Epidemiologia Anaplasmosis y Babesiosis

Consideraciones sobre la epidemiología de Anaplasmosis y Babesiosis de los bovinos, efecto de la estabilidad enzoótica de hatos
Efraín Benavides Ortiz
DMV., MSc., PhD
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(Benavides, 2008)

Licencia CreativeCommons
(Benavides, 2008)
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(Benavides, 2008)
Introducción
Las condiciones ecológicas del trópico sudamericano proveen un habitat adecuado para la multiplicación de artrópodos vectores (garrapatas, moscas, tábanos y mosquitos) de una serie de enfermedades infecciosas tropicales
Básicamente se trata de Protozoarios y Virus, pero también Ricketsias
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(Benavides, 2008)
Hemoparásitos
Organismos que viven en la sangre y se desarrollan dentro o fuera de los glóbulos rojos. Son transmitidos por vectores artrópodos (moscas y garrapatas)
Evolutivamente habitantes del tubo digestivo del vector, que se adaptaron a las células sanguíneas
La afección primaria aguda se caracteriza por fiebre, anemia e incluso la muerte. El curso clínico luego del contacto inicial y desarrollo de inmunidad generalmente es benigno (Estabilidad enzoótica). Problemas de deposición de complejos inmunes en casos crónicos?
Básicamente Protozoarios, pero también Rickettsias
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(Benavides, 2008)
Hemoparasitismos de los bovinos
Anaplasmosis
Anaplasma marginale
Babesiosis
Babesia bovis - Babesia bigemina
Tripanosomosis
Trypanosoma vivax
Trypanosoma evansi
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(Benavides, 2008)
Distribución de Hemoparásitos y sus Vectores en Colombia
La garrapata se distribuye en áreas inferiores a 2000 msnm
Zonas medias y Cálidas del país
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(Benavides, 2008)
Precipitación Pluvial y Humedad en Colombia
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(Benavides, 2008)
Anaplasmosis y Babesiosis Bovinas en Colombia
Su distribución coincide con la del principal vector, la garrapata Boophilus microplus, hasta aprox. 2000 msnm. (Aumento en altura en últimas décadas)
En caso de Anaplasmosis, donde factores iatrogénicos y moscas juegan un papel importante en la transmisión, hoy la distribución en zonas frías parece ser más amplia que hace varias decadas (30% en estudio de Zipaquirá)
Brotes de enfermedad hemoparasitaria por movilización de animales y posible desarrollo de cepas patógenas locales
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(Benavides, 2008)
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(Benavides, 2008)
Fiebre de Garrapata y Hemoparásitismos
En clima cálido, generalmente existe estabilidad enzoótica (Babesia y Anaplasma), a no ser que el uso de baños garrapaticidas sea muy intenso (Lechería)
Problema en animales introducidos de otras regiones, en este caso pueden haber casos típicos de fiebre de garrapata
Si existen tábanos puede haber transmisión continua de Trypanosoma vivax, causando un síndrome típico en de debilidad y muerte en terneros y aborto en vacas
Diagnóstico de laboratorio, esencial
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(Benavides, 2008)
EpidemiologíaEstabilidad Enzoótica
Situación epidemiológica en la cual, los terneros se infectan a temprana edad y luego de recuperarse del primer contacto con el hemoparásito, se vuelven portadores sanos. A esa edad, los impactos de la infección son menos severos.
El ganado adulto es portador sano.
Introducción de ganado de áreas libres, causa problemas
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(Benavides, 2008)
88%
49%
39%
11%
1%
12%
El fenómeno de estabilidad enzoótica para enfermedades hemoparasitarias del ganado
26%
22%
49%
74%
29%
Donde existen más garrapatas hay menos muertes !!
8%
100%
92%
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(Benavides, 2008)
El ciclo de vida de Babesia bovis
Trofozoitos en GR
Formas sexuales en intestino?
Esquizontes y vermículos en hemolinfa y diversos órganos
Esporozoitos en glándula salival
Diferencias en el estadio trasmisor con Babesia bigemina
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(Benavides, 2008)
Componentes epidemiológicos de la estabilidad enzoótica
Que factores aseguran la perpetuación del organismo en un ecosistema?
Velocidad de transmisión mediada por vectores o transmisión iatrogénica
Conversión a un estado de portador sano, luego de la infección aguda inicial (recuperación)
Pocos efectos clínicos en portadores crónicos
En ganado aparentemente sano es factible encontrar parasitemias con cierta frecuencia
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(Benavides, 2008)
Terminología utilizada en epidemiología de Babesiosis
Similar a la recomendada para Malaria por la OMS (MacDonald, 1950; WHO, 1963) y corresponde con la descrita en el texto original de Mahoney (1969) y de Mahoney & Ross (1972).
Tasa de inoculación: proporción de la población animal que recibe un inóculo infectivo en un día.
Tasa parasitaria: porcentaje de gotas gruesas tomadas de animales tomadas de animales de un grupo etario definido en un momento dado, que resultan positivas para cada especie de parásito (podría asimilarse a la prevalencia).
Incidencia de la parasitemia: porcentaje de gotas gruesas tomadas de animales sobre un período de tiempo definido, que resultan positivas para cada especie de parásito. La incidencia de la parasitemia por grupos de edades se puede obtener cuando gotas gruesas se toman repetidamente por un período extenso de tiempo de animales de grupos de edad definidos.
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(Benavides, 2008)
Terminología (2)
Tasa de recuperación: proporción de una población animal que luego de recibir la infección revierte al estado recuperado en un día. El término recuperado puede tratarse de la pérdida de la parasitemia detectable o a la pérdida de la infección, dependiendo de la situación bajo consideración.
Densidad parasitaria: concentración promedio de parásitos que se encuentra en cualquier serie de observaciones en grupos de animales; se calcula a partir del promedio geométrico de los recuentos parasitarios en el grupo bajo estudio.
Super infección: Nueva infección que ocurre en un huésped, mientras una infección previa con la misma especie de parásito está presente.
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(Benavides, 2008)
Análisis de tasas de infección en enfermedades donde ocurre super-infección
En poblaciones donde la transmisión del parásito es continua, la incidencia observada de infección es el resultado de un balance entre la tasa de adquisición de la infección y la tasa de recuperación de ella. Sí la recuperación natural en los individuos, ocurre más rápido que la adquisición de nuevas infecciones a partir del vector, entonces, la tasa parasitaria no alcanza el 100%, pero se aproxima a un límite inferior (L), el que se define mediante la expresión (1):
donde: h = tasa de inoculación de la infección
r = Tasa de recuperación de una infección simple
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(Benavides, 2008)
Calculo de tasa de inoculación a partir de la parasitemia
Se requiere de observaciones seriadas durante mínimo un año en terneros de diversos grupos de edad, para determinar incidencias parasitarias
La tasa de inoculación (h) se calcula mediante la fórmula (2):
(2)
donde: r = Tasa de recuperación de una infección simple
L = Valores promedio de los límites de incidencia de la parasitemia, calculados mediante la expresión (4)
(3)
donde: t = Edad promedio en la cual se logra la máxima incidencia de parasitemia en días menos 10 (lo que aproximadamente corresponde al período de prepatencia para cada especie de Babesia).
(4)
donde: x = Tasa de parasitemia a la edad de máxima incidencia
L = Se calcula usando los valores observados de x y de t para los diferentes grupos etarios y los valores calculados de r del hato en estudio.
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(Benavides, 2008)
Porcentaje de gotas gruesas positivas a Babesia en diversos grupos de edad a través de un año
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(Benavides, 2008)
Cálculo de la tasa de inoculación a partir de pruebas serológicas
Tasa de inoculación (h)
donde: I = Porcentaje de seroreactores en un grupo de edades dado
t = edad media del grupo corregida en el tiempo que toma el desarrollo de anticuerpos detectables luego de una infección primaria (15 días).
Cada prueba serológica debe valorarse por aparte
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(Benavides, 2008)
Validación ELISA (Cardozo et al., 1997)
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(Benavides, 2008)
Diagnóstico de los Hemoparásitos de Animales Domésticos.Reconocimiento Parasitológico
Directo: Parasitológico
Capacidad de reconocer las diferentes formas parasitarias
Preparación adecuada de frotis sanguíneos
Coloración de Giemsa estandarizada
Gotas Gruesas y frotis capilar
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(Benavides, 2008)
Importancia del Cuadro Hemático en el Diagnóstico de Hemoparásitos
Anemia, Hematocrito
Alteraciones morfológicas de Glóbulos rojos
Presencia de formas infectivas intra o extraeritrociticas
Baja en la totalidad de Glóbulos Rojos
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(Benavides, 2008)
Identificación
45°
Frotis delgado de Sangre
Características:
Cabeza cuerpo y cola
Delgado
Homogéneo
Rápidamente fijado con metanol
Frotis
Sentido de la extensión
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Porqué se requiere una Buena Coloración?
La visualización microscópica y la diferenciación celular en extendidos de sangre o médula ósea ha sido y será de gran importancia en el diagnóstico y pronóstico de muchas enfermedades
El reconocimiento de hemoparásitos requiere de un adecuado contraste, para facilitar su identificación
Para algunos hemoparásitos, la presencia de precipitados, puede entorpecer el diagnóstico
(Benavides, 2008)

(Benavides, 2008)
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La Selección del Tipo de Coloración
La coloración de Giemsa es la más sensitiva de las técnicas para la identificación de parásitos eritrocitarios, incluyendo las especies de Plasmodium y Babesia.
Lo importante es estandarizar la técnica para dar lugar a la diferenciación de los tonos del colorante; esta diferenciación requiere de tiempo en reposo

(Benavides, 2008)
La Coloración Hemacolor
Ventajas del Kit de HemacolorEl Kit Hemacolor contiene:
Resultados comparables con la tinción de Pappenheim
Manipulación simple y rápida
Excelente reproductibilidad
Alto rendimiento
PERO: Podrían no diferenciarse adecuadamente las estructuras parasitarias
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(Benavides, 2008)
Coloración de Giemsa
Recomendaciones
Rectificar pH de Buffer previo a la preparación de la solución de Trabajo
La preparación de la solución de trabajo debe ser realizada inmediatamente antes de la coloración
Realizar un control interno con frecuencia quincenal
No colorear más de 20 láminas en una preparación
Mantener cerrados los recipientes para evitar oxidación
No utilizar colorantes hiperfiltrados
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(Benavides, 2008)
Recomendaciones para la correcta fijación de Extendidos sanguíneos
Metanol
Fijar inmediatamente despues de que el extendido se ha secado
Diferentes métodos de fijación con metanol
Asegurarse que la lámina queda completamente empapada en metanol
En lugares con HR alta secar inmediatamente agitando la lámina o con la ayuda de un secador
Mantener en Recipiente Hermético
No refrigerar
Cambiar de lote de uso continuamente
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(Benavides, 2008)
Campo
GR Totales
GR Parasitados
1

...

20

Totales

Métodos de Cuantificación en Lámina para Hemoparásitos (2)
Anaplasma marginale, Babesia bovis y Babesia bigemina:
Recuento de 20 campos microscopicos así:
En el caso de realizar cálculos para la preparacion de antigenos o estabilizados se cuentan los parasitos encontrados en el campo y no GR parasitados
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(Benavides, 2008)
Anaplasma marginale, Babesia bovis y Babesia bigemina:
Establecimiento de parasitemia
% parasitemia= GRparasitados x 100
GR Totales en 20 campos
Parasitemia = RTGRx 1012/L X %Parasitemia
100
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(Benavides, 2008)
Trypanosoma vivax:
En 100 Glóbulos blancos se establece el total de Trypanosomas observados
Teniendo en cuenta el Recuento Total de Glóbulos Bancos obtenidos en el animal, se determina la parasitemia
Establecimiento de parasitemia:
parasitemia= RTBGx109/L X Tryps obs en 100 GB
100
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(Benavides, 2008)
Criterios de Interpretación Diagnóstica para Casos Agudos de Enfermedad Hemoparasitaria en Bovinos Adultos, Regiones Enzoóticas
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(Benavides, 2008)
Gota de sangre mediana
Extendida en forma circular con portaobjetos
Fijación al calor moderado 10 minutos
Deshemoglobinización con Agua corriente
Fijación con Metanol
Coloración con Giemsa
Gota Gruesa
Gota
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(Benavides, 2008)
Diagnóstico de Babesiosis
Diagnóstico indirecto: Serológico
Prueba Inmunofluorescencia Indirecta
Antígeno Caracterizado
Preparación de láminas de referencia
Dispendiosa
Prueba Inmunoenzimática Competitiva (ELISA)
Anticuerpos monoclonales específicos
Proteína Recombinante
Kits específicos para diversas especies de Babesia
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(Benavides, 2008)
Trypanosomosis, Diagnóstico
Directo, Parasitológico
Prueba de Woo (diferenciación de especies)
Gota gruesa y frotis sanguíneos
Gota pendiente o gota fresca
Inoculación en ratón
Prueba PCR vivax, evansi
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(Benavides, 2008)
Haematocrit centrifugation technique (HCT), o Prueba de Woo
Tomar la muestra de sangre periférica; Punta de la cola o un corte en la oreja.
Recolectar directamente en un capilar heparinizado.
Tapar un extremo y centrifugar durante 10 minutos.Examinar motilidad a 10X o 40X.
Cortar el tubo justo por encima de las células incluyendo el "buffy coat”.
Expandir el buffy coat en un portaobjetos y
examinar a x400 aumentos.
Diferenciar T. vivax por comportamiento.
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(Benavides, 2008)
Morfología diferencial deT. vivax y de T. evansi
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(Benavides, 2008)
Tripanosomas, Diagnóstico serológico
Diagnóstico Indirecto, Serológico
Inmunofluorescencia Indirecta
Requerimiento de antígeno específico
Dispendiosa
Prueba Inmunoenzimática
Separación de Trypanosomas
Factibilidad de proceso de alto número de muestras
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Recomendación Final
Evalúe cuidadosamente de forma rutinaria, la calidad de sus coloraciones
Escoja la coloración que le brinde una mayor reproducibilidad en sus resultados, acorde a los objetivos de su actividad Wrght, Giemsa, Hemacolor?
En lo posible utilice láminas positivas reconocidas (Como?)
(Benavides, 2008)
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(Benavides, 2008)
Manejo Integrado de Plagas (MIP) para el Control de Parásitos.
El concepto MIP fue desarrollado primariamente para el Control de Plagas de cultivos agrícolas, pero se ha adaptado para Parásitos del Ganado. Implica el uso conjunto dediversas herramientas y estrategias Químicas y No Químicasde Control, para lograr la mayor eficiencia en su combinación, manteniendo los parásitos a niveles inferiores a su umbral de daño, minimizando el uso de químicos.
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(Benavides, 2008)
Esquemas MIP de Control ParasitarioAcorde al Grupo de Trabajo en Resistencia Parasitaria FAO
“Combinación de diferentes medios de control parasitario, de manera que se reduzcan efectivamente las poblaciones parasitarias y se minimice el desarrollo de resistencia parasitaria, aplicable a:
El control de una especie de parásito
El control de dos o más especies de parásitos que coexisten en el huésped
El control de una o más especies de parásitos, integrando aspectos socioeconómicos de las prácticas de manejo y las particularidades del sistema de producción.”
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(Benavides, 2008)
Modelo de la Dinámica Poblacional para Agentes Infecciosos en un Hato de Doble Propósito
TORO
VACAS HORRAS
HATO DE ORDEÑO
TERNERAJE
NOVILLAS DE
REEMPLAZO
T. DESTETOS
TERNERAS DE
LEVANTE
NOVILLOS ENG
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(Benavides, 2008)
Elección de Estrategias de Control de Anaplasmosis y Babesiosis en áreas Enzoóticas
SE DEBEN TENER EN CUENTA LOS SIGUIENTES FACTORES:
Sistema de producción, raza, valor de cada animal, margen de rentabilidad esperado
Disponibilidad de recursos e infraestructura para implementar el programa de control. Incluye:
Tanques, bañaderas, bombas, etc.
Transporte y combustibles
Maquinaria y mano de obra
Lawrence y de Vos (1990)
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(Benavides, 2008)
Elección de Estrategias de Control de Anaplasmosis y Babesiosis en áreas Enzoóticas(2)
ADEMAS:
Disponibilidad de fondos para compra de acaricidas y su eficacia
Disponibilidad de vacuna contra ranillas, segura, confiable y eficaz
Disponibilidad de infraestructura organizativa para seguir el programa de control desde el nivel regional
Estabilidad ecológica del ganado y poblaciones de garrapatas
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(Benavides, 2008)
Estrategias para El Control Integradode Anaplasmosis y Babesiosis en áreas Enzoóticas
ERRADICACION?
Erradicación de garrapatas sin inmunización (Hm)
Debe evitarse re-introducción de ectoparásitos
Tal vez solo recomendable en ganado estabulado
Erradicación de garrapatas con inmunización (Hm)
Erradicación ? (solo posible en regiones marginales)
El ganado debe estar protegido contra una posible re-infestación
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(Benavides, 2008)
Estrategias para El Control Integradode Anaplasmosis y Babesiosis en áreas Enzoóticas (2)
CONTROL
Reducción de garrapatas con inmunización
Estrategia menos costosa y dispendiosa
Inmunización protege al ganado contra enfermedad clínica
Reducción de garrapatas sin inmunización
Debe hacerse de manera estratégica para asegurar un estado de estabilidad enzoótica
No control
Requiere uso de ganado adaptado y resistente
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(Benavides, 2008)
En Resumen: Control de Anaplasmosis y Babesiosis
Control de garrapatas
Erradicación ? (solo posible en regiones marginales)
Control intensivo (Causa inestabilidad enzoótica)
Control estratégico
requiere conocer dinámica poblacional
busca mantener transmisión hemoparásitos
trata de evitar pérdidas por garrapatas
Control de Hematozoarios
Vacunación o Quimioprofilaxis
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(Benavides, 2008)
Métodos Disponibles para el Control de Anaplasmosis y Babesiosis (2)
Inmunización
Vacunas vivas (atenuadas, irradiadas, dosis mínima infectiva)
(refrigeración vs. congelación)
Vacunas no vivas ( biotecnología?)
Quimioprofilaxis
Imidocarb (B.bovis 4sem, B.big 8 sem)
Diminazene (B.big, 2 sem)
Tetraciclinas?
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(Benavides, 2008)
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(Benavides, 2008)
Anabasan®
El proyecto cooperativo y la vacuna son un excelente ejemplo de la coooperación exitosa entre la Industria y CORPOICA
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(Benavides, 2008)
El Control y la Prevención de la Trypanosomosis (Situación Colombiana)
Disminuir Velocidad de Trasmisión.
Control de Vectores - Tábanos
Conocimiento de la Biología de vector
No químico, basado en uso de trampas
Identificación de Portadores.
Sintomatología: Portadores vs casos clínicos
Diagnóstico de Laboratorio. Prueba de Woo.
Tratamiento Curativo o Profiláctico?
Depende de la Epidemiología
Disponibilidad de tipos de fármacos
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(Benavides, 2008)
El Rol de la Ecología en el Diseño de Planes de Control de la Garrapata del Ganado (ejemplo)
ECOLOGIA
ENDECTOCIDAS
ACARICIDAS
DISEÑO DE
ESTRATEGIAS
DE CONTROL
DETERMINACION
DEL DAÑO
CAUSADO
VACUNAS
ANTIGARRAPATAS
ROTACION Y
DESCANSO
DE PRADERAS
GANADO
RESISTENTE
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(Benavides, 2008)
Actores y Relaciones requeridos en la implantación de un esquema MIP para el Control Parasitario.
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(Benavides, 2008)
Fin de la presentaciónAgradezco su amable atención
Email: ebenavid@etb.net.co
| ebuenavid@yahoo.com
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(Benavides, 2008)
Agradezco sinceramente su Amable Atención y estaré complacido de atender sus inquietudes.
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Epidemiologia Anaplasmosis y Babesiosis

by Efrain Benavides

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