejo condensador- diafragma. El tornillo para subir o bajar el portacondensador se encuentra debajo y delante de los tornillos macro y micrométricos. 29
  29. 29. El condensador (incluido o sostenido por el porta condensa- dor) se sube y se baja con el fin de que el haz luminoso coincida exactamente con el objeto a observar y obtener así la mejor iluminación. La cremallera es la placa de superficie dentada que se encuentra montada sobre la columna. A través de los dientes engranes se articula tanto en el soporte del condensador o diafragma como en la platina. II. Parte óptica La parte óptica la constituyen, en términos generales, los lentes: 1) oculares 2) objetivos 3) del condensador Oculares Existen microscopios con un solo ocular, denominados monoculares; o bien, los que presentan dos oculares, denomi- nados binoculares. En cualquier caso, los oculares se localizan en el extremo superior del cabezal y es en ellos donde se colo- can los ojos del observador. Hay oculares de diferentes aumen- microscopía tos, éstos por lo general pueden ser de 10x, 15x y 20x. El número seguido del signo «x» (por) se refiere a las veces que aumenta el tamaño original del objeto observado. En el caso de los microscopios binoculares, la distancia en- tre los oculares puede ajustarse a la distancia que cada observador en particular tiene entre los Práctica 3 ojos. Esto puede lograrse si se acciona un torni- llo que regularmente está entre los dos ocula- res; esta separación queda indicada por una escala circular situada entre ambos oculares. 30
  30. 30. Objetivos Reciben este nombre las lentes más próximas al objeto a obser- var. Se localizan en la parte inferior del cabezal unidos a éste por medio del revólver; los objetivos reciben diversos nombres de acuerdo con los aumentos que tienen. MICROSCOPIO OLYMPUS ZEISS 1. objetivo panorámico 4x 3.2 x 2. seco débil 10 x 10 x 3. seco fuerte 40 x 40 x 4. de inmersión 100 x 100 x El objetivo proyecta una imagen más aumentada en direc- ción del ocular. Los objetivos presentan en la porción metálica una serie de datos que a continuación se describen. Una lectura microscopía correcta comúnmente se hace de izquierda a derecha y de arri- ba a abajo. El primer número significa el aumento del objetivo; la siguiente cifra representa la abertura numérica (AN), su de- terminación depende del fabricante y se refiere al menor índice de refracción del lente del objetivo multiplicado por el seno del Práctica 3 semiángulo de abertura. En este caso: AN=1.35 o 0.22. En el renglón de abajo, la cifra 160 corresponde a la longi- tud en milímetros del tubo del microscopio en el cual deben ser utilizados (algunos en lugar de 160 tienen 170); la última cifra (0.17), que no todos los objetivos la tienen anotada; aparece en 31
  31. 31. un tercer renglón, y se refiere al espesor en milímetros del cubreobjetos que debe emplearse. En las preparaciones histológicas ésta medida es importante para evitar estrellar la laminilla con el objetivo; la laminilla siempre se debe colocar con el cubreobjetos dirigido hacia arriba, ya que la medida an- tes citada está calculada para que vaya de esta forma. Es un hecho indudable que la calidad del microscopio está determi- nada esencialmente por la calidad del objetivo, pues es éste el que produce la imagen aumentada del objeto, cuya nitidez, en cuanto a los detalles estructurales y aspecto general, no puede ser mejorada por los demás elementos. Para clasificar y diferen- ciar los objetivos algunos fabricantes utilizan colores. Así, un color suele corresponderse con un aumento dado (ver cuadro 1), por ejemplo, todos los objetivos de aumento 10x llevan una banda amarilla alrededor del tubo. CUADRO 1 1. objetivo panorámico banda color café 2. seco débil banda color amarillo 3. seco fuerte banda color azul 4. de inmersión banda color negro o blanco a) Aumento nominal: viene grabado en el cuerpo del objeti- microscopía vo y siempre se asocia con la longitud del tubo del micros- copio (o la distancia entre el objetivo y el ocular); en los microscopios americanos la distancia es de 160 mm y en los europeos, japoneses y rusos de 170 mm. b) Aumento total: es el que se observa al mirar por el ocular. Práctica 3 Se calcula multiplicando el aumento del ocular y el objeti- vo, ejemplo: 15 X 40 = 600x. El objeto observado está au- mentado 600 veces su tamaño natural. c) Poder de resolución: es la capacidad que tiene un sistema óptico de separar detalles. 32
  32. 32. Al poder o límite de resolución se le asigna un valor numé- rico y equivale a la mínima distancia que debe existir entre dos puntos para que cada uno de ellos aparezca individualizado. El límite de resolución de los mejores lentes utilizados en los mi- croscopios fotónicos comunes es de 0.2 μm (0.0002 mm). La riqueza en el detalle de una imagen dependerá del poder de resolución. La parte que determina el límite de resolución de un sistema óptico es el objetivo, aunque éste puede ser modifi- cado ligeramente por el complejo condensador-diafragma. El límite de resolución se obtiene con la fórmula: LR= Ks/AN Donde: K = una constante estimada en 0.61 s = longitud de onda de la luz empleada AN = abertura numérica (un valor grabado sobre la super- ficie del tubo del objetivo empleado y es calculado previamente por el fabricante). Condensador-diafragma El complejo condensador-diafragma forma parte del sistema óptico y lumínico. Los microscopios “modelo estudiante” sue- microscopía len tener un sustituto muy simplificado que hace las funciones de éste; sin embargo, es una parte muy importante del micros- copio que para fines informativos conviene describir. El con- densador está formado por un lente convergente que favorece una iluminación óptima de la preparación y de esta manera de- Práctica 3 termina la riqueza de los detalles y la nitidez del objeto en observación, es decir, aumenta el poder de resolución. Para buscar una altura del condensador que permita el máximo de luz y resolución se hará ascender o descender el complejo condensador-diafragma mediante el tornillo correspondiente. 33
  33. 33. El diafragma tiene la función de regular la cantidad de rayos luminosos que lleguen al lente del condensador para posterior- mente iluminar el objeto a observar. El diafragma puede improvisarse con una pequeña lámina de metal o cualquier ma- terial opaco, perforado para permitir el paso de sólo una deter- minada cantidad de rayos luminosos. III. Sistema de iluminación (fuente de luz) Consta de las siguientes partes: regulador de voltaje, lámpara o espejo y condensador. Regulador de voltaje El regulador de voltaje es un accesorio que, según el fabricante, puede venir separado del microscopio o bien integrado al mis- mo. Cuando está separado consiste en una caja metálica que posee, en uno de sus extremos, una clavija, la cual se conecta a la fuente de corriente eléctrica y, en el otro extremo, un cable que va directamente a la fuente de luz del microscopio. El regu- lador de voltaje tiene un interruptor a través del cual se encien- de (ON) o se apaga (OFF). Antes de prender el regulador hay que asegurarse de que la perilla que regula la intensidad de luz microscopía esté en el nivel más bajo. Algunos reguladores presentan graba- das en letras o rayas rojas las zonas de alta intensidad de luz que pueden poner en peligro la integridad del filamento del foco. Siempre se deberá procurar NO llegar hasta esta zona, pues la duración del filamento del foco será menor y la retina del ob- Práctica 3 servador podría sufrir algún daño. En aquellos microscopios que presentan el regulador de voltaje integrado, la perilla que regu- la la intensidad de luz se encuentra casi siempre en la base del microscopio. Para cuidar la retina del observador, la perilla debera estar en el nivel más bajo de luz, para luego adecuar la 34
  34. 34. posición del condensador o su sustituto para encontrar el pun- to o altura del condensador en el cual esté más iluminado el campo con la mínima intensidad de luz. Una vez logrado esto se incrementa la intensidad poco a poco para lograr una ilumi- nación del campo visual satisfactoria para el observador. Lámpara La lámpara integrada al microscopio posee un diafragma que deberá estar abierto siempre y con ello permitir el paso de una adecuada cantidad de luz. Espejo El espejo sólo existe en aquellos microscopios que no tienen adap- tada una fuente de luz; en estos microscopios el espejo ocupa la parte inferior del mismo, colocado sobre el pie o base. El espejo consta de dos superficies o caras, una plana y otra cóncava; pue- de hacerse girar manualmente de tal forma que es posible expo- ner hacia arriba cualquiera de las dos caras. La cara plana se utiliza cuando la fuente de luz es natural (sin lámpara de ningún tipo); la cara cóncava, cuando la fuente de luz es artificial. La orientación de la cara deberá hacerse observando el campo visual y usando la microscopía cara del espejo adecuada. La función del espejo es la de reflejar el haz luminoso proveniente de la fuente de luz natural o artificial y dirigirlo hacia la preparación. El observador, antes de iniciar su trabajo con el microscopio, debe asegurarse de que la superfi- cie del espejo está libre de manchas dactilares, para ello es útil tener a la mano un trapo limpio de algo- Práctica 3 dón. La finalidad de las diferentes partes del microscopio es la de permitir la obser- vación de una muestra con el mejor enfo- que posible, con la iluminación más adecuada y sin movimiento. 35
  35. 35. Actividad Después de leer todas las instrucciones que a continuación se presentan, maneja el microscopio para enfocar una la- minilla o preparado histológico. Iluminación Conecta la clavija al enchufe, ya sea de la lámpara o del micros- copio con luz integrada. En aquellos microscopios que tienen integrada la fuente de iluminación y presentan un caja metálica como regulador coloca el interruptor en encendido (ON) y pro- cura que la perilla que está sobre su superficie esté colocada en el punto más bajo de iluminación, después podrás aumentar pau- latinamente la iluminación girándola despacio hacia la derecha sin llegar a la escala roja. En algunos microscopios con fuente de luz integrada, la intensidad luminosa se regula con una peri- lla colocada sobre la superficie derecha de la base, de tal forma que girándola de acuerdo con las manecillas del reloj la intensi- dad aumenta. En los microscopios sin fuente de luz integrada es necesario verificar que la cara cóncava del espejo esté dirigi- da hacia arriba; observando por el (los) ocular(es) con el objeti- vo de menor aumento (panorámico), se mueve el espejo hasta microscopía que el campo quede adecuadamente iluminado, esto puede mejorarse aún más si se acciona el tornillo del condensador y se ajusta este último hasta obtener la máxima iluminación. Colocación de la preparación Práctica 3 Una preparación histológica es un corte muy delgado de tejido colocado entre dos laminillas de vidrio, una más gruesa y larga denominada portaobjetos. Se coloca el portaobjetos sobre la platina, procurando siempre que el cubreobjetos quede hacia arriba, pues la distancia entre el objetivo y la laminilla 36
  36. 36. está calibrada de esta forma. Con el procedimiento antes men- cionado se evita romper la preparación con alguno de los obje- tivos. Posteriormente el portaobjetos se fija, ya sea por medio de las dos pinzas, colocadas sobre la platina, que oprimen la laminilla por sus bordes; o bien, con una pinza móvil, que se encuentra sobre la superficie izquierda de la platina; esta pinza se debe accionar primero hacia atrás para permitir la entrada de la laminilla; después se sujeta lentamente para que la pinza apri- sione el portaobjetos, el cual queda fijo de esta manera. Por medio de los tornillos del carro se mueve el portaobjetos para que el objeto a observar quede exactamente arriba del conden- sador y pueda recibir el haz luminoso. Enfoque del objeto En los microscopios binocu- lares es necesario regular la abertura de los oculares de tal forma que se pueda observar cómodamente con ambos oculares. Se cierra el ojo iz- quierdo y se enfoca la pre- paración utilizando sólo el microscopía tornillo macrométrico. En un microscopio monocular no es conveniente cerrar el ojo que no se está usando para ver la preparación histológica. Algunos microscopios binoculares tienen una escala gra- bada sobre el tubo del ocular izquierdo, la cual se denomina Práctica 3 tornillo dióptrico y sirve para calibrar el microscopio a la agu- deza visual particular del observador, sobre todo para aquellos casos en que el observador no tiene la misma agudeza visual en los dos ojos, para lo cual cierra el ojo derecho y enfoca la preparación girando el tornillo dióptrico con la yema de los 37
  37. 37. dedos índice y pulgar izquierdos hasta lograr una imagen lo más nítida posi- ble. La observación, de ahora en ade- lante, se hará utilizando ambos ojos. Una vez enfocado, con el tornillo macrométrico se procede a enfocar la preparación histológica. La observación con el objetivo panorámico sirve para dar una idea general del objeto obser- vado, hay que procurar mirar siempre varios campos microscópicos y seguir el contorno del corte histológico que se observa. Se gira el revólver colocando la yema de los dedos índice y pulgar sobre la superficie dentada del mis- mo, de acuerdo con las manecillas del reloj, hasta sentir un tope o pase suave, de esta manera el siguiente objetivo (10x) estará en el sitio adecuado. Se procede a enfocar la preparación única- mente con el tornillo micrométrico. Hay que observar varios cam- pos microscópicos antes de pasar al siguiente objetivo y realizar el mismo procedimiento descrito. Después de terminar una se- sión de observación, se coloca en posición de observar el objeti- vo 4x, se quita la preparación, se apaga el microscopio, se desconecta la clavija y finalmente se cubre para evitar que se microscopía empolve. El polvo y la humedad son los peores enemigos del microscopio. Recomendaciones importantes El microscopio es un aparato delicado, hay que manejarlo con Práctica 3 mucho cuidado. Debe permanecer en un lugar bien ventilado y seco para evitar la formación de colonias de hongos que pudie- ran alterar la calidad de los lentes, también debe estar fijo en un lugar pues el constante movimiento del aparato puede causar el desajuste de los lentes que integran la parte óptica y de esta 38
  38. 38. manera perderse la calidad de la imagen. No se debe hacer girar el revólver tomando los objetivos, sino colocando la yema de los dedos pulgar e índice sobre el borde de la placa dentada circular del revólver, y en la dirección de las manecillas del reloj. En la práctica, como regla general, es conveniente que al examinar cualquier preparación se observen varios campos microscópicos antes de pasar al siguiente objetivo, para tener una idea general de lo que se observa. Tanto en los microscopios monoculares como en los binoculares siempre se deberán emplear los dos ojos y no cerrar uno de ellos (excepción hecha en el proceso de enfo- que), ya que este vicio a la larga trae dificultades visuales. En el caso de los microscopios monoculares se recomienda cubrir el ojo que no se emplea en la observación con la palma de la mano, pero este ojo no deberá estar cerrado. La base del microscopio tiene que permanecer a una distancia no menor de 10 cm del borde de la mesa, la cual debe ser lisa, firme y no inclinada. En caso de utilizar el objetivo de inmersión se colocará primero una gota de aceite de inmersión. Cuando se termina la observación siempre hay que limpiar el aceite con un papel especial que no raye el objetivo. Por ningún motivo se puede dejar sin limpiar el objetivo de inmersión después de usarlo. La preparación siempre tendrá que colocarse de tal forma que el cubreobjetos esté dirigi- microscopía do hacia los objetivos y nunca hacia el condensador. IV. Modalidades de microscopios IV. microscopios Al microscopio fotónico es posible hacer una serie de cambios y adaptaciones en el sistema óptico, para realizar con mayor Práctica 3 facilidad los estudios que se describen a continuación. Iluminación en campo oscuro Se utiliza para la observación de objetos muy transparentes; la iluminación en campo oscuro aumenta el contraste entre el 39
  39. 39. propio objeto y su fondo. Esto se logra evitando que la luz del condensador llegue al objetivo, de tal modo que esta falta de luz constituya un fondo oscuro sobre el que resalte el objeto a estudiar. Para la iluminación con campo oscuro se requiere: 1. Condensador especial de campo oscuro. 2. Montura centrable. 3. Diafragma iris en el objetivo. 4. Iluminación de gran intensidad. 5. Portaobjetos de 1 o 2 mm de grueso. 6. Aceite de inmersión. MICROSCOPIO DE CONTRASTE DE FASES Es una técnica que permite ver con bastante detalle y buen con- traste objetos muy transparentes, que con la luz ordinaria son prácticamente invisibles; sirve también para detectar diferen- cias muy pequeñas de grosor y densidad del objeto sin necesi- dad de alterarlo por tinción o cualquier otro procedimiento, de modo que podemos ver células y tejidos vivos en su estado na- microscopía tural. Puede realizarse con microscopios monoculares o bino- culares y se requiere de los siguientes accesorios: lámpara (control de intensidad); un disco anular (situado en el conden- sador); una placa de fase (disco de cristal que en una de sus caras tiene una depresión o cara anular), cada objetivo debe Práctica 3 tener su placa correspondiente y un tubo telescópico auxiliar para poder ver la placa de fase dentro del objetivo cuando se pone en lugar del ocular normal. 40
  40. 40. MICROSCOPIO CON LUZ POLARIZADA Se usa mucho en geología, mineralogía y química para la obser- vación e identificación de cristales, piedras preciosas, estudios de efectos de calor, etcétera; la aplicación más sencilla es la determinación de la presencia o ausencia de sustancias óptima- mente activas (que se ven como objetos brillantes que destacan sobre el fondo). Aplicaciones en medicina: Identificación de partículas de sílice en tejido de pulmón (silicosis) o de partículas de asbesto (asbestosis). MICROSCOPIO DE FLUORESCENCIA La fluorescencia es un fenómeno que presentan ciertas sustan- cias, por el cual, si se les ilumina con luz de onda corta, que es invisible (ultravioleta), son capaces de convertirla en luz de onda larga, que es visible. Existen sustancias vegetales y minerales que sin ninguna preparación previa presentan fluorescencia de colores específicos cuando se radian con luz ultravioleta, a esta fluorescencia natural se le denomina fluorescencia primaria. A microscopía las sustancias de interés en zoología y medicina deben agregarse ciertos colorantes (fluorocromos); esto se denomina fluorescen- cia secundaria; en este caso las sustancias son de gran especifi- cidad, y por ello cada tejido puede distinguirse e identificarse según el tipo de fluorescencia o fluorocromo asimilado. Práctica 3 Fluorocromos más usados: acrimina, azul de anilina, naranja de acridina, tioflavinas, fucsina, isotiocianato de fluoresceína e in- cluso el antibiótico tetraciclina. 41
  41. 41. Aplicaciones en medicina: Tinción con auramina para la observación de los bacilos de la tuberculosis en esputos; técnica de naranja de acridina para el diagnóstico temprano de tumores malignos; la téc- nica de anticuerpos marcados (método de Coon), la cual se basa en hacer visibles las sustancias extrañas que pene- tran en el organismo denominadas antígenos, marcando los anticuerpos que reaccionan ante ellos con un colorante fluorescente. Esta última técnica permite, entre otras co- sas, el diagnóstico de la rabia y para realizarla, se requiere una fuente de luz ultravioleta. MICROSCOPIO ESTEREOSCÓPICO Este microscopio permite la observación del objeto tridimensionalmente (con longitud, anchura y profundidad). El microscopio estereoscópico consta realmente de dos micros- copios completos, cada uno con su objetivo y su ocular. Su fundamento radica en el hecho de que por estar los ojos del observador separados, cada ojo ve las cosas desde un ángulo ligeramente distinto, con lo cual puede precisarse la dis- microscopía tancia relativa a que se encuentran los distintos objetos. Las partes ópticas del microscopio estereoscópico difieren de las encontradas en un microscopio fotónico. Aplicaciones en medicina: Determinación de la forma de las colonias bacterianas, exa- Práctica 3 men minucioso de ciertos parásitos macroscópicos, disecciones finas de tejidos animales y otros. 42
  42. 42. MICROSCOPIO ELECTRÓNICO Para la observación de muestras, estos microscopios no utilizan fotones, sino electrones. Los electrones se desplazan en línea recta cuando se mueven en el vacío y su velocidad de desplaza- miento puede ser más rápida gracias a la ayuda de condensadores magnéticos. El microscopio electrónico tiene fijo el aumento del objetivo y pueden variar los aumentos gracias a modifica- ciones en la fuerza del campo magnético de ciertas lentes pro- tectoras que son equivalentes a los oculares. Los electrones son desviados por las porciones con peso atómico elevado del ob- jeto a observar, de tal forma que se observan manchas oscuras en la pantalla fluorescente, llamadas porciones electrodensas; aquellos sitios que no desvían los electrones por no tener un peso atómico elevado no forman dichas manchas y se dice que son porciones electroclaras. En la imagen se observa el contras- te entre zonas o estructuras electroclaras y electrodensas. El límite de resolución del m. e. es de 2 a 3.5 Å, en teoría, porque en la práctica suele ser de 10 Å. Aplicaciones en medicina: Permite el estudio de todos los aspectos ultraestructurales que facilitan la comprensión de procesos patológicos y fi- microscopía siológicos de los distintos tipos celulares que conforman a los animales domésticos, así como también de los microorganismos que provocan las diversas enfermedades. Práctica 3 Para visualizar el video «Principios Básicos del Microscopio Fotónico» haga click aquí 43
  43. 43. Práctica 4 Tejido epitelial de revestimiento OBJETIVOS 4. Identificar al microscopio fotónico las diferentes varieda- des de epitelios de revestimiento. 4.1. Identificar el endotelio de un vaso sanguíneo. 4.2. Identificar el epitelio que reviste los conductos secretores de las glándulas salivales. 4.3. Identificar el epitelio que reviste el intestino. 4.4. Identificar el epitelio que reviste la tráquea. 4.5. Identificar el epitelio que constituye la epidermis de la piel. 4.6. Identificar el epitelio que reviste la vejiga. INTRODUCCIÓN El tejido epitelial de revestimiento es una variedad que cubre las superficies externas del organismo y las cavidades internas del mismo. Sus células se disponen en una o varias capas, por lo que se habla de epitelio simple o estratificado, respectivamen- te; además, la forma de las células del estrato más superficial sirven para clasificarlo. Los vasos sanguíneos (cualquiera que sea su dimensión) presentan hacia su porción central, que en adelante se le denominará luz del órgano, un epitelio de revestimiento que se 44
  44. 44. caracteriza por estar constituido por un solo estrato o capa de células epiteliales aplanadas, que recibe el nombre de epitelio plano simple, y endotelio, genéricamente, cuando forma parte de un vaso sanguíneo. Actividad En un corte histológico de vaso san- guíneo estudia el endotelio, iden- tifica su localización y realiza un dibujo del mismo. GLÁNDULA SALIVAL tejido epitelial de revestimiento Los conductos secretores de las glándulas salivales presentan un epitelio cúbico simple, es decir, una sola capa de células cú- bicas, las cuales tienen núcleos esféricos y centrales. Actividad En un corte histológico de glándula salival estudia e identifica la localización de un conducto secretor y rea- liza un dibujo del mismo. EPITELIO DE REVESTIMIENTO Práctica 4 El epitelio de revestimiento del intestino delgado es un epitelio cilíndrico simple; éste se caracteriza por tener células mas altas que anchas, sus núcleos suelen ser ovoides. 45
  45. 45. Actividad Estudia el corte histológico transversal de intestino y loca- liza el epitelio intestinal. Haz un dibujo del epitelio de revestimiento del intestino. El epitelio de revestimiento de la tráquea es seudoestratificado cilíndrico ciliado; este tipo de epitelio es ca- tejido epitelial de revestimiento racterístico de las vías respiratorias, por lo que se le denomina epitelio respiratorio. Se dice que es seudoestratificado porque a pesar de tener solo un estrato celular, sus núcleos se encuentran a diferentes alturas, por lo cual dan la apariencia de que hay más de una capa de células; su forma es cilíndrica y presenta prolongaciones de membrana llamadas cilios hacia la porción externa (también denominada porción apical o luminal, por estar en contacto con la luz externa del órgano); éstos, a diferencia de las microvellosidades, sí pueden apreciarse claramente al mi- croscopio fotónico. Actividad Estudia el corte histológico Práctica 4 transversal de tráquea para lo- calizar el epitelio de revesti- miento. Haz un dibujo del epitelio de revestimiento de la tráquea. 46
  46. 46. La piel presenta un epitelio de revestimiento formado por varios estratos celulares; la última capa está formada por una banda de una sustancia carente de núcleos, esta banda repre- senta el estrato córneo y es acelular, por debajo de esta capa pueden distinguirse células aplanadas, por lo que a este tipo de epitelio de revestimiento se le denomina epitelio estratificado plano con queratina, que es la sustancia que constituye el estrato córneo. Actividad Estudia el corte histológico de piel y localiza el epitelio. Elabora un dibujo de las estructuras mencionadas. tejido epitelial de revestimiento El epitelio de revestimiento de la vejiga recibe el nombre de epitelio transicional; este epitelio se clasifica como estratificado, aunque existen algunos autores que lo clasifican como seudoestratificado; se caracteriza porque la capa de célu- las más superficial (o las células que están en contacto con la Práctica 4 luz del órgano) puede adoptar diversas formas, esto depende del estado funcional del órgano. 47
  47. 47. Actividad Estudia el corte histológico de vejiga para localizar el epitelio de transición o modificable. Dibuja el epitelio transicional. tejido epitelial de revestimiento Práctica 4 48
  48. 48. Práctica 5 Tejido epitelial glandular OBJETIVOS 5. Al microscopio fotónico, identificar las diferentes varieda- des de epitelios glandulares. 5.1. Identificar las células caliciformes en el epitelio de la trá- quea. 5.2. Identificar los acinos serosos, mucosos y mixtos de una glándula salival. 5.3. Identificar una glándula holocrina. 5.4. Identificar una glándula endocrina cordonal y una folicular. INTRODUCCIÓN El tejido epitelial glandular puede clasificarse de muy diversas maneras, sin embargo, en esta práctica abordaremos aquellas características estructurales que nos permitan identificar fácil- mente, en una forma general, el tejido epitelial glandular. Las glándulas unicelulares son aquellas en que la glándula es una sola célula, como ejemplo de éstas tenemos las células caliciformes que pueden encontrarse intercaladas entre las cé- lulas epiteliales de revestimiento de las vías respiratorias y del intestino. Estas células se observan como espacios aparentemen- te vacíos o se detectan, al utilizar técnicas de rutina como las de hematoxilina y eosina, porque se tiñen débilmente y adoptan la 49
  49. 49. forma de cáliz o copa; tienen la porción basal más estrecha y la porción apical más ancha, el núcleo se encuentra hacia la base y es alargado. La causa de que no se tiñan adecuada- mente es que el pro- ducto de su secreción está constituido por glucoproteínas, las cuales deben teñirse con tinciones especiales como la tinción de PAS (ácido peryódico de Schiff). Actividad Estudia un corte histológico transversal de tráquea y loca- tejido epitelial glandular liza las células caliciformes. Identifica las células caliciformes intercaladas en el epite- lio de revestimiento y dibújalas. La mayoría de las glándulas son pluricelulares y se pueden clasificar de acuerdo con el sitio donde vierten su secreción: en glándulas exocrinas porque vierten su secreción al exterior a través de conductos y en glándulas endocrinas, porque vierten su secreción directamente a la sangre. La porción de una glándula exocrina que elabora el pro- ducto de secreción es el adenómero. Los adenómeros pueden Práctica 5 tener forma de tubo o de acino. El acino es una estructura esfé- rica constituida por células piramidales que presentan núcleos hacia la base y una pequeña luz al centro. Entre los acinos pue- den localizarse conductos que comunican con el exterior y per- miten la salida del producto secretado. Tomando en cuenta la 50
  50. 50. naturaleza de la secreción, existen tres tipos de acinos: serosos (que secretan proteínas), mucosos (que secretan moco) y mix- tos o seromucosos. Los acinos serosos presentan el núcleo basal y esférico; en cortes teñidos con hematoxilina y eosina (H y E) el citoplasma situado en la periferia del núcleo es de color mo- rado, un poco más claro que el núcleo; se dice entonces que el citoplasma es basófilo, por la presen- cia de retículo endoplásmico rugo- so en esta porción; hacia la región apical, el citoplasma es del color ro- sado de la eosina, se dice entonces que es acidófilo, esta porción con- tiene el aparato de Golgi. En los acinos mucosos el núcleo es aplanado y está orientado hacia la base de la célula, en estos casos el citoplas- tejido epitelial glandular ma de las células no se tiñe bien con las tinciones de rutina, de tal manera que se ve cristalino «espumoso». Cuando los acinos mucosos se ti- ñen con la técnica de PAS, el citoplas- ma aparece de color rosa fuerte, ya que es positivo a la reacción de PAS. Los acinos seromucosos son una combinación de ambos tipos; presen- tan una disposición muy característica: la parte mucosa está en el centro y las Práctica 5 células seromucosas, en la periferia, for- mando una media luna alrededor deno- minada media luna serosa. 51
  51. 51. Actividad Estudia el corte histológico de glándula salival e identifica los diferentes tipos de acinos: serosos, mucosos y mixtos. Otro tipo de glándulas exocrinas son las glándulas tubulares; reciben este nombre porque el conjunto de células glandulares adopta una forma cilíndrica, en cuya luz es vertida la secreción; en los cortes histológicos no siempre se observa su comunicación con la superficie, por lo que en ciertas áreas se ven cortes oblicuos de las glándulas y en otras, si el corte es paralelo a la dirección longitudinal de la glándula, se observa su unión con la luz del órgano; las glándulas tubulares a veces apa- recen enrolladas (como las sudoríparas), o bien, conectadas con alvéolos o acinos; en tales casos la secreción provendrá tanto de estas últimas estructuras como de las glándulas tubulares con las que se unen directamente. No deberán confundirse las glán- tejido epitelial glandular dulas tubulares con los conductos excretores, que únicamente conducen la secreción, pero no la producen. Actividad Estudia el corte histológico de intestino grueso, identifica las glándulas intestinales. Observa e identifica en un corte de piel los diferentes tipos de glán- dulas sudoríparas (tubulares) y haz un esquema de esto. Práctica 5 Las glándulas endocrinas, de acuer- do con la forma que adopta el conjun- to de sus células, pueden clasificarse en glándulas endocrinas cordonales, cuyas células se disponen formando cordones 52
  52. 52. separados entre sí por capilares sanguíneos (la mayoría de las glándulas endocrinas son cordonales) y en las glándulas foliculares, cuya característica es que sus células forman esferas o folículos completamente herméticos, en el centro de los cua- les almacenan el producto de la secreción. Actividad Estudia el corte histológico de una glándula cordonal así como de una glándula folicular y rea- liza el reconocimiento de cada una. En un corte de adrenal identifica los cordones que forman las células epiteliales glandulares. En un corte de tiroides localiza los folículos tiroideos. Las glándulas pueden clasificarse tejido epitelial glandular también de acuerdo con la integridad de las células que la forman al terminar su ciclo secretor; de esta manera, se pue- den encontrar glándulas merocrinas (en las que la integridad permanece intacta al terminar el ciclo secretor), apocrinas (en las que parte de su citoplasma cons- tituye el producto de secreción) y las glándulas holocrinas (en las que el producto de secreción es la totalidad de la célula). Práctica 5 Debido a que los conceptos mencionados se refieren a pro- cesos dinámicos de las células glandulares, en el caso de las glándulas merocrinas, y otras de este tipo, es difícil apreciar en una práctica de rutina el proceso de secreción; sin embargo, en las glándulas holocrinas (como es el caso de las glándulas 53
  53. 53. sebáceas de la piel) y en las apocrinas (como es el caso de la glándula mamaria) es posible observar las células que apenas comienzan el ciclo secretor, así como las células que terminan dicho ciclo. Actividad Estudia un corte histológico de piel para ayudarte en la locali- zación de las glándulas sebáceas (holocrinas) y dibujalas. Estudia un corte histológico de glán- dula mamaria en producción y loca- liza las células que elaboran la secreción láctea (glándulas apocrinas) y dibújalas. tejido epitelial glandular Práctica 5 54
  54. 54. Práctica 6 Tejido conjuntivo ordinario OBJETIVOS 6. Con el microscopio fotónico, identificar los tipos de tejido conjuntivo ordinario que más frecuentemente aparecen en los cortes histológicos. 6.1. Identificar el tejido conjuntivo ordinario laxo areolar. 6.2. Identificar el tejido conjuntivo adiposo. 6.3. Identificar el tejido conjuntivo denso irregular. INTRODUCCIÓN En un corte histológico de cualquier órgano del aparato diges- tivo o del aparato respiratorio, por lo general está presente el tejido epitelial, el tejido conjuntivo y el tejido muscular, oca- sionalmente hay también algunos nervios. En prácticas ante- riores se ha aprendido a identificar el tejido epitelial en sus dos variedades: revestimiento y glandular. En esta práctica se apren- derá a identificar los tipos de tejido conjuntivo ordinario: laxo y denso. Del primero se distinguirán el areolar y el adiposo, mientras que del segundo sólo se estudiará el denso irregular. El tejido conjuntivo se caracteriza por contar con diversos tipos celulares separados por fibras y sustancia fundamentalmente amorfa. La proporción que guardan estos elementos entre sí da lugar a las variedades y subtipos de tejido. 55
  55. 55. El tejido conjuntivo ordinario laxo se diferencia del denso en la cantidad de fibras y sustancia fundamental amorfa que se observa en el espacio intercelular. En el primero es posible apre- ciar tanto fibras como sustancia fundamental amorfa o, mejor dicho, el espacio que estuvo ocupado por la sustancia funda- mental amorfa; en el tejido conjuntivo denso, el espacio intercelular está ocupado casi exclusiva- mente por fibras. Si queremos localizar fácilmente el tejido conjuntivo ordinario laxo en un cor- te de un órgano dado, debemos primero identificar el tejido epitelial. Por lo gene- ral, el tejido que encontramos inmediata- mente por debajo del tejido epitelial es el tejido conjuntivo ordinario laxo areolar. tejido conjuntivo ordinario En un corte de piel se puede encon- trar el tejido conjuntivo ordinario laxo areolar por debajo del epitelio plano estratificado; en un corte de vejiga se le localiza debajo del epi- telio transicional; en un corte de glándula salival es posible ob- servarlo distribuido entre los acinos glandulares y los conductos excretores. Actividad Estudia el corte histológico de piel, identifica el tejido conjuntivo ordinario laxo areolar y dibújalo. El tejido conjuntivo adiposo se encuentra distribuido en todo Práctica 6 el organismo; las células que lo constituyen, las adiposas, son fáciles de identificar mediante las siguientes características: su forma es esférica o poliédrica, su citoplasma está ocupado casi en su totalidad por lípidos, su núcleo es aplanado y aparece despla- zado hacia la periferia. El tejido adiposo formado por este tipo 56
  56. 56. de células, microscópicamente, es de color blanco y se denomina tejido adiposo unilocular. Las células adiposas también pueden presentar un núcleo central y varias esferas pequeñas llenas de lípidos repartidas en el citoplasma. El tejido adiposo constituido por este tipo de células, visto de manera macroscópica, es de color gris y se denomina tejido adiposo multilocular. Los lípidos que contienen las células adiposas –cualquiera que sea el tipo– se disuelven en el alcohol y xilol usados en el procesamiento histológico de rutina, por tejido conjuntivo ordinario lo que estas células pueden observarse como una gran esfera vacía limitada por una delgada porción de citoplasma, o bien, como un conjunto de pequeñas es- feras vacías repartidas en el citoplasma. Además de células adiposas, el tejido conjuntivo adiposo tiene fibras reticulares y en ocasiones se observan células ceba- das dispersas. Actividad Práctica 6 Estudia un corte histológico donde aparezca el tejido adi- poso, identifícalo en la laminilla y haz un dibujo del mismo. 57
  57. 57. Para aprender a identificar el tejido conjuntivo ordinario denso irregular es necesario contar con el corte histológico de un órgano de los denominados compactos o parenquimatosos. El bazo, los linfonodos, el riñón y el hígado son algunos ejem- plos de órganos parenquimatosos. Estos órganos siempre se encuentran limitados en toda su periferia por una cápsula constituida por tejido conjuntivo den- so irregular. Actividad Estudia un corte histológico de linfonodo y uno de bazo, identifi- ca el tejido conjuntivo denso irre- gular y haz un dibujo del mismo. tejido conjuntivo ordinario Práctica 6 58
  58. 58. Práctica 7 Tejido conjuntivo especializado de sostén OBJETIVOS 7. Con el microscopio fotónico, identificar los dos diferen- tes tipos de tejido conjuntivo de sostén. 7.1. Identificar el tejido cartilaginoso hialino, elástico y fibroso. 7.2. Identificar el pericondrio, los grupos isogénicos y la ma- triz cartilaginosa. 7.3. Identificar los diferentes tipos celulares que están presen- tes en el cartílago. 7.4. Identificar el tejido óseo maduro e inmaduro. 7.5. Identificar el periostio, endostio y conductos de la osteona. 7.6. Identificar los diferentes tipos celulares que están presen- tes en el tejido óseo. INTRODUCCIÓN En el tejido conjuntivo especializado de sostén existen dos va- riedades: el tejido cartilaginoso y el tejido óseo. El tejido cartilaginoso incluye a tres tipos: a) cartílago hialino, b) cartíla- go elástico, y c) cartílago fibroso o fibrocartílago. En el cartílago hialino existe una misma proporción de célu- las, fibras y sustancia fundamental. Aunque en éste predominan 59

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